$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
In condizioni patologiche, le microglia attivate - macrofagi cerebrali specializzati - aiutano a eliminare gli agenti patogeni e i detriti cellulari. Queste microglia esprimono recettori unici che le differenziano dagli altri macrofagi.
Per isolare la microglia, iniziare con una coltura di cellule cerebrali derivata da pesce zebra transgenico, che esprime specifiche molecole fluorescenti in diversi tipi di cellule.
La coltura contiene una miscela di neuroni - che esprimono la fluorescenza rossa, macrofagi - che esprimono la fluorescenza verde e microglia non fluorescenti.
Ora, aggiungi un reagente bloccante e incuba la coltura con agitazione intermittente. Il reagente bloccante si lega ai siti non specifici sulle cellule e riduce il segnale di fondo.
Quindi, aggiungere gli anticorpi primari e incubare. Questi anticorpi si legano a specifici recettori espressi sulla superficie della microglia.
Centrifugare la coltura e rimuovere il surnatante contenente anticorpi non legati. Risospendere il pellet di cella in un mezzo nuovo.
Successivamente, aggiungere anticorpi secondari coniugati con colorante fluorescente e incubare. Questi anticorpi si legano agli anticorpi primari e conferiscono un colore rosso al complesso microglia-anticorpo.
Centrifugare la coltura e rimuovere gli anticorpi non legati. Risospendere il pellet in un mezzo nuovo.
Filtrare le celle per rimuovere eventuali detriti.
Utilizzando un selezionatore di cellule attivato fluorescente o FACS, ordina la popolazione di cellule microgliali in base alle dimensioni e alla fluorescenza delle cellule.
La microglia isolata può essere utilizzata per ulteriori applicazioni.
Per immunocolorare la microglia, utilizzare 0,3 millilitri di Media A più il 2% di NGS per risospendere il pellet cellulare. Quindi, dividere le cellule in tre provette da 1,5 millilitri: una per le cellule non colorate per misurare l'autofluorescenza, una per misurare il legame non specifico di un anticorpo secondario alla microglia e una terza come test.
A tutte le provette, aggiungere l'1% di bassa endotossina, priva di azide (LEAF) per bloccare le interazioni CD16/CD32 con il dominio Fc delle immunoglobuline. Quindi, incubare le cellule per 10 minuti con una leggera agitazione ogni 5 minuti.
Successivamente, alla terza provetta, aggiungere l'anticorpo 4C4 e incubarlo per 30 minuti agitando delicatamente ogni 10 minuti. Quindi, centrifugare i tubi a 300 x g e 4 gradi Celsius per 10 minuti.
Dopo aver scartato il surnatante, lavare il pellet una volta con 0,5 millilitri di Media A più il 2% di NGS prima di girare nuovamente i tubi. Risospendere il pellet cellulare con 0,5 millilitri di Media A più il 2% di NGS, quindi aggiungere l'1% di LEAF e incubare le cellule per 10 minuti con una leggera agitazione ogni 5 minuti.
Alle provette 2 e 3, aggiungere gli anticorpi secondari e posizionare le provette al buio. Dopo aver girato le provette e scartato il surnatante, utilizzare 0,5 millilitri di Media A più il 2% di NGS per lavare i campioni due volte, quindi risospendere i pellet cellulari con 1 millilitro di Media A più il 2% di NGS.
Far passare la sospensione cellulare attraverso un tappo di filtro cellulare da 35 micron e trasferirla in provette FACS fredde da 5 millimetri su ghiaccio al riparo dalla luce. Infine, eseguire lo smistamento FACS e l'estrazione dell'RNA secondo il protocollo di testo.