Name: Un modello di asfissia neonatale suina (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Scopri un modello di asfissia neonatale suina per studiare le modifiche emodinamiche sistemiche e regionali durante l'asfissia e la rianimazione. Questo metodo fornisce dati traslazionali per la terapia neonatale.

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Gli autori desiderano ringraziare il Canadian Institutes of Health Research (MOP53116) e Alberta Heritage Foundation for Medical Research per la sovvenzione di funzionamento e del fondo stabilimento, rispettivamente, per sostenere lo sviluppo di questo modello sperimentale.

1. Anestesia <ol><li> Impostare la portata della macchina anestetica a 2l/min. Collegare lo scarico di aspirazione di vuoto. </li><li> Carica maschera viso con gas anestetico (isoflurano) al 5% (~ 3 min). </li><li> Suinetti appena nati saranno indotti per via inalatoria con isoflurano 5% in ossigeno al 100% (~ 3 min). </li><li> Mantenere l'anestesia al 2-3% del isoflurano. Regolazione fine Isoflurane da 0,5% a seconda dei casi, tuttavia, può variare da 0,5 a 5% a seconda delle condizioni di maialini. </li><li> Una volta che l'accesso vascolare è stata stabilita, l'anestesia inalatoria può essere commutato anestesia endovenosa con fentanyl (5-50 mcg / kg / h) e midazolam (200-500 mcg / kg / h) infusioni. Pancuronium (50-100 mcg / kg / h), può essere richiesto di controllare i movimenti eccessivi durante l'intervento chirurgico, mentre la capacità di osservare lo stato dell'animale è conservato per la registrazione dei farmaci anestetici. </li><li> Il maialino è monitorato da pulsossimetria (percutanea di ossigeno saturation al 95-100%) e l'ECG (frequenza cardiaca a 130-170 battiti / min). </li><li> Temperatura rettale Il maialino è mantenuta a 38-40 ° C con coperta termica e più caldo radiante. </li><li> Lo stato anestetico di maialino viene regolarmente valutata per tutto il periodo sperimentale utilizzando neurologici (diametro pupillare, lacrimazione, movimenti del corpo), comportamentali (agitazione), cardiovascolare (tachicardia e ipertensione) e respiratorio (tachipnea) i parametri a seconda dei casi. Paralisi minima è dato. Precedenti esperienze di anestesia per i suinetti con e senza paralisi sarebbe utile per la valutazione. </li><li> Il protocollo è un non-sopravvivenza procedura con euthanization dell'animale alla fine dell'esperimento con una overdose di pentobarbital (100 mg / kg) per via endovenosa. </li></ol> 2. Posizionamento chirurgico di cateteri vascolari all'inguine (Figura 1) <ol><li> Fai un lungo 2-3cm incisione a livello inguinale destra. </li><li> Dissect 1 cm di venoso femorale destra e 1cm right arteria femorale. Metti due 3-0 stringhe attorno ad ogni nave. </li><li> Diritto cateterismo venoso femorale: Legare il distale della vena. Inserire un catetere Argyle (3.5 o 5 francese, a doppio lume) (Covidien, Mansfield, MA) a 15 cm e questo luogo presso l'atrio destro. Tie entrambe le stringhe per fissare il catetere. Il catetere può essere utilizzato per la manutenzione e fluido di infusione di farmaci (porta secondaria) e venosa centrale / destra misurazione della pressione atriale (porta primaria). </li><li> Diritto cateterismo arterioso femorale: Legare il distale dell'arteria. Sollevare la stringa prossimale per arrestare il flusso di sangue. Inserire un catetere Argyle (3.5 o 5 Francese, a lume singolo) a 5cm. Questo metterà il catetere arterioso alla infra-renale dell'aorta per la misura continua della pressione arteriosa media e prelievo di sangue. Tie entrambe le stringhe per fissare il catetere. </li><li> Chiudere la pelle. </li></ol> 3. Stabilire ventilazione meccanica (Figura 2) <ol><li> Fai un lungo 2-3cm orizzontaleincisione nel collo. </li><li> Staccare ed esporre 1 cm di trachea. Mettere due stringhe 1-0 intorno alla trachea. </li><li> Inserire un tubo endotracheale (3.0 o 3.5) a 1 centimetro in trachea. Connettersi a un ventilatore e iniziare la ventilazione meccanica. Fissare il tubo endotracheale. </li><li> Sezionare ed esporre la carotide comune. Restringere