Name: Ortotopico di intestino tenue di ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Scopri il trapianto ortotopico di intestino tenue nel ratto per studiare i processi immunologici e infiammatori. Questo metodo consente di ottenere sopravvivenza a lungo termine e funzionalità del trapianto.

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1. Donatori di funzionamento <ol><li> Il topo donatore deve essere tenuto a digiuno per 24 ore (libero accesso all&#39;acqua / soluzione di glucosio). </li><li> Per indurre l&#39;anestesia isoflurano inalazione, inizia con il 2% di atomizzatore standard, e quindi ridurre a 1% dopo aver eseguito laparotomia. Eseguire un pizzico punta per controllare la sedazione. </li><li> Shave l&#39;addome e pulire con la preparazione della pelle 3 volte (Kodan). Quindi, eseguire una incisione mediana dopo somministrazione sottocutanea di analgesico. </li><li> Dopo l&#39;innesto è avvolto in soluzione salina garza imbevuta, separare le aderenze fisiologiche tra il pancreas e il colon ascendente delicatamente con un Q-tip (sotto il microscopio operatorio con un ingrandimento 6x). </li><li> Legare e sezionare i vasi coliche ileocecale e destra e centro con 7-0 seta. Dopo che il colon ascendente si sviluppa sul lato destro della vena mesenterica superiore (SMV), i vasi coliche ileocecale, destro e centrale può essere identificato per la legatura e la divisione con legami 7-0. </li><li> Disimpegno stomaco verso l&#39;alto, in modo che l&#39;intera SMV è raddrizzato ed esposta. Utilizzare un morsetto zanzara per lo svincolo. La pinza è detenuto da massa plastilina formata in forma, se necessario. </li><li> Legare e dividere i pancreatico-duodenali vene provenienti dalla SMV. Tutti piccole pancreatico-duodenale vene provenienti dal SMV deve essere accuratamente identificata, ligato con 7-0 seta e divisa prima che il tessuto pancreatico può essere rimosso dal trapianto. </li><li> Legare e sezionare il tessuto connettivo perde compresi tutti linfatici tra la SMV e l&#39;aorta addominale. Con l&#39;innesto ancora sul lato destro dell&#39;addome, il tessuto connettivo perde compresi tutti linfatici tra la SMV e l&#39;aorta addominale è accessibile. Questo tessuto connettivo deve essere ligati utilizzando 7-0 seta e diviso per evitare lymphorrhea postoperatoria dal graft intestinale. </li><li> Legare e sezionare l&#39;arteria renale destra. Dopo che il tessuto connettivo è diviso, l&#39;arteria renale destra diventa accessible ed è legata e sezionata utilizzando seta 7-0. </li><li> Sistemica heparinise il topo con 200 unità di eparina iv attraverso la vena del pene. </li><li> Legare le arterie marginali, e dividere il piccolo intestino al duodeno-digiunale giunzione e l&#39;ileo terminale. </li><li> L&#39;aorta è ligato prossimalmente all&#39;origine della SMA. La vena porta è attraversata alla confluenza con la vena splenica. Poi l&#39;innesto viene raccolto con il suo peduncolo vascolare che consiste della SMA con un segmento aortico. </li></ol> 2. Procedura Backtable <ol><li> Perfondere l&#39;innesto con 3 ml di soluzione University of Wisconsin (UW) a 4 ° C tramite il condotto aortica e irrigare il lume intestinale dall&#39;estremità digiunale con 30 ml di soluzione Nebacetin Uro-N a 4 ° C (irrigazione lumen è obbligatorio) . </li></ol> Immediatamente dopo l&#39;estrazione della protesi, il condotto aortica è utilizzato per perfusione con 3 ml di soluzione refrigerata UW. Per questo, un catetere 20 G iv sullauna siringa da 10 ml viene utilizzato. Il perfusato deve essere osservato defluire liberamente dalla vena porta divisa. Per l&#39;irrigazione intestinale con Nebacetin, una siringa da 50 ml viene utilizzato. <ol start="2"><li> Memorizzare l&#39;innesto in soluzione UW a 4 ° C durante la preparazione del destinatario. </li></ol> 3. Destinatario di funzionamento <ol><li> Il