Name: Sviluppo sessuale e scarico in ascospore Fusarium graminearum /em (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Impara a generare e manipolare lo sviluppo delle peritecie e lo scarico di ascospore in Fusarium graminearum. Questo metodo permette di indurre la riproduzione sessuata, valutare i progenie ricombinanti e selezionare mutanti per studi genetici avanzati.

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Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento della National Science Foundation (MCB-0.923.794 a FT).

1. Produrre periteci <ol><li> Centro carota agar inoculare 10 in un piatto diam 6,0 centimetri Petri con un ceppo di F. fertile graminearum (Consiglia PH-1). </li><li> Luogo inoculato piatti sotto brillanti luci fluorescenti a temperatura ambiente (18-24 ° C) e lasciar crescere fino micelio ha raggiunto il bordo esterno del piatto Petri (3-5 giorni). Luci fluorescenti per la casa commerciali funzionano bene per stimolare la formazione del corpo fruttifero e di scarico. </li><li> Rimuovere delicatamente il micelio aereo con uno stuzzicadenti sterile. </li><li> Distribuire 1,0 ml 2,5% Tween 60 aq alla superficie con un hockeystick vetro sterile o estremità arrotondata di una bacchetta di vetro sterile. </li><li> Torna piastre alla luce. Non aggiungere Parafilm alle piastre. </li><li> Dopo 24 ore, la superficie delle piastre dovrebbe avere un aspetto brillante. Se miceli riappare, superficie raschiare e riapplicare Tween-60 soluzione. </li><li> Osservare lo sviluppo di periteci la prossima settimana. Le fasi intermedie diperithecium sviluppo può essere raccolto da delicatamente raschiatura della superficie del agar e flash congelati per estrazione di RNA (Figura 1). </li><li> Spore mature si accumulano sul coperchio della piastra di giorno 7. Inizialmente queste saranno visibili sotto un microscopio per dissezione, ma di giorno 9, che si sono accumulati a densità sufficiente in modo da essere visibili a occhio nudo. </li></ol> 2. Ascospore scarico Assay <ol><li> Il giorno 6 dopo l&#39;applicazione della soluzione di Tween, tagliare un cerchio di diametro 1 cm dal agar con un piralide legno. In alternativa, un bisturi può essere usato per rimuovere un segmento di dimensioni analoghe. Il cerchio può essere tagliati a metà e ciascuna metà posta su un vetrino per microscopio. </li><li> Orientare i pezzi così la superficie contenente i corpi fruttiferi è perpendicolare alla superficie della slitta, e le spore vengono sparati lungo la lunghezza della slitta. </li><li> Mettere il vetrino in una camera umida per tutta la notte sotto le luci. Le spore si accumulano sullala slitta ed essere visibile ad occhio nudo la mattina seguente (figura 2). </li><li> Spore accumulate possono essere lavati dal vetrino con acqua e quantificati se lo si desidera. </li><li> Potenziali inibitori scarico ascospora può essere saggiata aggiungendoli alla parte posteriore del blocco agar durante l&#39;assemblaggio del saggio. Alcuni inibitori del canale ionico che riducono scarico sono stati precedentemente esaminati con questa tecnica 15. </li></ol> 3. Generazione di Progeny ricombinante <ol><li> Avviare attraversare inoculando agar di carote con due ceppi di F. graminearum (uno Nit + e uno nit-), ponendo i punti di inoculazione su lati opposti della piastra di Petri. </li><li> Dopo aver riempito la ife superficie, raschiare porzione aerea e applicare Tween-60 soluzione come descritto sopra. Utilizzare un marcatore notare sul lato della piastra Petri dove ife incontrano. </li><li> Torna culture alla luce e incubare fino periteci hanno sviluppato, e hanno cirrhi esserepistola a formare dal periteci lungo l&#39;intersezione tra le due culture. </li><li> Sotto il microscopio da dissezione, mettono in visualizzare il periteci lungo l&#39;intersezione delle due culture. L&#39;utilizzo di un pin insetto, sterilizzato e immerso in acqua sterile, toccare un cirrhus lungo questo confine con la punta del perno. L&#39;umidità