la nave con una sonda ad ultrasuoni flusso del tempo di transito (o 2SB 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) per misurare in continuo il flusso di sangue. </li></ol> 4. Posizionamento di sonde di flusso alla mesenterica superiore (Figura 3) e renale sinistra (Figura 4) arterie <ol><li> Dosi di fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) sono necessari prima della incisione cutanea. </li><li> Fai un lungo sottocostale fianco di incisione e con attenzione sezionare strati muscolari. </li><li> Esporre l'aorta addominale. </li><li> Ridurre al minimo la manipolazione vascolare (vasospasmo) e lesioni linfatico. </li><li> Dissect 0,5-1cm arteria mesenterica superiore emettere una sonda di flusso Transonic (3SB) intorno ad esso. </li><li> Dissect 0,5-1cm arteria renale sinistra e mettere una sonda di flusso Transonic (2SB) intorno ad esso. </li><li> Chiudere la pelle e fissare la sonda di flusso. </li></ol> 5. Posizionamento del catetere arterioso polmonare (Figura 5) e portata della sonda (Figura 6) <ol><li> Dosi di fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) sono necessari prima della incisione cutanea. </li><li> Lie l'animale nella posizione di laterale destro. </li><li> Toracotomia sinistra al 4 ° spazio intercostale. </li><li> Attenzione per l'arteria mammaria interna e la vena, legare se necessario. </li><li> Usare un tampone dentale per premere il polmone sinistro e aumentare l'ossigeno, se necessario. </li><li> Aprire il pericardio. </li><li> Identificare il dotto arterioso che va da l'arteria polmonare all'aorta. </li><li> Dotto arterioso può essere legato mettendo una clip o da una spessa "3-O di seta" legame alla sua origine. </li><li> Libera la principale arteria polmonare e passaggio avfionda ascular usando una spessa cravatta "0". </li><li> Eseguire una stringa borsa (5-0 prolene) sutura alla base per l'inserimento di catetere in arteria polmonare. </li><li> Inserire un catetere venoso 20G (con tre fori laterali inferiori a 1 cm dalla punta del catetere) attraverso la stringa borsa per un massimo di 1 cm. </li><li> Verificare la presenza di libero flusso di sangue venoso. </li><li> Connettersi a trasduttore di pressione, verificare la presenza di pressione arteriosa polmonare e la forma d'onda. </li><li> Stringere la stringa borsa e fissare il catetere polmonare. </li><li> Posizionare una sonda Transonic flusso (6SB) attorno alla principale arteria polmonare. </li><li> Inserire gel per ultrasuoni tra la sonda di flusso e l'arteria per consentire trasduzione del segnale ottimale. </li><li> Coprire la ferita con garza umida soluzione fisiologica. </li></ol> 6. L'ipossia e riossigenazione protocollo <ol><li> Diminuire la concentrazione inspirata di ossigeno al 10% aumentando la concentrazione di gas azoto inalato per indurre ipossiemia. </li><li> Regolare l'ossigeno inspiratoconcentrazione tra il 10% e il 15% per ottenere una PaO2 di 20-40 mmHg o SaO2 del 30-40% per 2h. </li><li> Eseguire l'analisi del sangue arterioso per valutare PaCO2 e regolare la velocità del ventilatore di conseguenza. </li><li> Con l'induzione di ipossiemia, la prima ora è dedicata costantemente indurre una tachicardia (e della gittata cardiaca) risposta. </li><li> Continuare a monitorare i cambiamenti del flusso sanguigno alla carotide comune, mesenterica superiore e sinistra arterie renali. </li><li> Durante la seconda ora di ipossia, lo stress ipossico è aumentato a uscita costantemente inferiore cardiaca al 30-40% della linea di base, la pressione arteriosa media a 30-35 mmHg e pH arterioso 6,95-7,05. </li><li> Stress ipossico può essere terminato prematuramente o prorogato di 15 min a seconda dei casi. </li><li> Aumenta la concentrazione di ossigeno inspirato bruscamente al 100% interrompendo bruscamente gas di azoto, pur continuando ossigeno puro. </li><li> Monitorare la gittata cardiaca, la pressione arteriosa media e di altri emodinamica parametri per un rapido recupero. </li><li> Rianimazione con il 100% di ossigeno può essere continuato per 0.5h. Dopo questo periodo di tempo, di ridurre la