ratto del destinatario deve essere tenuto a digiuno per 24 ore (libero accesso all&#39;acqua / soluzione di glucosio). </li><li> Per indurre l&#39;anestesia isoflurano inalazione, inizia con il 2% di atomizzatore standard, e quindi ridurre a 1% dopo aver eseguito laparotomia. Eseguire un pizzico punta per controllare la sedazione. </li><li> Shave l&#39;addome e pulire con la preparazione della pelle 3 volte (Kodan). Quindi, eseguire una incisione mediana dopo la somministrazione sottocutanea di Carprofen 5 mg / kg sc per analgesia intraoperatoria. </li><li> Avvolgere l&#39;intestino destinatario in soluzione salina normale garza imbevuta e posizionarlo sul petto del destinatario. </li><li> Aprire il retroperitoneo senza mezzi termini con Q-tips, ed esporre la addominalinal aorta e vena cava inferiore appena sotto i vasi renali fino al livello dei vasi iliaci, se necessario anche utilizzare microforbici. Legare le tribuaries piccole e spinali lombari dal aorta e vena cava con 7-0 di seta per evitare la perdita di sangue. (Per fare questo, modificare lo zoom a 16x microscopio chirurgico.) </li><li> Cross-clamp l&#39;aorta e l&#39;IVC sotto i vasi renale sinistra prossimalmente e sopra la biforcazione iliaca distalmente con clips microcircolo. Un solo morsetto viene utilizzato prossimale e distale per serrare contemporaneamente entrambe le navi. Incidere entrambe le navi anteriormente con un microknife e lavare il sangue residuo. </li><li> Creare un end-to-side anastomosi tra il segmento aortico sottorenale innesto e del destinatario utilizzando un continuo 10-0 sutura Prolene .. Inizialmente, l&#39;innesto è posto sul lato destro dell&#39;addome (la testa del ratto posizionato a ore 12) per eseguire le maglie parete posteriore della anastomosi arteriosa e legatura della sutura soggiorno inferiore. Then, l&#39;innesto è rivolto verso il lato sinistro dell&#39;addome (la testa del ratto posizionato a ore 9) per esporre e suturare la parete anteriore della anastomosi. </li><li> Un end-to-side anastomosi tra la vena porta innesto e IVC del destinatario viene eseguita similmente eseguendo usando suture 10-0 Prolene. Con il topo ancora sdraiato lateralmente (testa in posizione ore 9), l&#39;innesto è posizionato sul lato sinistro dell&#39;addome e una sutura soggiorno inferiore è posto. L&#39;anastomosi viene avviata con la parete posteriore dall&#39;interno del recipiente. Dopo la sutura soggiorno inferiore è legato, i punti della parete anteriore può essere eseguita dall&#39;esterno. </li><li> Rimuovere i morsetti distali primi, seguiti da i morsetti superiori. Qualsiasi sanguinamento anastomotica è controllata dalla pressione diretta con Q-tips. L&#39;innesto deve essere controllata per riperfusione uguali e veloce. </li><li> Resecare tenue del destinatario intero dopo la legatura dei vasi mesenterici. Destinatari sottoposti enterectomia subtotale, conservando 2-3 cm di proximal digiuno e 1 cm di ileo distale. </li><li> Ripristinare la continuità enterica da prossimale (jejuno-digiunostomia) e distale (ileo-ileale) end-to-end anastomosi intestinali utilizzando un interrotto uno strato di 6-0 Monocryl sutura. Circa 16 punti di sutura sono necessari per completare le anastomosi. </li><li> Irrigare la cavità peritoneale con soluzione fisiologica fino a completa pulizia. Somministrare 2 ml di soluzione salina normale per via intraperitoneale per la sostituzione del fluido. Quindi chiudere l&#39;addome con una sutura continua con Vicryl 3-0 per lo strato muscolare più una sutura della pelle continua. </li><li> Nel periodo post-operatorio i topi dovrebbero essere tenuti a digiuno (con accesso ad acqua e una soluzione di glucosio) per un altro 24 h quindi riavviato sul ratto chow standard e acqua ad libitum. Analgesia con carprofen deve essere somministrato per 3 giorni (vedi dosi di seguito). </li></ol>

