Name: Bioassay Electroantennographic come strumento di screening per Volatili piante ospiti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 43 s
Description: Scopri l'analisi elettroantenografica per lo screening rapido di volatili vegetali con Amyelois transitella. Questo metodo identifica componenti bioattivi per studi comportamentali e strategie di gestione dei parassiti.

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Questa ricerca è stata condotta sotto USDA-ARS CRIS Progetto 5325-42000-037-00D e con i risultati di CRADA 58-3K95-7-1198 e TFCA 58-5325-8-419. Gli autori ringraziano Suterra per il dono della (Z, Z) -11,13-hexadecadienal, B. Higbee per le discussioni produttive, e J. Baker per l&#39;assistenza tecnica.

1. Preparazione di sostanze volatili Riconosciuto dalla pianta ospite per EAG Screening <ol><li> Dopo l&#39;identificazione e l&#39;autenticazione appropriato di tutti i volatili mediante GC-MS, eseguire l&#39;analisi EAG soffio di ogni volatili disponibili. Lo screening iniziale può essere un numero basso di replica risposte antennali (N = 3-5) per ciascun sesso, al fine di ottenere una indicazione di chemoreceptivity relativa in un breve lasso di tempo (Tabella 1). </li><li> Preparare una soluzione di ogni volatili ad una mg / mL concentrazione 5 in pentano. Sigillare ermeticamente e conservare in frigorifero fino al momento del campione per l&#39;uso immediato (ad esempio, acetofenone, densità = 1,03 g / mL, volume = (0,005 g/1.03 g / mL) x 1,000 = 4,85 microlitri di acetofenone in un pallone 1,0 ml e diluire a 1,0 mL con pentano). </li><li> Poco prima dell&#39;analisi EAG, rimuovere fiale contenenti il ​​5 mg / ml concentrazione di sostanze volatili da testare e permettono di riscaldare a temperatura ambiente. Nel frattempo, l&#39;etichetta del numero corretto di pipette Pasteurcorrispondono a ciascuna volatili da testare, e avvolgere un piccolo pezzo di parafilm (ca. 15 x 15 mm) sopra la punta della pipetta. Per i primi 10 pipette di screening di stimolo (N = 4 per ogni maschio e femmina) vengono caricati in caso di cattiva preparazione o altro ostacolo imprevisto. </li><li> Utilizzando un paio di pinzette, piegare leggermente il disco saggio biologico in mezzo per facilitare il posizionamento nella pipetta, poi parzialmente inserire il disco piegato nel grande fine della pipetta in modo che ca. 2-3 millimetri del disco sono esposti. Allineare le pipette etichettati e preparata in un contenitore rack. </li><li> Utilizzando una pipetta o siringa, caricare 10 L (50 pg) di soluzione volatile su ciascun disco e consentire 2 minuti prima di passare completamente inserire dischi nella pipetta. Una volta caricato, immediatamente sigillare l&#39;estremità della pipetta con parafilm (ca. 15 x 30 mm). La quantità di stimolo volatile per essere caricati e gonfio è molto probabile che variano a seconda delle specie di insetti. </li><li> Seguendo lo stesso protocollo notato sopra per preparare i controllicomprendono in ogni analisi. Per il carico negativo di controllo 10 microlitri di appena pentano su ogni disco, attendere 2 minuti, caricare nella pipetta etichetta e sigillo. Per il controllo positivo, caricare 10 L (50 mg) sul disco, attendere 2 minuti, il carico nella pipetta etichetta, e sigillare con parafilm. </li><li> La vitalità della preparazione insetto antennale molto probabile che variano a seconda delle specie, ma abbiamo scoperto che Amyelois transitella antenne tipicamente rimanere attivi e coerente per&gt; 30 minuti dopo l&#39;escissione utilizzando il protocollo descritto. Questa quantità di tempo generalmente consentire fino a 4-10 volatili campioni da valutare. Tabella 2 fornisce un esempio di tempi e sequenze. </li></ol> 2. Preparazione delle antenne degli insetti per l&#39;EAG Bioassay <ol><li> L&#39;obiettivo di questo esperimento è EAG analisi, quindi, l&#39;ipotesi che ogni investigatore avrà accesso a insetti allevati in modo appropriato. </li><li> Per questo esperimento studieremo 3-4 giorni olod, accoppiati falene maschio e femmina. Falene individuali vengono trasferiti in un piccolo, con coperchio, contenitore di plastica il giorno di analisi. Immediatamente prima della prova biologica, la falena da testare viene trasferito a capofitto in un apparato di supporto (ad esempio, a base di vari consigli pipettatori di plastica) e sicuro da dietro. La manipolazione del insetto può essere visto sotto un basso consumo stereo-microscopio per facilitare escissione. </li><li> Antenne sono preso in giro con filo di punta strumento. Il titolare forcella, con un piccolo film di gel dell&#39;elettrodo, viene posto in prossimità per il trasferimento rapido di antenne. La prima antenna viene asportato mediante forbici micro e sulla forcella, assicurando la base dell&#39;antenna è posto sul non-rosso porzione della forcella (l&#39;elettrodo di massa indifferente). Un set timer per 10 minuti viene avviato e la seconda antenna viene asportato e posizionato vicino alla prima antenna con le due basi sullo stesso lato della forcella. </li><li> In alternativa, le antenne possono essere lasciati sicurezza all&#39;interno del holdinTubo g, asportato, quindi delicatamente rimosso dal tra il tubo e l&#39;insetto con un filo a punta utensile con una piccola quantità di gel sul fondo. </li><li> Antenne vengono controllati per garantire la base e la punta sono immersi in gel dell&#39;elettrodo e bolle sono presenti nel gel. Le estremità / suggerimenti può essere tagliata per garantire la piena esposizione al gel per elettrodi. Si dovrebbe essere utilizzato per garantire che la parte restante di ciascuna antenna non è coperto con gel, garantendo così la massima area superficiale antennale è esposta al soffio. </li><li> La forcella adeguatamente trattata viene poi inserita nella sonda pre-amplificatore e mantenuto sotto un flusso costante di aria umidificata a 200 mL / min per il tempo rimanente del periodo di attesa di 10 minuti. Il tempo di accise e EAG tempi di inizio sono