concentrazione di ossigeno inspirato rapidamente al 21%. </li><li> Continuare riossigenazione con il 21% di ossigeno per il restante periodo di esperimento. La concentrazione di ossigeno inspirato può essere titolato al 25%, se necessario. </li><li> Boli Fluid da 10 ml di soluzione di lattato / kg di Ringer può essere necessario a seconda dei casi durante il periodo di sperimentazione. Il suo uso deve essere protocolized. </li></ol> 7. Rappresentante dei risultati: L'induzione di ipossiemia nel suinetto neonato sulla prima ora di ipossia dovrebbe aumentare la portata cardiaca (flusso arterioso polmonare) al 120% -130% del valore basale (Figura 7A) e frequenza cardiaca (Figura 7B). In genere, la gittata cardiaca raggiunge il suo picco di compensazione tra il primo e il 1h 0.5h di ipossia. Inoltre, il flusso di sangue dovrebbe diventare centralizzata con conseguente diminuzione meperfusione senteric e renale, ma una preservata comune o un aumento del flusso arterioso carotideo (Figura 8). Durante la seconda ora di ipossia, vi è una costante diminuzione della gittata cardiaca, di ipotensione (Figura 9A), rallentamento della frequenza cardiaca con o senza aritmia verificato. L'ipossia dovrebbe indurre ipertensione polmonare con un aumento della pressione arteriosa polmonare (Figura 9B), che talvolta può abbassare in finale 30 minuti di ipossia al diminuire della gittata cardiaca. Su rianimazione, tutti i parametri emodinamici si recupera immediatamente al basale normossica, tranne per il flusso sanguigno renale che recupera gradualmente la prima ora di riossigenazione. Tuttavia, i parametri emodinamici soprattutto per la gittata cardiaca e la pressione arteriosa media peggiorerà gradualmente il primo 2 ore della riossigenazione a circa il 70-75% del basale normossia e 35-45 mmHg, rispettivamente. Questo cardiovascolare dysfunction è almeno in parte per miocardio terapie cardiovascolari mozzafiato e garantisce di supporto quali vasoattivo e agenti inotropi. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: incisione inguinale con il posizionamento di cateteri femorali arteriose e venose <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: incisione del collo con il posizionamento di un tubo endotracheale e una sonda di flusso intorno alla carotide comune <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3"> Figura 3: incisione Fianco con l'isolamento dell'arteria mesenterica superiore <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 4"> Figura 4: incisione Fianco con l'isolamento di sinistra dell'arteria renale <img alt="Figura 5" src='"/' files> Figura 5: toracotomia con il posizionamento del catetere in arteria polmonare <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 6"> Figura 6: toracotomia con l'inserimento di una sonda di flusso Transonic intorno principale arteria polmonare <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 7"> Figura 7: variazioni temporali in (A), la gittata cardiaca (flusso arterioso polmonare) e (B) la frequenza cardiaca durante l'ipossia e riossigenazione <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 8"> Figura 8: variazioni temporali del flusso sanguigno a (A) carotide comune, (B) e mesenterica superiore (C) delle arterie renali sinistra durante ipossia e riossigenazione <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 9"> Figura 9: temporalevariazioni (A) pressione arteriosa media e (B) la pressione arteriosa polmonare durante l'ipossia e riossigenazione

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</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

L&#39;attuale protocollo sperimentale ha un vantaggio per esaminare i cambiamenti sistemici e regionali emodinamici nei soggetti neonatale durante il processo di ipossia e riossigenazione. Possiamo anche esaminare l&#39;effetto relativo di interventi utilizzati per migliorare la funzione cardiovascolare durante il recupero. Noi e altri hanno riportato l&#39;esperienza e risultati nello studio di asfissia neonatale quanto riguarda gli effetti cardiovascolari in 1, polmonare 2, neurologica 3,</s...