<ol><li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+Hundred+Intestinal+and+Multivisceral+Transplantations+at+a+Single+Center%3A+Major+Advances+With+New+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges.</a> Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).</li>
<li>Berney, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+versus+systemic+drainage+of+small+bowel+allografts%3A+comparative+assessment+of+survival%2C+function%2C+rejection%2C+and+bacterial+translocation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Surg%22%5BJournal%5D)">Portal versus systemic drainage of small bowel allografts: comparative assessment of survival, function, rejection, and bacterial translocation.</a> J. Am. Coll. Surg. 195 (6), 804(2002).</li>
<li>Fishbein, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Intestinal transplantation.</a> N. Engl. J. Med. 361 (10), 998(2009).</li>
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<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft-versus-host+disease+after+brown+Norway-to-Lewis+and+Lewis-to-Brown+Norway+rat+intestinal+transplantation+under+FK506%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Graft-versus-host disease after brown Norway-to-Lewis and Lewis-to-Brown Norway rat intestinal transplantation under FK506.</a> Transplantation. 55 (1), 1(1993).</li>
<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulation+of+intestinal+transplant+with+allograft+irradiation+and+simultaneous+donor+bone+marrow+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Immunomodulation of intestinal transplant with allograft irradiation and simultaneous donor bone marrow infusion.</a> Transplant Proc. 31 (1-2), 565(1999).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+infliximab+application+ameliorates+acute+rejection+associated+inflammation+after+intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Perioperative infliximab application ameliorates acute rejection associated inflammation after intestinal transplantation.</a> Am. J. Transplant. 10 (11), 2431(2010).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resident+macrophages+are+involved+in+intestinal+transplantation-associated+inflammation+and+motoric+dysfunction+of+the+graft+muscularis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Resident macrophages are involved in intestinal transplantation-associated inflammation and motoric dysfunction of the graft muscularis.</a> Am J Transplant. 7 (5), 1062(2007).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+and+impact+of+organ+harvesting+and+ischemia-reperfusion+injury+within+the+graft+muscularis+in+rat+small+bowel+transplantation.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Mechanism and impact of organ harvesting and ischemia-reperfusion injury within the graft muscularis in rat small bowel transplantation. Transplant.</a> Proc. 38 (6), 1821(2006).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+the+muscularis+propria+after+intestinal+transplantation%3A+the+alloresponse%2C+inflammation%2C+and+smooth+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function.</a> Transplantation. 85 (10), 1465(2008).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+experience+of+refined+3-cuff+technique+for+orthotopic+small-bowel+transplantation+in+rat%3A+a+report+of+270+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases.</a> Am. J. Surg. 198 (1), 110(2009).</li>
<li>Zhang, X. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+techniques+in+rat+heterotopic+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation.</a> Transplant. Proc. 38 (6), 1840(2006).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+a+new+en+bloc+combined+liver-small+bowel+transplantation+model+in+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant.</a> Proc. 39 (1), 278(2007).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Mentre i modelli di trapianto intestinale nel ratto sono stati descritti già nel 1970ies 5 più dei modelli di recente attività subordinate coinvolgere eterotopico trapianto di intestino con tecniche diverse 13. Mentre le procedure eterotopiche in generale hanno il vantaggio di tecniche microchirurgiche più facile accessibilità dell&#39;innesto di valutazione, eterotopico trapianto di intestino ha il grande svantaggio di non prendere in considerazione le interazioni multiple del piccolo intestino tr...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr><td> Università del Wisconsin (UW) soluzione (ViaSpan) </td><td> Bristol-Myers Squibb </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Uro-Nebacetin N soluzione </td><td> Nycomed </td><td> 6967855 </td><td></td></tr><tr><td> Ampicillin </td><td> Ratiopharm </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Carprofen (Rimadyl) </td><td> Pfizer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Prolene 10-0 sutura unresorbable </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Monocryl 6-0 sutura riassorbibile </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Vicryl 3-0 sutura riassorbibile </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> iv catetere G 20 millimetri 1.1x33 </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> iv catetere G 22 0.9x25 millimetro </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kodan pelle Prep </td><td> Schülke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> NaCl soluzione di infusione 0,9% </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinze curve piccolo </td><td> FineScienceTools </td><td> 11009-13 </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinza curva </td><td> AESCULAP </td><td> BD 333 </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinza curva </td><td> AESCULAP </td><td> FD281R </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinza dritto 1 </td><td> WPI </td><td> 5 </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinza diritto 2 </td><td> WPI </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> Micro supporto dell&#39;ago </td><td> WPI </td> &lt;td&gt; 14081 </td><td></td></tr><tr><td> Micro forbici </td><td> FineScienceTools </td><td> 15006-09 </td><td></td></tr><tr><td> Micro bisturi </td><td> MANI </td><td> Oftalmica coltello </td><td></td></tr><tr><td> Morsetti Micro </td><td> AESCULAP </td><td> FB329R </td><td></td></tr></tbody></table>