del perno dovrebbe consentire alle cirrhus ad attaccarsi al perno. </li><li> Lavare la punta del perno con i cirrhus su di esso in 200 microlitri di acqua sterile in un tubo Eppendorf a lavare le spore. </li><li> Flame il perno, si inumidire di nuovo e scegliere un altro cirrhus. Molto 10-15 cirrhi, e posizionare ciascuno in un tubo separato di acqua. </li><li> Brevemente i tubi vortex in sospensione cirrhi. </li><li> Rimuovere 60 pl di sospensione di spore con una pipetta e posto sul terreno MMTS 1 in una capsula Petri cm 9. Stendere con una mazza da hockey sterile. La sospensione di spore rimanente può essere conservato a 4 ° C per una settimana e ripiastrate se necessario. </li><li> IncubaTE a temperatura ambiente (luce non necessaria) per 3-5 giorni fino colonie molto piccole (Figura 3). Ci saranno due tipi di fenotipi tra le colonie. I nit-colonie avrà ife rada di colonie + il NIT. Cirrhi da ricombinante periteci mostrerà entrambi i fenotipi di colonie in proporzione approssimativamente uguale. Gettare le piastre con colonie di solo un fenotipo singolo su di loro. Si noti che a volte più di due fenotipi risultare a causa della segregazione di altri fattori. </li><li> Spostare colonie V8 o agar carota per lo stoccaggio. Colonie di test su Agar Dox Czapek (le nit di ceppi non cresce su Dox Czapek) e su PDA con clorato (0,5 M clorato di potassio, i ceppi + Nit non crescono su PDA con Clorato) per confermare il fenotipo corretta. Esaminare queste colonie per le qualità desiderate. </li></ol> 4. Risultati rappresentativi Produrre periteci L&#39;obiettivo è quello di avere un prato diperiteci senza miceli o spore apparenti. La superficie della coltura sarà simile a velluto nero (Figura 1). A 24 ore dopo l&#39;applicazione di Tween superficie del agar dovrebbe avere una leggera lucentezza. Se miceli riapparire, poi la targa non può essere stato raschiato a sufficienza per indurre lo sviluppo perithecium. Ascospore di scarico Fornire sempre nel vostro test diversi blocchi di agar dal ceppo di tipo selvatico. Se questi non vengono attivati, quindi sia i periteci sono troppo giovani o troppo vecchi. Se sono troppo vecchio, quindi ife numerosi apparirà sulla superficie della cultura dando una tonalità biancastra. Se questo non è il caso, essi possono essere troppo giovane, e il saggio deve essere nuovamente processato in 24 ore. Di tanto in tanto, le culture non si scaricano bene, e l&#39;esperimento dovrà essere ripetuto. Assicurati di eseguire il test in base alle condizioni di luce adeguate. Progenie ricombinante <p class="jove_content"Periteci&gt; ricombinante dovrebbero costituire la maggior parte dei periteci lungo l&#39;intersezione tra i due ceppi. Noi di solito processo 10 cirrhi da una croce e almeno 4-6 di questi dovrebbe essere ricombinante. Molto raramente, una mutazione impedisce che un ceppo di accoppiamento. Se uno dei genitori ha un fenotipo aberrante crescita, quindi più di 2 fenotipi possono essere presenti tra le colonie MMTS. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3895/3895fig1.jpg" /> Figura 1. Fasi di sviluppo perithecium su agar carota. Sinistra, 72 h dopo l&#39;applicazione di Tween. Nota pigmento rosso e periteci giovanissimo visibile come grani nere sulla superficie. A destra, a 144 h, periteci maturi si sono formate. Nota quasi completa assenza di miceli superficiale in entrambe le culture. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3895/3895fig2.jpg" /> Figura 2. Scarico saggio. L&#39;arancio spina agar carota è orientata in modo thaspore t forzatamente scaricate dal periteci maturo sulla sua superficie può accumularsi sulla superficie del vetrino. 15 ore tempo di accumulo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3895/3895fig3.jpg" /> Figura 3. Le differenze di crescita tra + e Nit nit-colonie sul terreno selettivo MMTS. I nit-colonie (punte di freccia) sono più piccoli. Le colonie + NIT (frecce) mostrano una crescita robusta. Fotografia scattata dopo 7 giorni.

