Name: Isolamento dei Nuclei Cardiomyocyte dal post-mortem del tessuto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 12 s
Description: Impara l'isolamento dei nuclei dei cardiomiociti da tessuto post-mortem mediante omogenizzazione, centrifugazione a gradiente di densità e citometria a flusso. Questo metodo garantisce elevata purezza per studi di espressione genica ed epigenetica.

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Ci piace riconoscere Marcelo Toro per l&#39;assistenza con la citometria a flusso. Questo studio è stato sostenuto dalla svedese Heart-Lung Foundation e, Commissione UE FP7 &quot;CardioCell&quot;, Consiglio svedese della ricerca, AFA assicurazioni e ALF. OB è stato sostenuto da Deutsche Forschungsgemeinschaft.

1. Isolamento dei Nuclei Cardiac <ol><li> Coat tubi ultracentrifuga (Tubi centrifuga Beckman # 363664) con 10 ml di 1% BSA / PBS soluzione di rivestimento. Coprire le provette e farli ruotare per 30 minuti in un rotatore tubo. Rimuovere la soluzione di rivestimento e lasciare la centrifuga tubi aria secca (un tubo per il cuore di topo è richiesto per l&#39;analisi di cuore di topo singoli, alternativamente fino a 5 cuore di topo o 1 g di tessuto cardiaco da una specie diversa (ad esempio umano) può essere elaborato in un tubo). </li><li> Tutti i passaggi seguenti devono essere eseguiti sul ghiaccio. Sezionare il ventricolo sinistro del mouse dal cuore fresco o snap-frozen con un bisturi. Attenzione, questo protocollo è ottimizzato per il cuore del mouse, ma può anche essere adattato per ratto o cuore umano. In alternativa, utilizzare fino a 1 g di tessuto cardiaco da una specie diversa. </li><li> Tagliare il campione in cubicoli di piccole dimensioni con un bisturi. </li><li> Trasferire i pezzi di tessuto in un tubo Falcon da 50 ml riempito con 15 ml di tampone di lisi. </li><li> Omogeneizzare latessuto cardiaco con un T-25 Ultra-Turrax sonda omogeneizzatore (IKA) a 24.000 rpm per 10 sec. </li><li> Diluire l&#39;omogeneizzato con un volume uguale di tampone di lisi a 30 ml. </li><li> Utilizzare un bicchiere douncer (40 ml) per omogeneizzare ulteriormente il tessuto e il libero nuclei. Eseguire otto colpi con un pestello gioco di grandi dimensioni. </li><li> Passare il greggio isolare nuclei attraverso un 100 micron e 70 micron nylon mesh cellulare filtro (BD Biosciences), consecutivamente. </li><li> Centrifugare la nuclei grezzo isolato in una centrifuga refrigerata (4 ° C) a 700 xg per 10 min. </li><li> Rimuovere il surnatante attentamente invertendo i tubi e pulire l&#39;interno del tubo con carta assorbente. Fare attenzione a non disturbare il pellet nuclei. </li><li> Sciogliere il nuclei grezzo isolato in 5 ml di tampone saccarosio pipettando la soluzione più volte su e giù. Aggiungi un ulteriore 25 ml di tampone saccarosio alla disciolta pellet. </li><li> Aggiungere 10 ml di tampone saccarosio appena preparato al tubo rivestito ultracentrifuga (vedi punto 1.1). &lt;/ Li&gt; <li> Accuratamente sovrapporre il aggiunti 10 ml di tampone saccarosio con i nuclei pellet risospeso sciolto in tampone saccarosio dal passaggio 1,9. </li><li> Bilanciare le provette prima di metterli in un rotore JS13.1 libera oscillazione e posizionare il rotore in una centrifuga ad alta velocità (Beckman Avanti S-25). </li><li> Spin il campione nuclei a 13.000 xga 4 ° C per 60 min. </li><li> Quando la rotazione è stata completata, rimuovere i tubi accuratamente dal rotore e scartare il supernatante invertendo i tubi e pulire i detriti restante dall&#39;interno dei tubi con carta assorbente. </li><li> Sciogliere i nuclei pellet in 1 ml di tampone nuclei di stoccaggio (NSB più buffer). Nota: NSB più contiene 1,5 mM spermina come stabilizzante DNA. </li><li> Procedere con il punto 2.1, immunocolorazione dei nuclei cardiomiociti. </li></ol> 2. Immunoenzimatica per Citometria a Flusso <ol><li> Preparare il controllo negativo per immunocolorazione. Prelevare un &#39;aliquota di 20 microlitri di fuori del campione nuclei edd 980 pl di tampone NSB più. </li><li> Aggiungi anti-pericentriolar materiale 1 anticorpi (di coniglio anti-PCM-1, anticorpi Atlas) al campione nuclei in una diluizione di 1:500 per nuclei immunolabel cardiomiociti. Aggiungere l&#39;anticorpo isotipo nella stessa diluizione come l&#39;anti-anticorpo PCM-1 per il controllo negativo, preparato nella fase 2,1. </li><li> Incubare controllo negativo e la provetta a 4 ° C per una notte. </li><li> Lavare controllo negativo e campione almeno una volta con NSB più tampone (spin down tubi in una centrifuga refrigerata (4 ° C) a 700 xg per 10 min. Eliminare il surnatante e sciogliere il nuclei pellet in 1 ml di tampone più NSB). </li><li> Aggiungi anti-coniglio immunofluorescenza secondario (FITC o APC) al controllo