un modello di asfissia neonatale suina

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Ogni anno più di 1 milione di neonati muoiono in tutto il mondo in relazione alla asfissia. Neonati asfittici hanno comunemente insufficienza multi-organo tra cui ipotensione, deficit di perfusione, encefalopatia ipossico-ischemica, ipertensione polmonare, enterocolite alterazioni vasculopatiche, insufficienza renale e complicazioni tromboemboliche. I modelli animali sono stati sviluppati per aiutarci a capire la fisiopatologia e la farmacologia di asfissia neonatale. In confronto a roditori e gli agnelli appena nato, il maialino appena nato ha dimostrato di essere un modello valido. Il maialino neonato ha diversi vantaggi tra cui lo sviluppo simile a quello di 36-38 settimane feto umano di sistemi a casse comparabili, dimensione del corpo di grandi dimensioni (~ 1,5-2 kg alla nascita), che permette la strumentazione e il controllo degli animali e controlla le variabili confondenti di ipossia e alterazioni emodinamiche. Noi qui descrivono un protocollo sperimentale per simulare asfissia neonatale e ci permettono di esaminare la systemicrofono e regionali modificazioni emodinamiche durante il processo asfissiante e riossigenazione nonché i rispettivi effetti di interventi. Inoltre, il modello ha il vantaggio di studiare multi-organo o disfunzione simultaneamente e l&#39;interazione con i diversi sistemi dell&#39;organismo. Il modello sperimentale è un non-sopravvivenza procedura che comporta la strumentazione chirurgica dei suinetti neonati (1-3 pulcini di un giorno e di 1,5-2,5 kg di peso, razza mista) per consentire la creazione di ventilazione meccanica, vascolare (arterioso e venoso centrale) a e il posizionamento di cateteri e sonde di flusso Transonic (Inc.) per il monitoraggio continuo della pressione intra-vascolare e del flusso sanguigno attraverso le arterie differenti compreso polmonare principale, carotide comune, mesenterica superiore e sinistro arterie renali. L&#39;utilizzo di questi chirurgicamente suinetti strumentati, dopo la stabilizzazione per 30-60 minuti, come definiti dalla variazione Z &lt;10% dei parametri emodinamici ed emogasanalisi normali, abbiamo varato un protocollo sperimentaledi grave ipossiemia che è indotto tramite normocapnic ipossia alveolare. Il maialino è ventilato con 10-15% di ossigeno aumentando la concentrazione di gas azoto inalato per 2h, mirando saturazione arteriosa di ossigeno del 30-40%. Questo grado di ipossiemia produrrà asfissia clinica con grave acidosi metabolica, ipotensione sistemica e shock cardiogeno con ipoperfusione agli organi vitali. L&#39;ipossia è seguita da riossigenazione con il 100% di ossigeno per 0.5h e quindi 21% di ossigeno per 3,5 ore. Interventi farmacologici possono essere introdotte a tempo debito e loro effetti studiato in cieco, randomizzati a blocchi della moda.

Modelli animali di grandi dimensioni hanno buoni valori di traslazione nell&#39;esame della fisiologia e farmacologia di asfissia neonatale. Utilizzando suinetti appena nati, sviluppiamo un protocollo sperimentale per simulare asfissia neonatale che presenta i vantaggi di studiare l&#39;emodinamica sistemica e regionali, trasporti ossigeno con vie biochimiche e patologiche e correlazioni.