noti (Tabella 2) e 30 secondi prima del soffio primo stimolo, la pipetta contenente il controllo positivo viene sigillata e posta in cui il supporto viene regolata per dirigere aria / sfoglia flusso 2-3 mm dal il prepped antenne. </li><li> Dopo ogni esperiiment, le falene di prova sono sacrificati in un ambiente di ghiaccio secco e ben disposti. </li><li> Falene femminili sono sezionati per verificare lo stato di accoppiamento. Maschi conviventi si presume che siano accoppiati. </li></ol> 3. EAG protocollo per i singoli componenti <ol><li> Risposte antennali sono registrati tramite il software incluso AutoSpike con lo strumento EAG Syntech. La configurazione nella scheda Proprietà AutoSpike per il canale con la sonda EAG è impostato su una frequenza di campionamento di 106,7, NO alla rettifica, e un filtro di 0-42 Hz. Per la scheda Filter, il filtro EAG è acceso e il basso-cutoff è impostata a 0,1 Hz. </li><li> Sbuffi di stimolo sono 1-2 secondi di durata. Un timer impostato per 1 minuto viene avviato dopo ogni puff. </li><li> La pipetta prossimo test volatile è sigillata e posta nel supporto. La sequenza di volatili prove, randomizzati fra corre per garantire che non composti di prova costante seguire un altro test volatile, viene quindi seguita (ad esempio, Tabella 2) accuratamente allowing 1 minuto tra sbuffi. </li><li> Per facilitare la facilità di leggere le risposte EAG, porzioni di governanti sono posti sullo schermo del computer e il livello di base all&#39;apice del segnale di deflessione verso il basso viene misurata in mm e registrato su un foglio di dati (ad esempio, per l&#39;impostazione 5 mV, 33 mm = 2,5 mV). Il software ha la capacità di riproduzione delle registrazioni salvate per analisi future. Conversione di millimetro a uno mV o mV di ampiezza viene eseguita in un secondo momento l&#39;analisi dei dati. </li><li> Dopo la sfoglia finale controllo positivo (ad esempio, record # 12) viene somministrato, le antenne sono rimossi, la forcella viene pulita con un etanolo saturo pulire e lasciati asciugare prima dell&#39;uso successivo. </li><li> Per aumentare il throughput dei saggi, l&#39;asportazione della prossima serie di antenne può essere avviato da un personale di laboratorio secondo circa 10 minuti prima della fine della sperimentazione in corso - dopo il quarto soffio, la seconda prova volatile l&#39;esperimento in corso, come da tabella 2. Ciò consentirà for l&#39;inizio del successivo esperimento direttamente dopo la fine dell&#39;esperimento attuali. </li><li> Maggiore il numero di repliche (su antenne differente) possono essere eseguite su composti di interesse per fornire ulteriore validazione statistica. </li></ol> 4. Un esempio di analisi EAG di miscele o di altre matrici (Tabella 3) <ol><li> Successivamente, i rapporti e dei volumi delle due miscele terziarie (3 componenti miscele) sono calcolati per fornire un esempio di combinazione di sostanze volatili scatenanti risposte EAG elevati (Tabella 4). I calcoli sono per alcuni rapporti di base, un rapporto 1:1:1 molare di α-humulene: 2-undecanone: 2-feniletanolo e quindi confrontando ad un rapporto seconda miscela di 1:2:4. </li><li> Utilizzando protocolli simili descritto in precedenza, le miscele vengono preparate e etichettati pipette Pasteur vengono caricati insieme con i necessari controlli positivi e negativi. </li><li> I campioni di volatili sono gonfiati attraverso antenne maschile e femminile e le risposte vengono misurate e loggatoun foglio di dati (Tabella 3). </li></ol> 5. Risultati rappresentativi Per orangeworm ombelico femminile le impostazioni vengono utilizzati i seguenti: 2 sbuffi secondo, 10 volte seconda registrazione, 10 seconda finestra, e 5 di scala mV. Una flessione negativa è la risposta tipica, ma il valore assoluto viene registrato (ad esempio, -3400 mV deflessione viene registrato come 3400 mV). Una risposta relativamente debole della preparazione per il controllo positivo viene scartato. Figura 1 fornisce una rappresentazione grafica di una scarsa risposta al controllo positivo orangeworm ombelico. Ad esempio di un risultato scarso controllo, la risposta media femmina antenne a acetofenone è tipicamente ca. 2600 mV (figura 2), se la preparazione solo ha dato una risposta di ca. 1300 mV si sarebbe essere scartato e un&#39;altra coppia di antenne prepped. Allo stesso modo, la risposta media maschile (Z, Z) -11,13-hexadecadienal era Typically 3000 mV, quindi, qualsiasi risposta meno di 1.500 mV è stato scartato in genere. Il controllo positivo all&#39;inizio e alla fine di ciascun esperimento fornisce inoltre informazioni relative alla condizione delle antenne. Una regola pratica seguiamo per lo screening rapido è se la risposta antennale al soffio del post-controllo (record # 12, tabella 2) o è inferiore al 75% del 1 ° soffio del pre-controllo (record # 1 , Tabella 2) o inferiore al 2 ° soffio del pre-controllo (record # 2, Tabella 2) allora l&#39;esperimento non viene utilizzato nell&#39;analisi dei dati a causa di possibile degradazione del prep (Figura 3). Un esempio della prima regola del pollice sarebbe record # 1 = 2730 mV e record # 12 = 1680 mV, e la seconda regola del pollice se il record # 2 = 2350 mV e record # 12 = 1680 mV, In ciascuno di questi casi , i risultati dell&#39;esperimento preparazione e sarebbero scartati. Aesempio rappresentativo di correggere i valori di risposta EAG misurati al controllo positivo sarebbe il seguente. <table border="1"><tbody><tr><td> Esegui # </td><td> EAG (mV) </td><td> Esegui # 2 </td><td> EAG (mV) </td><td> Run # 3 </td><td> EAG (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2800 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2420 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 3030 </td></tr><tr><td> A Cmpnd </td><td> 3000 </td><td> A Cmpnd </td><td> 2500 </td><td> A Cmpnd </td><td> 3440 </td></tr><tr><td> (-) Ctrl </td><td> 530 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 755 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 910 </td></tr><tr><td> Cmpnd B </td><td> 2400 </td><td> Cmpnd B </td><td> 2000 </td><td> Cmpnd B </td><td> 2560 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2770 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2400 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 3020 </td></tr></tbody></table> Utilizzando i valori sopra indicati per uno = N 3 esperimento, la risposta controllo negativo è sottratto da tutti i valori all&#39;interno di ciascun esperimento assumendo il controllo negativo è la risposta di base antennale al soffio meccanica e di solvente residuo. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> EAG (mV) </td><td> Esegui # 2 </td><td> EAG (mV) </td><td> Run # 3 </td><td> EAG (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2270 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1665 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2120 </td></tr><tr><td> A Cmpnd </td><td> 2470 </td><td> A Cmpnd </td><td> 1745 </td><td> A Cmpnd </td><td> 2530 </td></tr><tr><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Cmpnd B</td><td> 1870 </td><td> Cmpnd B </td><td> 1245 </td><td> Cmpnd B </td><td> 1650 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2240 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1645 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2110 </td></tr></tbody></table> I controlli positivi per ogni esperimento sarebbe quindi essere mediati e corretti a 1.000 mV, notando il rapporto per la correzione a 1.000 mV. Un foglio di dati (ad esempio, Excel) possono essere facilmente strumentalizzate per convertire le risposte ai dati utilizzabili. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> Avg (mV) </td><td> Esegui # 2 </td><td> Avg (mV) </td><td> Run # 3 </td><td> Avg (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2255 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1655 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2115 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.443) </td><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.604) </td><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.473) </td></tr></tbody></table> Moltiplicando per il rapporto di correzione all&#39;interno di ciascun esperimento, i valori di composto A e B composto vengono poi regolati. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> Adj. EAG (mV) </td><td> Esegui # 2 </td><td> Adj. EAG (mV) </td><td> Run # 3 </td><td> Adj. EAG (mV) </td></tr><tr><td> A Cmpnd </td><td> 1094 </td><td> A Cmpnd </td><td> 1054 </td><td> A Cmpnd </td><td> 1197 </td></tr><tr><td> Cmpnd B </td><td> 828 </td><td> Cmpnd B </td><td> 752 </td><td> Cmpnd B </td><td> 780 </td></tr></tbody></table> Le medie (mezzi) per ciascun composto sono quindi determinate insieme ad altri dati statistici pertinenti e le risposte EAG per i composti testati possono essere valutatiper la candidatura per ulteriori indagini. <table border="1"><tbody><tr><td> Composto </td><td> EAG (mV) </td><td> No. Funziona, N = </td></tr><tr><td> A </td><td> 1115 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> B </td><td> 787 </td><td> 3 </td></tr></tbody></table><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig1.jpg" /> Figura 1. EAG Rappresentante per i maschi la risposta antennale (1.180 mV) al pre-controllo (1 sfoglia st controllo positivo) che verrebbero scartati a causa di una scarsa risposta antennale dopo aver assicurato le antenne hanno un buon contatto con il gel. Barre blu in Windows fondo rappresentano il soffio due secondi di volatile. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig2.jpg" /> <s<html> Trong&gt; Figura 2. EAG Rappresentante per la risposta femminile antennale (3.400 mV) al 1 ° sfoglia pre-controllo che dovrebbero essere considerati tali. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig3.jpg" /> Figura 3. EAG Rappresentante per la risposta femminile antennale (1.680 mV) per il controllo a posteriori (ultimo controllo positivo per ciascun esperimento) che potrebbero essere considerati poveri, e suggestivo delle antenne degradazione (&lt;75% del 1 ° pre-controllo o &lt; 2 ° puff valore di pre-controllo). Per questo esempio, il 1 ° pre-controllo è stato puff 2730 mV e 2 ° pre-controllo è stato puff 2350 mV. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . dflinebreak &quot;&gt; <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig4.jpg" /> Figura 4. Rappresentante EAG per la risposta femminile antennale (3.800 mV) al soffio di una miscela candidato volatile e le misure successive la deformazione massima iniziale (3800 mV), la pendenza iniziale per tutta la durata soffio (0,3 mV = s/1.2 0.25 s / mV), e la pendenza per la durata rimanente sfoglia (1,6 mV s/1.9 = 0.84 s / mV). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig5.jpg" /> Figura 5. Piccola imbarcazione modificato contenente una matrice di campione e volatili associati per essere soffiato in A. transitella antenne. <img alt="Tabella 1" src="/files/ftp_upload/3931/3931table1.jpg" /> Tabella 1. In sITU emissioni volatili di mandorle impareggiabile (2007) e le risposte EAG determinati da una configurazione diversa e meno sensibile nel programma Autospike. <img alt="Tabella 2" src="/files/ftp_upload/3931/3931table2.jpg" /> Tabella 2. Esempio di un modulo per la registrazione delle risposte antennali maschili e femminili ai singoli componenti volatili. <img alt="Tabella 3" src="/files/ftp_upload/3931/3931table3.jpg" /> Tabella 3. Esempio di un modulo per la registrazione delle risposte antennali maschili e femminili alle miscele volatili e / o bouquet. <img alt="Tabella 4" src="/files/ftp_upload/3931/3931table4.jpg" /> Tabella 4. Esempi di preparazione di 10 mL di 5 mg / mL di soluzione per due diversi rapporti di miscele. <img alt="Tabella 5" src="/files/ftp_upload/3931/3931table5.jpg" /> Tabella 5. Esempio di modulo per la registrazione due conseguenzesbuffi consecutivi di singoli componenti volatili attraverso antenne maschile e femminile.