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</ol>

Non abbiamo nulla da rivelare.

F. graminearum è particolarmente adatto per lo studio di sviluppo fruttificazione corpo grazie alla disponibilità di una ben annotato genoma ( <a href="http://mips.helmholtz-muenchen.de/genre/proj/FGDB/">mips.helmholtz-muenchen.de/genre/proj/FGDB /</a> , 4), e la disponibilità di un Affymetrix, basato microarray 6. Questo ha facilitato la capacità di identificare i geni importanti per lo scarico ascospore 7,11,3. I metodi qui presentati permetteranno al ricercatore di concentrarsi su un insieme discreto di stadi di sviluppo e le funzioni per l&#39;analisi genetica dei corpi fruttiferi di F. graminearum. I metodi sono inoltre facilmente adattabili a funghi correlati che possono essere indotte a frutta in coltura, e può essere utilizzato come standard per lo sviluppo in una varietà di tipi fruttiferi altri fungine corpo. La capacità di valutare un fenotipo spore di cottura può essere sottile nelle specie in cui spore sono piccole e difficili da vedere, come <em&gt; F. graminearum. La raccolta di spore su un vetrino pulito facilita sia la valutazione visiva, e la valutazione quantitativa, in quanto le spore possono essere lavati dal vetrino e quantificato. Alcune specie fungine producono una mucillagine che circonda la loro spore e le spore non possono essere risciacquata, ma devono essere contati al microscopio che restano sulla slitta. Abbiamo trovato che questo è vero di Sclerotinia sclerotiorum.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reattivo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Fusarium graminearum ceppo PH-1 </td><td> Fungina Genetica archivi Center, Kansas </td><td> FGSC 9075 </td></tr><tr><td> Tween 60 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P1629 </td></tr><tr><td> Dox Agar Czapek di </td><td> Difco, Becton Dickinson </td><td> 233810 </td></tr><tr><td> Clorato di potassio </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 255572 </td></tr></tbody></table>

sviluppo sessuale e scarico in ascospore fusarium graminearum</em

Sexual Development and Ascospore Discharge in Fusarium graminearum

Fusarium graminearum è diventato un sistema modello per gli studi nello sviluppo e la patogenicità dei funghi filamentosi. F. graminearum più facilmente produce corpi fruttiferi, detti periteci, su agar carota. Periteci contengono numerosi tipi di tessuti, prodotti in determinate fasi dello sviluppo perithecium. Questi includono (in ordine di apparizione) formazione delle iniziali perithecium (che dà luogo a ife ascogenous), il muro esterno, paraphyses (miceli sterili che occupano il centro della perithecium fino al ASCI sviluppo), l&#39;ASCI, e le ascospore all&#39;interno aschi 14. Lo sviluppo di ciascuno di questi tessuti è separato da circa 24 ore ed è stata la base di studi trascrittomica durante lo sviluppo sessuale 12,8. Fare riferimento alla Hallen et al. (2007) per una descrizione più approfondita di sviluppo, comprese le fotografie di ogni tappa. Qui vi presentiamo i metodi per la generazione e la raccolta sincronamente lo sviluppo di prati di periteci per gli studi temporali di regolazione genica, sviluppo e processi fisiologici. Sebbene questi metodi sono scritti specificamente per essere utilizzato con F. graminearum, le tecniche possono essere utilizzate per una varietà di altri funghi, purché fruttificazione può essere indotta in coltura e vi è una certa sincronia di sviluppo. Di recente abbiamo adattato questo protocollo per studiare lo sviluppo sessuale di F. verticillioides. Anche se periteci individuo deve essere raccolte a mano in questa specie, a causa di un prato in via di sviluppo periteci non poteva essere indotta, il processo ha funzionato bene per lo studio dello sviluppo (Sikhakolli e Trail, inedito). La funzione più importante di corpi fruttiferi fungini è la dispersione delle spore. In molte delle specie di Ascomycota (asco produrre funghi), spore vengono sparati da asco, a causa della generazione di pressione all&#39;interno del turgore asco, guida espulsione di spore (e fluido epiplasmic) attraverso l&#39;pori nella punta asco 2,7. I nostri studi di scarico forzato ascospore hanno portato allo sviluppo di un &quot;test di scarico spore&quot;, che usiamo per lo screening di mutazioni nel processo. Qui vi presentiamo i dettagli di questo test. F. graminearum è homothallic, e quindi possono formare corpi fruttiferi in assenza di un partner compatibile. Il vantaggio di homothallism è che la traversata non è necessario generare prole omozigote per un carattere particolare, un aspetto che ha facilitato lo studio dello sviluppo sessuale in questa specie 14,7. Tuttavia, heterothallic ceppi sono stati generati che possono essere utilizzati per l&#39;attraversamento 5,9. È anche possibile attraversare ceppi homothallic ottenere mutanti dei geni diversi in un unico ceppo 1. Questo viene fatto coinoculating un piatto Petri con 2 ceppi. Lungo il punto di incontro, la maggioranza dei periteci sarà ricombinante (fornita una mutazione in uno dei ceppi madri non inibisceincroci). Con l&#39;età periteci, trasudano ascospore in massa, invece di forza li scarica. L&#39;essudato spore risultante (chiamato cirrhus) si trova sulla punta del perithecium e può essere facilmente rimossa per il recupero di spore individuali. Qui vi presentiamo un protocollo per facilitare l&#39;identificazione dei periteci ricombinante e il recupero della progenie ricombinante.