Un modello di asfissia neonatale suina

Ogni anno, a livello mondiale, più di 1 milione di neonati muore a causa di asfissia. I neonati asfissiati presentano comunemente un'insufficienza multiorgano che include l'ipotensione, ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è esaminare i cambiamenti emodinamici sistemici e regionali che si verificano durante i processi di asfissia e riossigenazione e gli effetti rispettivi di interventi applicabili. Questo viene raggiunto innanzitutto preparando chirurgicamente l'animale con cateteri vascolari, tracheali, mesenterici carotidi, renali e polmonari per l'induzione e il monitoraggio dell'ipossia. Successivamente viene indotta un'ipossia alveolare, che provoca una grave ipossiemia producendo asfissia clinica nell'animale.Infine, il processo ipossico viene interrotto bruscamente dopo due ore mediante ri-ossigenazione dell'animale con ossigeno al 100% per 30 minuti e successivamente con ossigeno al 21% per 3,5 ore, simulando il risanamento di un neonato asfittico. Questo metodo può essere utilizzato per monitorare lo sviluppo progressivo di uno shock cardiogeno, ipotensione e grave acidosi metabolica che si verificano in risposta a due ore di ipossia severa. Le implicazioni di questa tecnica si estendono alla terapia dell'asfissia neonatale, data la fedele simulazione dell'asfissia in un contesto clinico, conferendo un significativo valore traslazionale ai dati raccolti.Di norma, le persone alle prime armi con questo metodo incontreranno difficoltà a causa delle sfide tecniche legate all'intervento chirurgico e delle conoscenze mediche necessarie per eseguire le manovre di riossigenazione dopo ipossia. Nel video, il dottor David Bacon mostrerà la procedura insieme al dottor Rich Dip Gill, uno studente laureato del Laboratorio di Neuroscienze. Il protocollo qui mostrato è una procedura non sopravvivenza.Monitorare la saturazione di ossigeno e i segni vitali del suino nato anestetizzato mediante pulsossimetria e monitoraggio cardiopolmonare, rispettivamente. Mantenere la temperatura rettale tra 38 e 40 gradi Celsius utilizzando una coperta riscaldata e un riscaldatore a raggi infrarossi. Per preparare l'animale al posizionamento dei cateteri vascolari, effettuare un'incisione lunga da due a tre centimetri.Nell'inguine destro, dissezionare un centimetro dell'arteria femorale destra e un centimetro della vena femorale destra. Posizionare 2 3 0 fili intorno a ciascun vaso per la cateterizzazione venosa femorale destra. Legare l'estremità distale della vena.Inserire un catetere a motivi scozzesi fino a 15 centimetri. Posizionare il catetere nell'atrio destro. Legare entrambi i fili per fissare il catetere durante la cateterizzazione arteriosa femorale destra.Legare l'estremit&agrave; distale dell'arteria. Sollevare il laccio prossimale per interrompere il flusso sanguigno. Inserire un catetere di Argyle fino a cinque centimetri, posizionando il catetere arterioso nell'aorta infrarenale per la misurazione continua della pressione arteriosa media e il prelievo ematico.Quindi annodare entrambi i fili per fissare il catetere e chiudere la cute. Per preparare l'animale alla ventilazione meccanica, praticare un'incisione orizzontale lunga da due a tre centimetri nel collo. Dopo aver dissezionato ed esposto un centimetro di trachea, posizionare 2 1 0 fili intorno alla trachea.Successivamente, inserire un tubo endotracheale di calibro tre zero per un centimetro nella trachea. Collegare il tubo a un ventilatore ed avviare la ventilazione meccanica. Legare i lacci di calibro uno zero per fissare il tubo endotracheale.Dopo aver dissezionato ed esposto l'arteria carotide comune, circondare il vaso con una sonda ecografica di flusso ad ultrasuoni a tempo di transito RB per misurare in modo continuo il flusso sanguigno. Dopo aver somministrato all'animale un'ulteriore dose di anestetico, posizionare l'animale in decubito laterale destro ed eseguire un'ampia incisione sottocostale nel fianco, dissezionando con attenzione i piani muscolari. Successivamente, esporre l'aorta addominale, minimizzando la manipolazione vascolare e i danni linfatici.Ora dissezionare da 0,5 a un centimetro dell'arteria mesenterica superiore e posizionare intorno un flussimetro transonico da 3 SB. Successivamente, dissezionare da 0,5 a un centimetro dell'arteria renale sinistra e posizionare intorno un flussimetro transonico da 2 SB. Quindi chiudere la cute e fissare il flussimetro con nastro adesivo, se necessario.Dopo aver somministrato al suino un'anestesia aggiuntiva ed eseguito una toracotomia nello spazio intercostale sinistro quarto, utilizzare un batuffolo dentale