<ol><li>Bruce, T. J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+host+location%3A+a+volatile+situation%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Insect host location: a volatile situation.</a> Trends in Plant Sci. 10, 1360-1385 (2005).</li>
<li>Unsicker, S. B., Kunert, G., Gershenzon, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+perfumes%3A+the+role+of+vegetative+volatiles+in+plant+defense+against+herbivores%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Protective perfumes: the role of vegetative volatiles in plant defense against herbivores.</a> Curr. Opin. Plant Biol. 12, 479-485 (2009).</li>
<li>Norin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semiochemicals+for+insect+pest+management%5BTitle%5D)+AND+%22Pure+Appl.+Chem%22%5BJournal%5D)">Semiochemicals for insect pest management.</a> Pure Appl. Chem. 79, 2129-2136 (2007).</li>
<li>Beck, J. J., Merrill, G. B., Higbee, B. S., Light, D. M., Gee, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+seasonal+study+of+the+volatile+production+of+almonds+%28Prunus+dulcis%29+var.+%27nonpareil%27+and+relationship+to+navel+orangeworm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">In situ seasonal study of the volatile production of almonds (Prunus dulcis) var. 'nonpareil' and relationship to navel orangeworm.</a> J. Agric. Food Chem. 57, 3749-3753 (2009).</li>
<li>Beck, J. J., Higbee, B. S., Gee, W. S., Dragull, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ambient+orchard+volatiles+from+California+almonds%5BTitle%5D)+AND+%22Phytochem.+Lett%22%5BJournal%5D)">Ambient orchard volatiles from California almonds.</a> Phytochem. Lett. 4, 199-202 (2011).</li>
<li>Coffelt, J. A., Vick, K. W., Sonnet, P. E., Doolittle, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+identification%2C+and+synthesis+of+a+female+sex+pheromone+of+the+navel+orangeworm%2C+Amyelois+transitella+%28Lepidoptera%3A+Pyralidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Isolation identification, and synthesis of a female sex pheromone of the navel orangeworm, Amyelois transitella (Lepidoptera: Pyralidae).</a> J. Chem. Ecol. 5, 955-933 (1979).</li>
<li>Leal, W. S., Parra-Pedrazzoli, A. L., Kaissling, K. -E., Morgan, T. I., Zalom, F. G., Pesak, D. J., Dundulis, E. A., Burks, C. S., Higbee, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unusual+pheromone+chemistry+in+the+navel+orangeworm%3A+novel+sex+attractants+and+a+behavioral+antagonist%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissenschaften%22%5BJournal%5D)">Unusual pheromone chemistry in the navel orangeworm: novel sex attractants and a behavioral antagonist.</a> Naturwissenschaften. 92, 139-146 (2005).</li>
<li>Kanno, H., Kuenen, L. P. S., Klingler, K. A., Millar, J. G., Carde, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attractiveness+of+a+four-component+pheromone+blend+to+male+navel+orangeworm+moths%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Attractiveness of a four-component pheromone blend to male navel orangeworm moths.</a> J. Chem. Ecol. 36, 584-591 (2010).</li>
<li>Takacs, S., Gries, G., Gries, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semiochemical-mediated+location+of+host+habitat+by+Apanteles+carpatus+%28Say%29+%28Hymenoptera%3A+Braconidae%29%2C+a+parasitoid+of+cloths+moth+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Semiochemical-mediated location of host habitat by Apanteles carpatus (Say) (Hymenoptera: Braconidae), a parasitoid of cloths moth larvae.</a> J. Chem. Ecol. 23, 459-472 (1997).</li>
<li>Karimifar, N., Gries, R., Khaskin, G., Gries, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+food+semiochemicals+attract+omnivorous+German+cockroaches%2C+Blattella+germanica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">General food semiochemicals attract omnivorous German cockroaches, Blattella germanica.</a> J. Agric. Food Chem. 59, 1330-1337 (2011).</li>
<li>Molyneux, R. J., Schieberle, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+identification%3A+a+Journal+of+Agricultural+and+Food+Chemistry+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Compound identification: a Journal of Agricultural and Food Chemistry perspective.</a> J. Agric. Food Chem. 55, 4625-4629 (2007).</li>
<li>Marion-Poll, F., Thiery, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+EAG+responses+to+host-plant+volatiles+delivered+by+a+gas+chromatograph%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol.+Exp.+Appl%22%5BJournal%5D)">Dynamics of EAG responses to host-plant volatiles delivered by a gas chromatograph.</a> Entomol. Exp. Appl. 80, 120-123 (1996).</li>
<li>Beck, J. J., Higbee, B. S., Merrill, G. B., Roitman, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+volatile+emissions+from+undamaged+and+mechanically+damaged+almonds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Sci.+Food+Agric%22%5BJournal%5D)">Comparison of volatile emissions from undamaged and mechanically damaged almonds.</a> J. Sci. Food Agric. 88, 1363-1368 (2008).</li>
<li>Lucas, P., Renou, M., Tellier, F., Hammoud, A., Audemard, H., Descoins, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+field+activity+of+halogenated+analogs+of+%28E%2CE%29-8-10-dodecadien-1-ol%2C+the+main+pheromone+component+in+codling+moth+%28Cydia+pomonella+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and field activity of halogenated analogs of (E,E)-8-10-dodecadien-1-ol, the main pheromone component in codling moth (Cydia pomonella L.).</a> J. Chem. Ecol. 20, 489-503 (1994).</li>
<li>Rodriguez-Saona, C., Poland, T. M., Miller, J. R., Stelinski, L. L., Grant, G. G., de Groot, P., Buchan, L., MacDonald, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+electrophysiological+responses+of+the+emerald+ash+borer%2C+Agrilus+planipennis%2C+to+induced+volatiles+of+Manchurian+ash%2C+Fraxinus+mandshurica%5BTitle%5D)+AND+%22Chemoecology%22%5BJournal%5D)">Behavioral and electrophysiological responses of the emerald ash borer, Agrilus planipennis, to induced volatiles of Manchurian ash, Fraxinus mandshurica.</a> Chemoecology. 16, 75-86 (2006).</li>
<li>Burks, C. S., Brandl, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+abundance+of+navel+orangeworm+%28Leipidoptera%3A+Pyralidae%29+in+figs+and+effect+of+peripheral+aerosol+dispensers+on+sexual+communication%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Seasonal abundance of navel orangeworm (Leipidoptera: Pyralidae) in figs and effect of peripheral aerosol dispensers on sexual communication.</a> J. Insect Sci. 4, 1-8 (2004).</li>
</ol>