ortotopico di intestino tenue di ratti

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Trapianto di intestino tenue è diventata un&#39;opzione accettata clinico per i pazienti con sindrome dell&#39;intestino corto e il fallimento della nutrizione parenterale (irreversibile insufficienza intestinale). In centri specializzati migliorato operativa e le strategie di gestione hanno portato a eccellenti a breve e medio termine paziente e la sopravvivenza del trapianto con una qualità della vita elevata 1,3. A differenza del più comune di trapianto di altri organi solidi (cuore cioè, fegato) molti meccanismi alla base della funzionalità del trapianto e alterazioni immunologiche indotte dal trapianto di intestino non sono del tutto noti 6,7. Gli episodi di rigetto acuto, sepsi e insufficienza cronica del trapianto sono i principali ostacoli che contribuiscono ancora meno favorevole esito a lungo termine e ostacolare un impiego più diffuso della procedura, nonostante un numero crescente di pazienti in nutrizione parenterale domiciliare che avrebbe potenzialmente beneficiare di un tale trapianto. Il piccolo intestino contieneun gran numero di leucociti passeggeri comunemente indicato come parte del sistema linfoide associato intestino (GALT), essendo questa parte del motivo della immunogenity alta del graft intestinale. La presenza e la vicinanza di molti commensali e patogeni nell&#39;intestino spiega la gravità degli episodi di sepsi volta innesto integrità della mucosa è compromessa (per esempio rigetto). Per far avanzare il campo di dati intestinali e trapianto multiorgano più generati da modelli animali affidabili e fattibile è necessario. Il modello fornito combina qui sia l&#39;affidabilità e la fattibilità, una volta stabiliti in modo standardizzato e in grado di fornire informazioni preziose nei sottostanti complessi molecolari, meccanismi cellulari e funzionali che sono attivati ​​da trapianto di intestino. Abbiamo utilizzato con successo e raffinato la procedura descritta su più di 5 anni nel nostro laboratorio 8-11. Il JoVE video-formato è particolarmente utile per dimostrare la procedura complessaDure e evitare le insidie ​​iniziali per i gruppi che intendono stabilire un modello ortotopico roditore indagando trapianto di intestino.

Normale decorso post-operatorio Gli animali trapiantati dovrebbero recuperare rapidamente dalla procedura di cui una lampada di calore per circa 1 ora. L&#39;ipotermia è una delle principali cause di mortalità postoperatoria e deve essere accuratamente evitata intra-e post-operatorio. Perdite di liquidi intraoperatori deve essere sostituito con un&#39;iniezione sottocutanea di 2,5 ml di soluzione salina normale, più 2,5 ml di glucosio al 5% ogni 8 ore per le prime 24 ore. I ratti dovrebbero ave...

Trapianto di intestino tenue è diventata una opzione di trattamento per i pazienti con accettato irreversibile insufficienza intestinale. Il nostro modello sperimentale di trapianto ortotopico di intestino tenue nel ratto è uno strumento affidabile per affrontare immunologiche di base e processi infiammatori che complicano trapianto di intestino.