Croci sessuali e isolamento della progenie ricombinante sono strumenti di ricerca importanti per il fungo filamentoso,<em&gt; Fusarium graminearum</em&gt;, Le tecniche necessarie successo svolgere questi processi sono presentati.

Sviluppo sessuale e scarico in ascospore Fusarium graminearum</em

*Fusarium graminearum* è diventato un sistema modello per gli studi sullo sviluppo e sulla patogenicità dei funghi filamentosi. *F. graminearum* produce più facilmente...

L'obiettivo generale di questa procedura è imparare come indurre e manipolare lo sviluppo delle parathesia e stimolare il rilascio di APO in coltura. Questo viene ottenuto innanzitutto inducendo una crescita attiva della coltura per avviare lo sviluppo sessuale. Il secondo passaggio consiste nel sottoporre a saggio il rilascio attivo delle spore, quindi vengono generate parathesia ricombinanti.L'ultimo passaggio consiste nel valutare la progenie per i fenotipi che indicano se il ricombinamento è avvenuto o meno. In definitiva, i risultati possono essere utilizzati per selezionare mutanti nello sviluppo sessuale o per generare multiple mutazioni all'interno di un ceppo. La dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale poiché i passaggi sono difficili da descrivere e, sebbene semplici, devono essere eseguiti con precisione per ottenere un'ottimale espulsione delle spore e una produzione costante di paratesi.Iniziare inoculando al centro un trapano di carota in una piastra di Petri da sei centimetri con una ceppa fertile di *F. graminearum*. Incubare le piastre inoculate sotto illuminazione fluorescente standard intensa a temperatura ambiente.Lasciare crescere i funghi per tre-cinque giorni fino a quando il micelio ha raggiunto il bordo esterno della piastra. Sotto cappa, raschiare delicatamente la superficie della coltura con lo stecchino sterile per rimuovere i miceli aerei.Quindi applicare un millilitro di tensioattivo alla coclea e strofinare sulla superficie con l'estremità curva o rigonfia di una bacchetta di vetro sterile. Senza applicare perfil. Rimettere le piastre nuovamente sotto le luci.Dopo 24 ore, la superficie delle piastre dovrebbe presentare un aspetto lucente. Se ricompaiono delle ife, raschiare nuovamente la superficie, riapplicare la soluzione di Tween 60 e esporre le piastre alla luce per ulteriori 24 ore. Osservare ora lo sviluppo della paratesi per una settimana.Le paratie giovani sono visibili come granuli neri sulla superficie dell'elica. Rispetto alle paratie mature, dovrebbe esserci quasi nessun micelio superficiale.Entro il settimo giorno, spore mature si accumulano sul coperchio della piastra e, entro il nono giorno, le spore sono così dense da essere visibili senza ingrandimento. Per raccogliere la fase intermedia, delicatamente raschiare la superficie dell'elica con un bisturi e trasferire le paratesi in una provetta criogenica. La provetta può quindi essere congelata rapidamente per l'estrazione di RNA sei giorni dopo l'applicazione del tensioattivo.Tagliare un cerchio del diametro di un centimetro dal tassello con un trapano a mano, un succhiello o un bisturi. Dividere il cerchio a metà e montare le due metà su un vetrino da microscopio, orientando i pezzi in modo che la superficie contenente i corpi fruttiferi sia perpendicolare alla superficie del vetrino e che le spore vengano espulse lungo la lunghezza del vetrino. In questo momento, se si desidera utilizzare un inibitore delle acrospore, applicarlo sul retro del blocco del tassello.Questa tecnica può essere utilizzata per analizzare sostanze chimiche alla ricerca di inibitori dell'espulsione e per esaminare mutanti genetici privi della capacità di espellere spore; abbiamo eseguito con successo entrambe le analisi. Incubare ora il vetrino durante la notte in una semplice camera umidificata a temperatura ambiente illuminata. Mentre i corpi fruttiferi fuoriescono, le spore si accumulano sul vetrino e saranno visibili al mattino.Gli spori accumulati possono ora essere lavati dalla vetrata e raccolti in una piastra pulita per essere quantificati. Iniziare allestendo un incrocio