L&#39;autore dispone di una cooperativa e di ricerca già esistente accordo di sviluppo con l&#39;azienda agricola Paramount, una società con legami con Suterra LLC.

Uso delle registrazioni electroantennogram come un saggio biologico per determinare le risposte chemorecezione di un insetto bersaglio è abbastanza comune e numerosi studi che utilizzano EAG come rivelatore per effluenti da un cromatogramma gas (GC-EAD) possono essere trovati nella letteratura. 9,10 Il metodo illustrato fornirà uno screening rapido di quantità equivalenti di componenti volatili con le repliche di alta fiducia per l&#39;assegnazione della relativa risposta. Il programma AutoSpike nel software ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reattivo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Comments </td></tr><tr><td> Acetofenone </td><td> Alfa Aesar- </td><td> A12727 </td><td> Female controllo positivo </td></tr><tr><td> (Z, Z) -11,13-Hexadecadienal </td><td> Suterra </td><td></td><td> Maschio controllo positivo </td></tr><tr><td> α-Humulene </td><td> Aldrich </td><td> 53675 </td><td> Sesquiterpene </td></tr><tr><td> 2-Undecanone </td><td> Aldrich </td><td> U1303 </td><td> Derivato di acido grasso </td></tr><tr><td> 2-feniletanolo </td><td> Aldrich </td><td> 77861 </td><td> Benzonoidi </td></tr><tr><td> Pentano </td><td> EMD </td><td> PX0167-1 </td><td> Solvente </td></tr><tr><td> 4 canali di acquisizione di controllo </td><td> Syntech </td><td> IoDAC-4 </td><td></td></tr><tr><td> EAG sonda, pre-amplificatore </td><td> Syntech </td><td> PRG di tipo-2 </td><td></td></tr><tr><td> Antenna titolare </td><td> Syntech </td><td> Per PRG-2 </td><td> Fork elettrodo </td></tr><tr><td> Stimolo di controllo </td><td> Syntech </td><td> CS-55 </td><td> Del flusso d&#39;aria e sbuffi </td></tr><tr><td> Spectra elettrodi Gel </td><td> Parker </td><td> 12-02 </td><td></td></tr><tr><td> Saggi biologici dischi </td><td> Whatman </td><td> 2017-006 </td><td> 6 millimetri </td></tr><tr><td> Pipette Pasteur </td><td> VWR </td><td> 14673-010 </td><td> 5 ¾ &quot;(14,6 cm) </td></tr><tr><td> Parafilm M </td><td> Bemis </td><td> PM-992 </td><td></td></tr></tbody></table>

bioassay electroantennographic come strumento di screening per volatili piante ospiti

Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Volatili vegetali svolgono un ruolo importante in pianta-insetti interazioni. Gli insetti erbivori utilizzare sostanze volatili vegetali, noti come cairomoni, per individuare la loro pianta ospite. 1,2 Quando una pianta ospite è un importante agronomica danni alimentazione merce da insetti in grado di infliggere gravi perdite economiche ai produttori. Di conseguenza, cairomoni può essere utilizzato come attrattivi per adescare o confondere questi insetti e, quindi, di offrire un&#39;alternativa ecologica ai pesticidi per il controllo degli insetti. 3 Purtroppo, le piante in grado di emettere un vasto numero di volatili con composizioni diverse e rapporti di emissioni dipendenti dalla fenologia della merce o del momento della giornata. Questo rende l&#39;identificazione di componenti biologicamente attivi o miscele di componenti volatili un processo faticoso. Per aiutare ad identificare i componenti bioattivi delle emissioni degli impianti ospitanti volatili che utilizziamo il laboratorio-based electroantennography biotest screening (EAG). EAG è uno strumento efficace per valutare e regid elettrofisiologicamente le risposte olfattive di un insetto attraverso i loro recettori antennali. Il processo di screening EAG può aiutare a ridurre il numero di volatili sottoposti a test per individuare promettenti componenti bioattivi. Tuttavia, test biologici EAG solo forniscono informazioni sull&#39;attivazione dei recettori. Esso non fornisce informazioni sul tipo di comportamento degli insetti del composto provoca, che potrebbe essere uno attrattivo, repellente o altro tipo di risposta comportamentale. Volatili che provochino una risposta significativa da EAG, rispetto a un controllo adeguato positivo, sono in genere assunto per ulteriori test di risposte comportamentali della peste di insetto. Il disegno sperimentale presentato in dettaglio la metodologia utilizzata per lo screening a base di mandorle volatili piante ospiti 4,5 attraverso la misurazione delle risposte elettrofisiologiche antennali di un adulto dell&#39;ombelico orangeworm insetto parassita (Amyelois transitella) ai componenti singoli e semplici miscele di componenti tramite EAG biotest. Il metodo utilizza due exantenne cised nel mezzo di una porta &quot;fork&quot; elettrodo. Il protocollo ha dimostrato qui presenta un rapido, high-throughput metodo standardizzato per volatili di screening. Ogni volatile è in un determinato, costante per standardizzare il livello stimolo e quindi consentire risposte antennali indicativa del chemoreceptivity relativa. Il controllo negativo aiuta ad eliminare la risposta elettrofisiologico sia forza di solvente residuo e meccanica della sfoglia. Il controllo positivo (in questo acetofenone esempio) è un composto singolo che ha suscitato una risposta coerente da maschio e femmina ombelico orangeworm (NOW) falena. Uno standard semiochemical supplementari che fornisce risposta coerente e viene utilizzato per studi di saggio biologico con il maschio NOW tignola è (Z, Z) -11,13-hexdecadienal, un componente aldeide dalla femmina prodotta feromone sessuale. 6-8

Un metodo per rapidamente volatili ospitanti schermo vegetali mediante la misurazione della risposta elettrofisiologica dei orangeworm ombelico adulti (<em&gt; Amyelois transitella</em&gt;) Antenne per singoli componenti e miscele tramite l&#39;analisi electroantennographic è dimostrata.

Bioassay Electroantennographic come strumento di screening per Volatili piante ospiti