Ortotopico di intestino tenue di ratti

Il trapianto di intestino tenue è diventato un'opzione clinica accettata per i pazienti affetti da sindrome dell'intestino corto e da insufficienza della nutrizione parenterale...

L'obiettivo generale di questa procedura è eseguire un trapianto intestinale ortotopico nel ratto. Questo viene realizzato innanzitutto prelevando l'intestino tenue dall'animale donatore. Il secondo passaggio della procedura è la cosiddetta preparazione su tavolo chirurgico del graft intestinale prima del trapianto.Il terzo passaggio della procedura consiste nell'impianto mediante l'anastomosi arteriosa e venosa, seguito dalla ripresa della perfusione del trapianto. L'ultimo passaggio della procedura è il ripristino della continuità enterica completando l'anastomosi intestinale con tecnica estremità-estremità, rispettivamente per stomia geogena e ileo-ileostomia. In definitiva, si possono ottenere risultati che dimostrano una sopravvivenza a lungo termine di animali trapiantati iso-geneticamente grazie a un'eccellente funzionalità del trapianto e a un'adeguata assorbimento orale dei nutrienti in combinazioni allergene.Tuttavia, possono essere studiati diversi aspetti del rigetto intestinale acuto e cronico. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo del trapianto intestinale, come i meccanismi del rigetto acuto e cronico che potrebbero portare al fallimento del trapianto e compromettere l'esito clinico. La dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale.I passaggi cruciali sono difficili da apprendere, principalmente a causa delle piccole dimensioni dei vasi e della necessità di impiegare una tecnica microchirurgica rapida e precisa per minimizzare il tempo di ischemia a caldo. Prima dell'intervento sul ratto donatore, mantenerlo a digiuno con libero accesso a acqua e soluzione di glucosio per 24 ore. Dopo aver anestetizzato l'animale mediante inalazione di isoflurano al 2%, verificare lo stato di sedazione eseguendo un test del dito del piede.Pizzicare, rasare l'addome e disinfettare la cute tre volte con soluzione cutanea. Quindi eseguire un'incisione mediana dopo la somministrazione sottocutanea dell'analgesico mediante bisturi. Eseguire un'incisione mediana sotto un microscopio chirurgico.Avvolgere l'intestino tenue in garza inzuppata di soluzione fisiologica e posizionarlo sul lato sinistro dell'addome con un cos e un tampone sterili. Separare delicatamente le aderenze fisiologiche tra il pancreas e il colon ascendente, se necessario utilizzando microstrumenti, con seta 7-0 come otto, e dividere i vasi ileociecali e colici medi destri dopo aver spostato il colon ascendente sul lato destro della vena mesenterica superiore o SMV mediante legature 7-0 come otto, quindi dividere i vasi colici destro e medio utilizzando una pinza da mosquito mantenuta in posizione con un supporto di gesso modellato. Ritirare lo stomaco verso l'alto in modo che l'intera SMV risulti distesa ed esposta.Successivamente legare e dividere le vene pancreaticoduodenali provenienti dalla VMS. Quindi ruotare l'innesto sul lato destro dell'addome, mantenendolo sul lato destro dell'addome, in modo che il tessuto connettivo lasso, compresi tutti i linfatici tra la VMS e l'aorta addominale, diventi accessibile. Utilizzare seta 7-0 per legare il tessuto e dividerlo al fine di evitare fuoriuscite linfatiche postoperatorie dall'innesto intestinale.Alterare il tessuto connettivo, legare e dividere l'arteria renale destra. Eparinizzare sistemicamente il ratto utilizzando 200 unità di eparina in via endovenosa attraverso la vena peniena. Legare le arterie marginali e dividere l'intestino tenue al giunto duodeno-giunale e all'ileo terminale.Legare l'aorta prossimalmente all'origine dell'arteria mesenterica superiore e sezionare la vena porta alla confluenza con la vena splenica. Prelevare l'innesto con il suo peduncolo vascolare costituito dall'arteria mesenterica superiore e da un segmento aortico. Utilizzare un catetere endovenoso da 20 gauge su una siringa da 10 millilitri attraverso il condotto aortico.Perfondere l'innesto utilizzando tre millilitri di soluzione fredda dell'Università del Wisconsin o UW. Successivamente, con una siringa da 50 millilitri, irrigare la cavità intestinale a partire dall'estremità AL con 30 millilitri di soluzione fredda di cetina durante la