genetico tra due ceppi di f gramine arum inoculandoli su lati opposti di una piastra di Petri contenente agar di carota. Come descritto in precedenza, coltivare i funghi fino a quando gli ifi hanno riempito la superficie.Staccare le porzioni aeree ed applicare T in soluzione 60. In questa situazione, segnare la piastra nel punto in cui gli ifi si incontrano. Reintrodurre le colture in luce e incubarle per circa sette giorni, fino a quando si saranno sviluppate le paratesi e inizieranno a formarsi i Siri dalle paratesi lungo l'intersezione tra le colture.Questa tecnica può essere utilizzata per combinare più mutazioni in un unico ceppo. Vale inoltre la pena notare che sia knit plus che knit minus possono essere selezionati, rendendo questo un marcatore selezionabile molto utile. Al microscopio stereoscopico, portare in vista la paratestia lungo l'intersezione dei due ceppi.Quindi individuare l'occhio sear. Immergere ora un ago per insetti sterilizzato in acqua sterile e toccare con l'ago una formazione sierosa presente al confine tra le colture. Le SRI dovrebbero aderire all'umidità dell'ago.Quindi risciacquare la punta del perno in 200 microlitri di acqua sterile contenuti in un tubo microcentrifuga da 1,5 millilitri. Passare il perno alla fiamma, inumidirlo nuovamente e prelevare un altro sru. Prelevare da tre a cinque Siri e trasferirli tutti in un tubo separato.Ora vortexare brevemente. Ogni provetta contenente Siri in sospensione per ogni provetta. Distribuire 60 microlitri di sospensione di spore su una piastra di Petri da nove millimetri.Con mezzo MMTS, incubare le piastre a temperatura ambiente con o senza luce e conservare la sospensione di spore rimanente a quattro gradi Celsius per un massimo di una settimana. Dopo tre-cinque giorni, appaiono sulla piastra colonie molto piccole. Un fenotipo può essere valutato al microscopio.Le colonie negative di knit avranno un'ipifia più rada rispetto alle colonie positive di knit. Scartare le piastre che presentano soltanto uno dei fenotipi. I Siri derivanti dalla paraestesia ricombinante mostrano entrambi i fenotipi coloniali in proporzione approssimativamente uguale.Conservare queste piastre. A volte si osservano altri fenotipi a causa della segregazione di altri fattori, come ad esempio colonie intermedie tra knit positivo e knit negativo; ai fini della conservazione, trasferire le colonie dalle piastre ricombinanti su una piastra di estratto di V eight o su una piastra di agar carota per proseguire lo studio. Analizzare gli altri fenotipi seminando le colonie su agar Chap X dock e su piastre con PDA contenente clorato. Le paratie sono cresciute formando un tappeto simile a velluto nero, senza alcun micelio né spore.24 ore dopo l'applicazione del tween, la superficie dell'archimede presentava un leggero alone lucido. Se le micelio fossero ricomparse, la piastra potrebbe non essere stata raschiata a sufficienza da indurre lo sviluppo della parastesia. Diversi blocchi di archimede con corpi fruttiferi provenienti da un ceppo di tipo selvatico sono stati predisposti per far spargere le loro spore su vetrini da osservare.È stata preparata un'illuminazione adeguata per l'induzione della bioluminescenza. I parathesia troppo giovani o troppo vecchi spesso non emettevano luce. Quando erano troppo vecchi, numerose ife apparivano sulla superficie della coltura, conferendole un aspetto biancastro.Quando troppo giovani, i corpi fruttiferi non si sono sviluppati, e l'esperimento è stato ripetuto. 24 ore dopo, quando sono stati raccolti 10 Siri da un incrocio, almeno sei erano tipicamente ricombinanti, come determinato da una combinazione di fenotipi knit negativi e knit positivi. Molto raramente, una mutazione impediva a un ceppo di accoppiarsi.Se uno dei genitori presentava un fenotipo di crescita evidente, allora erano presenti più di due fenotipi tra le colonie su MMTS. Quando si esegue questa procedura, è importante ricordare di iniziare con una coltura ben mantenuta e non trasferita in modo sequenziale nel tempo. Iniziare sempre con una coltura ottenuta da una scorta stabile congelata.