I volatili vegetali svolgono un ruolo importante nelle interazioni pianta-insetto. Gli insetti erbivori utilizzano i volatili vegetali, noti come kairomoni, per localizzare l'ospite...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di esaminare rapidamente un elevato numero di composti volatili delle piante ospiti per identificare un'eventuale attività biologica. Questo viene realizzato innanzitutto raccogliendo e analizzando mediante GCMS i composti volatili delle piante ospiti di interesse. Successivamente, i componenti chimici vengono identificati e verificati.Il terzo passaggio consiste nel sottoporre i singoli componenti a schermatura per l'attività biologica, mediante analisi elettrografica, in un numero sufficiente di repliche. L'ultimo passaggio prevede la formulazione e la valutazione di miscele costituite da componenti attivi. In definitiva, i risultati possono fornire una serie ridotta di componenti o una miscela di componenti pronti per ulteriori indagini in studi comportamentali con l'insetto di interesse.Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come gli studi comportamentali che richiedono molto tempo, è che lo screening rapido mediante analisi elettrografica riduce in modo significativo il numero di composti che devono essere selezionati per ulteriori studi che dimostrano una procedura. Il sig. MR Wage è un tecnico del mio laboratorio? Una volta identificati i composti volatili rilevanti mediante cromatografia gassosa e spettrometria di massa, è possibile eseguire prima l'analisi elettroiconografica o EAG di ciascun volatile disponibile.Tuttavia, è necessario preparare i composti volatili disponibili. Preparare una soluzione di ciascun composto volatile in pentano a una concentrazione di cinque milligrammi per millilitro in un contenitore che possa essere sigillato ermeticamente e conservato a quattro gradi Celsius. Successivamente, preparare le pipette per lo stimolo.Etichettare 10 pipette Pasteur per ciascun composto volatile e avvolgere le loro estremità con un piccolo pezzo di parafilm. Un numero di 10 pipette è sufficiente per somministrare il composto volatile a ciascun sesso in uno schermo preliminare con un numero ridotto di repliche. Disporre ora il set rimanente di cinque pipette su un portaprovette e inserire un disco per bioassay nell'estremità aperta di ciascuna pipetta.Piegare delicatamente un disco con pinzette e inserirlo parzialmente nell'estremità più larga della pipetta in modo che due o tre millimetri del disco siano esposti. Utilizzando una pipetta o una siringa, aggiungere 10 microlitri di soluzione volatile su ciascun disco. È estremamente importante calcolare, formulare e preparare correttamente le soluzioni per garantire repliche consistenti.Attendere due minuti, quindi spingere completamente i dischetti nelle rispettive pipette. Una volta caricati, sigillare immediatamente ogni pipetta con del param. Ripetere questa preparazione delle pipette per il numero desiderato di repliche.Utilizzando lo stesso protocollo, preparare un controllo negativo contenente solo pentani e controlli positivi, in questo caso acetofenone ed ormone sessuale. Procedere ora con la preparazione delle antenne degli insetti.In questo esperimento, un preamplificatore trasmette il segnale da un elettrodo a forcella allo strumento di acquisizione EAG. Il software fornito con lo strumento EAG deve essere configurato adeguatamente nel software. Configurare le impostazioni impostando innanzitutto la frequenza di campionamento a 106,7.Impostare l'interruttore di rettifica su "know" e il filtro su zero fino a 42 hertz nella scheda del filtro. Impostare il filtro EAG su "on" e il taglio basso su 0,1 hertz. Quindi salvare le impostazioni in un file di configurazione per un utilizzo futuro.Utilizzare il programma è quindi semplice come aprire un nuovo file di progetto, salvarlo con un nome specifico e procedere con la registrazione. L'icona del triangolo rosso avvia il processo di registrazione e rimane attiva per un tempo predeterminato per ogni singola soffiata. Quando tutte le soffiate sono state eseguite per le antenne, l'icona della croce nera interrompe la registrazione, rendendo più facile leggere con precisione le risposte EAG.Un piccolo righello può essere fissato con del nastro allo schermo del computer all'altezza della linea di base del segnale. La risposta viene registrata in millimetri e successivamente convertita nell'ampiezza in microvolt. Se necessario, le registrazioni possono essere riascoltate per ulteriori valutazioni.In questo esempio, vengono utilizzate arance navali di tre o quattro giorni e falene maschio e femmina accoppiate. Tuttavia, questo protocollo può essere adattato ad altri insetti. Trasferire ciascun insetto in un piccolo contenitore di plastica con lettiera.Nel giorno dell'analisi, subito prima del saggio biologico, inserire l'insetto nell'apertura larga della punta di una pipetta, che presenta un'apertura più piccola, appena sufficiente a far passare la testa. Quindi, utilizzando una punta di pipetta più piccola, spingere con attenzione l'insetto verso l'apertura ridotta finché la testa non risulti visibile al microscopio stereoscopico. Assicurarsi che le antenne siano fissate all'interno del tubo di contenimento e che la base delle antenne sia esposta per l'escissione.Posizionare successivamente il supporto per forcella con un sottile strato di gel elettrodico in prossimità dell'antenna; utilizzando forbici microchirurgiche, separare delicatamente e quindi escindere entrambe le antenne, avviando contemporaneamente un cronometro per registrare il tempo trascorso tra questo evento e lo stimolo successivo. Utilizzando uno strumento con punta metallica e un piccolo quantitativo di gel all'estremità, prelevare un'antenna e posizionarla sulla forcella. Assicurarsi che la base dell'antenna sia appoggiata sull'elettrodo di riferimento non rosso (ground) della forcella.Eseguire la stessa operazione per la seconda antenna. Posizionare la base dell'antenna sullo stesso lato della forcella, a due o tre millimetri di distanza, mantenendo l'antenna in posizione. Tagliare le punte delle antenne secondo necessità.Applicare l'elettrodo al gel con un pennello e assicurarsi che la base e la punta siano immerse nel gel elettrodico in modo da non lasciare bolle d'aria nel gel. Evitare di coprire la porzione centrale dell'antenna con il gel, per massimizzare la superficie dell'antenna esposta al soffio di composti volatili. Una volta che il preparato è stato correttamente gelificato, collegare la forcella al preamplificatore della sonda.Ora applicare un flusso di aria umidificata sulla preparazione per mantenere la vitalità del prep dell'antenna. Dopo 10 minuti dal momento dell'escissione, procedere applicando il primo stimolo. L'ordine delle operazioni per stimolare una preparazione inizia e termina con un controllo positivo, alternando una sequenza randomizzata di composti senza composti identici consecutivi e includendo almeno un controllo negativo; il numero di composti somministrati a un'antenna varia in base alla specie.Un preparato di farfalla del verme dell'arancia può rimanere attivo per più di 30 minuti, consentendo l'analisi rapida di fino a 10 composti volatili con un numero ridotto di repliche. Lo stesso principio di somministrazione del campione si applica a schermate successive di miscele di composti che hanno mostrato di provocare risposte nella schermata preliminare. La prima pipetta per lo stimolo deve essere preparata 30 secondi prima dell'applicazione della bolla d'aria: suggellare la pipetta e posizionarla nel supporto in modo che diriga il flusso d'aria a due o tre millimetri dalle antenne, dieci minuti dopo l'escissione dell'antenna.Somministrare la prima soffiata di stimolo nell'arco di uno-due secondi a 300 millilitri al minuto. Ora, sostituire rapidamente la pipetta in modo che, un minuto dopo il primo stimolo, venga somministrato il secondo. Mantenere una coerenza tra i campioni ridurrà al minimo la variabilità delle quantità di composti volatili effettivamente erogati.Dopo l'amministrazione dell'ultimo soffio di controllo positivo, rimuovere l'antenna e pulire la forcella. Con una salvietta satura di etanolo, lasciarla asciugare completamente prima di un successivo utilizzo. Per aumentare la produttività dei saggi, un assistente dovrebbe preparare l'antenna successiva con forcelle pulite 10 minuti prima della fine delle preparazioni precedenti.Sequenza di prova, è necessaria più di una forcella per questo metodo. Dopo ogni esperimento, eutanasia le falene di prova in un ambiente con ghiaccio secco e disseca le falene femmine per verificare il loro stato di accoppiamento. Si presuppone che i maschi conviventi si siano accoppiati; l'antenna del verme arancione navale è stata stimolata con soffi di due secondi e sono state effettuate registrazioni di dieci secondi con una finestra di dieci secondi su una scala di cinque millivolt.Una deflessione negativa era la risposta tipica. Tuttavia, furono registrati i valori assoluti. Tutte le preparazioni femminili con una risposta debole al controllo positivo furono scartate.La risposta media dei preparati rimanenti era di 2.600 microvolt. Analogamente, la risposta media dei maschi al controllo del pH sessuale era tipicamente di 3000 microvolt. Pertanto, gli anani con una risposta al di sotto dello standard sono stati scartati; i dati provenienti da antenne che mostravano una risposta degradata durante la prova sono stati anch'essi scartati.Si è verificato un degrado se la risposta di Anton allo stimolo della puffata finale di controllo positivo era inferiore al 75% della prima puffata del controllo pre-con oppure inferiore alla seconda puffata del controllo pre-con per le restanti prove sperimentali. I valori di risposta sono stati analizzati prendendo le misurazioni grezze di ogni prova e sottraendo da ogni valore di quella prova la risposta del controllo negativo relativo alla stessa prova. Successivamente, tutti i controlli positivi di ciascuna prova sono stati mediati e corretti a 1000 microvolt, annotando il rapporto di correzione a 1000 microvolt per ogni prova.I valori dei composti testati sono stati quindi moltiplicati per il rapporto di correzione del controllo positivo. Infine, la risposta corretta media di ciascun composto testato su tutte le prove è stata confrontata per valutare la candidatura di ciascun composto per ulteriori indagini. Non dimenticare che lavorare con sostanze chimiche può essere estremamente pericoloso e si devono sempre adottare le opportune precauzioni.