preparazione del ricevente. Conservare l'innesto in soluzione UW fredda prima dell'intervento chirurgico sul ratto ricevente.Mantenere il digiuno con libero accesso all'acqua e alla soluzione di glucosio per 24 ore dopo che l'animale è stato anestetizzato con isoflurano al 2%. Somministrare carprofene per l'analgesia intraoperatoria. Rasare l'addome e disinfettare la cute tre volte con soluzione antisettica.Quindi eseguire un'incisione mediana. Avvolgere l'intestino del ricevente in garze imbevute di soluzione fisiologica e posizionarlo sul torace del ricevente. Utilizzare campioni sterili e garze per aprire in modo ottuso il retroperitoneo ed esporre l'aorta addominale e la vena cava inferiore appena al di sotto dei vasi renali, fino al livello dei vasi iliaci, per evitare perdite ematiche come otto.I piccoli rami lombari e spinali provenienti dall'aorta e dalla vena cava con vasi microscopici.Clips. Applicare una pinza a croce sull'aorta e sulla VCI al di sotto dei vasi renali sinistri, in senso prossimale e al di sopra della biforcazione iliaca. In senso distale, quindi incisionare la parete anteriore di entrambi i vasi e rimuovere qualsiasi residuo di sangue.Spostare l'innesto sul campo per eseguire un'anastomosi estremità-estremità tra il segmento aortico dell'innesto e l'aorta infrarenale del ricevente. Utilizzando una sutura continua in polipropilene 10-0. Posizionare l'innesto sul lato destro dell'addome ed eseguire le suture della parete posteriore dell'anastomosi arteriosa, quindi annodare la sutura di fermo inferiore.Quindi ruotare il trapianto sul lato sinistro dell'addome per esporre la parete anteriore dell'anastomosi, mantenendo il trapianto sul lato sinistro dell'addome. Iniziare l'anastomosi porto-cava posizionando un punto di sutura di contenimento inferiore. Successivamente, utilizzando prolene 10-0, eseguire un'anastomosi termino-terminale tra la vena porta del trapianto e la vena cava inferiore del ricevente.Quindi, dall'esterno, fissare i punti della parete anteriore quando tutti i punti di sutura sono stati posizionati. Rimuovere le pinze distali seguite da quelle superiori. Applicare pressione diretta con bastoncini di cotone per controllare eventuali sanguinamenti anastomotici.Verificare il trapianto per una reperfusione rapida e uniforme dopo la legatura dei vasi mesenterici, resecare l'intero intestino tenue del ricevente, preservando due o tre centimetri di digiuno prossimale e un centimetro di ileo distale utilizzando circa 16 punti continui in Monocryl 6-0. Ristabilire la continuità enterica mediante anastomosi intestinale estremità-estremità prossimale e distale. Irrigare la cavità peritoneale con soluzione fisiologica fino a quando non risulti limpida.Somministrare due millilitri di soluzione salina fisiologica per via intraperitoneale per la sostituzione dei liquidi. Quindi utilizzare un Vicryl 3-0 per lo strato muscolare e una sutura continua della cute per chiudere l'addome dopo l'intervento chirurgico. Per una rapida ripresa, posizionare il ratto sotto una lampada a infrarossi.Mantenere l'animale a digiuno con accesso a acqua e soluzione di glucosio ed eseguire iniezioni sottocutanee di soluzione salina fisiologica e glucosio ogni otto ore per le prime 24 ore del secondo giorno, quindi ripristinare l'accesso libero a cibo per ratti e acqua dopo la procedura di trapianto. L'aspetto generale, lo stato del pelo e l'aspetto delle mucose dovrebbero risultare normali dopo il primo giorno postoperatorio. Il livello di attività dovrebbe tornare allo stato preoperatorio.Tuttavia, un comportamento apatico o anomalo suggerisce complicanze chirurgiche precoci. Questa figura mostra il peso medio postoperatorio dopo trapianto ortotopico di intestino tenue. Dopo un'iniziale perdita fino al 20% del peso corporeo, i ratti inizieranno a riprendere peso intorno al sesto-ottavo giorno postoperatorio e avranno raggiunto circa il 90% del peso preoperatorio normalmente intorno al quattordicesimo giorno postoperatorio.Nel tentativo di eseguire questa procedura, è fondamentale concentrarsi sulla riduzione al minimo della perdita ematica e sulla breve ischemia a caldo. Tempo necessario per ottenere successo dopo il suo sviluppo. Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo del trapianto intestinale per studiare il rigetto acuto e cronico in un modello murino.