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Per studiare i processi di sviluppo delle ascospore in Gibberella zeae, una procedura per la raccolta in condizioni di sterilità è girato in modo da generare il massimo livello di informazioni per la descrizione del protocollo. Ciò dovrebbe facilitare la riproducibilità dell'esperimento, un aspetto cruciale quando è piena genoma test profilo di espressione attuazione.

Gibberella zeae ascospore di produzione e di raccolta di esperimenti di microarray.

La devastazione delle colture di cereali da semi-infezione funghi ha spinto numerosi sforzi di ricerca per comprendere meglio le interazioni pianta-patogeno. Per studiare le interazioni semi-fungine in un ambiente di laboratorio, abbiamo sviluppato un metodo affidabile per la quantificazione della riproduzione fungina, la biomassa, e la contaminazione da micotossine mediante biotest del kernel.

Quantificazione di colonizzazione fungina, sporogenesi, e la produzione di micotossine Uso Bioassays Kernel

Forniamo un metodo di base riproducibile per la microscopia a lungo termine del ciclo di vita sessuale del lievito di fissione. Con i piccoli aggiustamenti descritti, il protocollo presentato consente di concentrare la ricerca su diverse fasi del processo riproduttivo.

Microscopia di lievito di fissione del ciclo di vita sessuale

I problemi nell'elaborazione di campioni biologici per l'osservazione al microscopio elettronico a scansione includono il collasso cellulare, il trattamento di campioni provenienti da microambienti umidi e la distruzione cellulare. Qui vengono compilati e dettagliati protocolli a basso costo e relativamente rapidi, adatti alla preparazione di campioni impegnativi come meristemi floreali, cisti di oomiceti e funghi (Agaricales).

Microscopia elettronica a scansione (SEM) Protocolli per problematico Plant, oomicete, e campioni fungine

Qui presentiamo un protocollo basato sul sistema di esca del verme della farina (Tenebrio molitor) che è stato utilizzato per isolare e selezionare funghi entomopatogeni (EPF) da campioni di suolo. Una formula efficace del numero di conidi (ECN) viene utilizzata per selezionare EPF ad alta tolleranza allo stress in base alle caratteristiche fisiologiche per il controllo microbico dei parassiti sul campo.

Isolamento e selezione di funghi entomopatogeni da campioni di suolo e valutazione della virulenza fungina contro gli insetti nocivi

Questo protocollo è un metodo efficace e veloce per coltivare lieviti e la muffa Aspergillus fumigatus da grandi serie di campioni di terreno in appena 7 giorni. I metodi possono essere facilmente modificati per adattarsi a una gamma di mezzi di incubazione e temperature necessarie per gli esperimenti.

Isolamento di lieviti e muffe coltivabili dai terreni per studiare la struttura della popolazione fungina

Questo manoscritto descrive in dettaglio un protocollo di inoculazione ottimizzato che utilizza guaine fogliari di mais staccate per studi citologici, fisiologici e molecolari riproducibili delle interazioni del mais con i patogeni fungini delle piante. Le guaine fogliari facilitano l'osservazione in tempo reale delle interazioni cellulari tra la pianta vivente e il fungo nei tessuti non fissati.

Guaine di mais staccate per l'imaging su cellule vive dell'infezione da patogeni fungini del mais fogliare

Qui presentiamo un protocollo di base per l'induzione dell'accoppiamento di P. blakesleeanus .

Incroci sessuali con il Mucoromicete Phycomyces blakesleeanus

Mammaria cellule tumorali che esprimono luciferasi sono impiantato per via sottocutanea nei topi ed è visualizzato mediante imaging ottico per monitorare la crescita e lo sviluppo del tumore non invasivo in uno studio longitudinale.

In vivo Bioluminescent Imaging dei tumori mammari che usano lo spettro IVIS

Tecnica necessaria per visualizzare il cuore pulsante di larve e...

Visualizzare il cuore pulsante di Drosophila</em

Impara a generare e manipolare lo sviluppo delle peritecie e lo scarico di ascospore in Fusarium graminearum. Questo metodo permette di indurre la riproduzione sessuata, valutare i progenie ricombinanti e selezionare mutanti per studi genetici avanzati.

Sviluppo sessuale e scarico in ascospore Fusarium graminearum

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