per comprimere il polmone sinistro e aumentare l'ossigeno secondo necessità. Sebbene il posizionamento del catetere arterioso polmonare e della sonda di flusso rappresentino le parti più difficili della procedura sperimentale, la localizzazione del dotto arterioso pervio è importante per l'utilizzo del flusso arterioso polmonare come surrogato della gittata cardiaca. Pertanto, un'attenzione particolare ai seguenti passaggi porterà a una simulazione più accurata dell'ipossia clinica.Quindi aprire il pericardio. Identificare il dotto arterioso, che si estende dall'aorta all'arteria polmonare. Il dotto arterioso può essere legato posizionando un laccio di seta spessa tre zero alla sua origine.Successivamente, liberare l'arteria polmonare principale e quindi passare un laccio vascolare sotto l'arteria utilizzando un filo di sutura di calibro zero spesso. Poi utilizzare una sutura in polipropilene calibro cinque zero alla base dell'arteria per creare un foro guidatore per il posizionamento del catetere nell'arteria polmonare. Ora prendere un'angiocannula da 20 gauge con tre fori laterali posti a meno di un centimetro dalla punta del catetere ed inserirla attraverso il foro guidatore fino a un massimo di un centimetro.Quindi verificare la presenza di flusso libero di sangue venoso nel catetere. Collegare il catetere al trasduttore di pressione e controllare la pressione e l'onda pressoria dell'arteria polmonare. Successivamente, stringere il punto di sutura a borsa per fissare il catetere polmonare.Quindi posizionare una sonda a flusso transonico da sei SB attorno all'arteria polmonare principale. Infine, applicare del gel ultrasonico tra la sonda di flusso e l'arteria per consentire una trasduzione del segnale ottimale e coprire la ferita con garza saline umida per indurre ipossia. Ridurre la concentrazione di ossigeno inspirato al 12% aumentando la concentrazione di gas azoto inalato.Quindi regolare la concentrazione di ossigeno inspirato tra il 10 e il 15% per ottenere una pressione parziale arteriosa di ossigeno compresa tra 20 e 40 millimetri di mercurio e una saturazione arteriosa di ossigeno del 30-40% per due ore. Successivamente, eseguire un'analisi del sangue arterioso per valutare la pressione parziale arteriosa di anidride carbonica e regolare di conseguenza la frequenza del ventilatore. Continuare a monitorare eventuali variazioni del flusso ematico a livello delle arterie carotide comune, mesenterica superiore e renale sinistra.Nel corso della seconda ora di ipossia, aumentare lo stress ipossico fino a ridurre costantemente la gittata cardiaca al 30-40% della pressione arteriosa media basale, portandola a 30-35 millimetri di mercurio, e il pH arterioso a 6,95-7,05. Aumentare bruscamente la concentrazione di ossigeno inspirato al 100% interrompendo l'erogazione di azoto e continuando a somministrare ossigeno puro. Osservare il recupero marcato della gittata cardiaca, della pressione arteriosa media e degli altri parametri emodinamici.Continuare la rianimazione con ossigeno al 100% per mezz'ora a partire da questo intervallo di tempo. Ridurre rapidamente la concentrazione di ossigeno inspirato al 21%. L'induzione di ipossiemia nel suinoletto durante la prima ora di ipossia determina un aumento della gittata cardiaca o del flusso arterioso polmonare dal 130% al 140% rispetto ai valori basali. Tipicamente, la gittata cardiaca raggiunge il massimo di compensazione tra i primi 30 e 60 minuti di ipossia.Si osserva anche un aumento della frequenza cardiaca durante l'ipossia. Il flusso ematico diventa successivamente più centrale, con conseguente riduzione della perfusione mesenterica e renale. Allo stesso tempo, durante la seconda ora di ipossia si osserva un flusso arterioso carotideo comune conservato o aumentato.Si osserva una diminuzione costante della gittata cardiaca, lo sviluppo di ipotensione e un rallentamento della frequenza cardiaca con o senza aritmia. L'ipossia induce inoltre un'ipotensione polmonare con aumento della pressione arteriosa polmonare, come mostrato in quest'ultima figura. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come monitorare e misurare in modo continuo lo stato emodinamico sistemico e regionale in un suinoletto neonato.Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 75 minuti se si segue correttamente la procedura. Altri metodi, come il posizionamento di sensori di radicali liberi nella corteccia cerebrale, possono essere effettuati per rispondere ad ulteriori domande, ad esempio: qual è il ruolo della generazione di radicali liberi nell'encefalopatia ipossico-ischemica?

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