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Vi presentiamo uno facile da stabilire revisione della classica due-bracciale tecnica di trapianto di fegato nel ratto.

Trapianto di fegato in ratti

Trapianto di fegato nei ratti è un modello sperimentale indispensabile per la ricerca biomedica. Qui vi presentiamo le nostre procedure chirurgiche per il trapianto ortotopico di fegato di ratto con la ricostruzione arteriosa epatica con un trapianto parziale del 50%.

Procedure chirurgiche per un modello di Rat parziale trapianto di fegato con la ricostruzione arteriosa epatica

La ricostruzione della vena cava suprahepatic (SHVC) rimane un passo difficile nel trapianto orthotopic del fegato del ratto. In questo articolo, vi mostriamo un protocollo passo-passo per la ricostruzione di SHVC in ratti facendo uso di una tecnica di anastomosi magnetico romanzo.

Un modello del ratto di orthotopic del trapianto del fegato usando una tecnica novella dell'anastomosi magnetico per la ricostruzione della Vena Cava Suprahepatic

Lo scopo di questo manoscritto e protocollo è quello di spiegare e dimostrare in dettaglio la procedura chirurgica del trapianto di rene ortotopico nei ratti. Questo metodo è semplificato per ottenere la corretta perfusione del rene donatore e abbreviare il tempo di riperfusione utilizzando la tecnica di anastomosi del polsino venoso e ureterale.

Trapianto di rene ortotopico ratto: un nuovo approccio chirurgico semplificato

Descriviamo un modello di trapianto di cuore addominale eterotopico nei ratti, implicando modifiche delle strategie attuali, che portano a un approccio chirurgico semplificato. Inoltre, descriviamo un nuovo modello di rigetto mediante iniezione in-ear di cellule muscolari cardiache vitali, consentendo ulteriori analisi immunologiche dei trapianti nei ratti.

Un modello immunologico per il trapianto di cellule cardiache e cardiache cardiache cardiache cardiache cardiache cardiache

Il modello di trapianto renale ortotopico di ratto contribuisce a studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto renale. Il modello attuale aumenta la sopravvivenza dei riceventi senza interferenze con l'afflusso di sangue e il reflusso venoso della parte inferiore del corpo utilizzando un'anastomosi end-to-end dell'impianto renale e un metodo "tunnel" end-to-side di anastomosi uretere-vescica.

Un modello di trapianto renale ortotopico di ratto per il rigetto dell'allotrapianto renale

Questo protocollo descrive una tecnica migliorata per il trapianto ortotopico di polmone sinistro nei ratti, concentrandosi sulla riduzione della difficoltà operativa e sul miglioramento dei tassi di sopravvivenza.

Trapianto ortotopico di polmone sinistro nei ratti

Questo protocollo descrive un modello di trapianto intestinale basato su ratto con ileostomia per la valutazione del decorso temporale dell'intervento farmacologico sul rigetto del trapianto.

Un modello di trapianto intestinale di rigetto dell'innesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale

Scopri il trapianto ortotopico di intestino tenue nel ratto per studiare i processi immunologici e infiammatori. Questo metodo consente di ottenere sopravvivenza a lungo termine e funzionalità del trapianto.

Ortotopico di intestino tenue di ratti

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