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Sistemi olfattivi degli insetti offrono opportunità uniche per la registrazione di odorizzante-indotto risposte nelle forme di electroantennograms (EAG) e le registrazioni sensillum singolo (SSR), che vengono sommati risposte da tutti i neuroni olfattivi (ORNs) situato sulla antenna e da quelli alloggiati in singole sensilli, rispettivamente.

Le misurazioni elettrofisiologiche da un sistema olfattivo Moth

Spunti olfattivi mediare molti differenti comportamenti in insetti, e sono spesso miscele complesse costituite da decine a centinaia di composti volatili. Mediante gascromatografia con registrazione multicanale nel lobo insetto antennale, si descrive un metodo per l'identificazione di composti bioattivi.

Identificazione dei volatili olfattive utilizzando la gas cromatografia-Multi-unit Recordings (GCMR) nel lobo antennale Insetto

In questo video, dimostriamo un test di screening per identificare l'efficacia dei nematocidi a piccole molecole contro i nematodi. I nematocidi sono considerati efficaci se causano una diminuzione del numero di nematodi mobili nel campione dopo l'esposizione.

Saggio di screening dei nematocidi di piccole molecole: un metodo a medio rendimento per lo screening di potenziali nematocidi contro Ditylenchus dipsaci

Una verticale, T-labirinto olfattometro è descritto per saggiare la risposta comportamentale degli artropodi. Il olfattometro permette allo sperimentatore di misurare le scelte effettuate da soggetti di prova quando è sottoposto a due campi odore potenziali. Sia attrazione e repulsione per da odoranti può essere misurata con questo dispositivo.

Verticale T-maze test di scelta per risposta artropodi di odori

Descriviamo un protocollo per l'utilizzo di antenne per insetti sotto forma di elettroantennogrammi (EAG) su robot autonomi. Il nostro design sperimentale consente registrazioni stabili entro un giorno e risolve singole macchie di odore fino a 10 Hz. L'efficienza dei sensori EAG per le ricerche olfattive è dimostrata nella guida di un robot verso una fonte di odore.

Utilizzando Insetto Electroantennogram sensori sul robot autonomi per le ricerche olfattive

Le cimici dei letti si affidano ai neuroni recettori olfattivi alloggiati nei loro sensilli olfattivi antennali per rilevare le sostanze semiochimiche nell'ambiente. Utilizzando la registrazione di un singolo sensillo, dimostriamo un metodo per valutare la risposta delle cimici dei letti alle semiosostanze chimiche ed esploriamo il processo di codifica coinvolto.

Utilizzando Sensillum singolo controllo per rilevare olfattiva Neuron Risposte di cimici a semiochimici

Arene di analisi biologica di foto-attrazione vengono utilizzati per determinare i colori di luce ottimali per massimizzare l'attrazione dell'insetto; Tuttavia le analisi biologiche e metodi sono specifici per target habitat e comportamenti dell'insetto. Modifiche e attrezzature personalizzabili sono spiegate per insetti notturni o diurni e terrestri o aerei.

Elementi chiave dell'analisi biologica di attrazione di foto per studi di insetti o programmi di monitoraggio

Qui, descriviamo la costruzione e l'uso di una galleria del vento per odore mediata saggi comportamentali con gli insetti. Il design di Galleria del vento facilita il rilascio di fonti di odore di diversi metodi, con e senza stimoli visivi. Esperimenti in galleria del vento sono importanti metodi per identificare le sostanze chimiche volatili comportamentale attive.

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Il presente articolo descrive un protocollo passo-passo per elettroantennogrammi di successo e a basso rumore in diversi generi di zanzare, comprese sia femmine che maschi.

Una guida passo-passo all'elettroantennography delle zanzare

Questo studio introduce protocolli sperimentali per un drone bio-ibrido per il rilevamento degli odori basato su antenne silkmoth. Viene presentato il funzionamento di un dispositivo sperimentale di elettroantennogramma con antenne silkmoth, oltre alla struttura di un drone bio-ibrido progettato per la localizzazione della fonte di odore utilizzando l'algoritmo spiral-surge.

Drone bioidro ibrido per il rilevamento degli odori basato sull'elettroantenografia che utilizza le antenne Silkmoth per la localizzazione della fonte di odore

Questo protocollo stabilisce metodi per estrarre e quantificare le risposte al feromone sessuale volatile in C. elegans, fornendo strumenti per studiare la comunicazione chimica e la traiettoria di navigazione.

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Scopri l'analisi elettroantenografica per lo screening rapido di volatili vegetali con Amyelois transitella. Questo metodo identifica componenti bioattivi per studi comportamentali e strategie di gestione dei parassiti.

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