negativo e la provetta in una diluizione di 1:1000. </li><li> Incubare controllo negativo e la provetta a 4 ° C per 1 h. </li><li> Lavare controllo negativo e campione almeno una volta con NSB più tampone (spin down tubi in una centrifuga refrigerata (4 ° C) a 700 xg per 10 min. Gettare il surnatante e sciogliere i nuclei pellet in 1 ml di NSB più buffer). </li><li> Procedere con l&#39;analisi di citometria di flusso e di smistamento. </li></ol> 3. Citometria a Flusso <ol><li> Coat nuclei provette Falcon (15 ml) con 1% BSA / PBS soluzione prima di iniziare la citometria a flusso di smistamento come descritto al punto 1,1. </li><li> Filtrare il campione e il controllo negativo tramite un setaccio cella 30 um e caricare il primo controllo negativo al citofluorimetro (Influx BD). Definire il primo cancello e la seconda per definire nuclei e canottiere (nuclei singola), sulla base di forward scatter (FSC), larghezza di impulso in avanti scatter (FS larghezza d&#39;impulso) e Side Scatter (SSC) (Fig. 2a e b). Aggiunta di un DNA macchia (DRAQ5 (1:500)) per il campione può aiutare a identificare la popolazione nuclei inizialmente. </li><li> Caricare il campione immunolabeled e definire la terza porta per isolare nuclei cardiomiociti (PCM-1-positve) da non-cardiomiociti nuclei (PCM-1-negativo). Avviare l&#39;ordinamento(Fig. 2c e d). </li></ol> Optional: Al fine di analizzare il contenuto nucleare di DNA (ploidia) e di eseguire l&#39;analisi del ciclo cellulare aggiungere un DNA adeguato macchia per i nuclei (ad esempio, Hoechst 33342 o DRAQ5) (Fig. 2e). <ol start="4"><li> Dopo cernita citometria di flusso, posizionare i nuclei su ghiaccio e ri-analisi per determinare la purezza di smistamento (Fig. 3a e b). </li><li> Centrifugare la nuclei ordinato nei tubi di raccolta a 1500 xg in una centrifuga refrigerata per 15 min. </li><li> Sciogliere il nuclei pellet in un buffer compatibile con l&#39;applicazione a valle. </li></ol> 4. Risultati rappresentativi Nuclei morfologia e l&#39;integrità può essere valutata attraverso macchie di DNA e visualizzati al microscopio (Fig. 1). Successo PCM-1 di etichettatura può essere valutata mediante microscopia in epifluorescenza e mediante citometria a flusso (Fig. 1 e Fig. 2c e d). PCM-1-positiVE e popolazioni negativi devono essere ben separati uno dall&#39;altro (Fig. 2c e d). In murino ventricolo sinistro circa il 30% di tutti i nuclei dovrebbe essere nuclei cardiomiociti (Fig. 2d). Ordinamento purezza può essere valutata da ri-analizzando i nuclei ordinati (Fig. 3a e b). Entrambe le popolazioni nuclei dovrebbe avere una purezza superiore al 95% di smistamento. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig1.jpg" /> Figura 1. PCM-1 identifica nuclei cardiomiociti. Nuclei cardiaca (a) vengono colorate con anticorpi anti PCM-1 (b) e per Nkx2.5 (c) in un cuore topo adulto. (D) PCM-1-marcato nuclei sono circondati da citoplasma cardiomiociti (catena pesante della miosina (MHC)) ed esprimere il fattore di trascrizione Nkx2.5, che documenta l&#39;identificazione accurata dei nuclei cardiomiociti da PCM-1 colorazione (scala di 20 bar e 10 micron micron (d, inserto)). (E) isolati nuclei cardiache visualizzati con il DNA macchia DRAQ5. (F e G) Cardiomyocnuclei yte sono etichettati con anticorpi contro il PCM-1 (scala bar 10 micron). Nota, il pattern di colorazione epinuclear PCM-1 in nuclei muscolari in sezione del tessuto e in nuclei isolati (frecce). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig2.jpg" /> Figura 2. Citometria a flusso ordinamento dei nuclei cardiomiociti. (A) nuclei Cardiac sono identificati dalla forward scatter (FSC) e lato scatter (SSC). (B) Una seconda porta identifica i singoli nuclei da FSC e FS larghezza di impulso 5. (C, d) gating fluorescente permette la separazione dei nuclei cardiomiociti (PCM-1-positive) e non-cardiomiociti (PCM-1-negativi) nuclei di tessuto cardiaco. (E) cardiomiociti mouse sono in gran parte (&gt; 80%) diploide (2n), solo un piccolo sottoinsieme è tetraploide (4n) 6. Nota, cardiomiociti umani contengono una maggiore frequenza di nuclei poliploidia (&gt; 2n) 7,8. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4205/4205fig3.jpg" /> <strong&gt; Figura 3. Analisi di purezza ordinati nuclei cardiomiocita e non cardiomiociti. Re-analisi di ordinato nuclei non cardiomiociti (a) e cardiomiociti (b). Entrambe le popolazioni mostrano una purezza superiore al 99% di smistamento.

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<li>Okada, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometric+sorting+of+neuronal+and+glial+nuclei+from+central+nervous+system+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cellular+physiology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometric sorting of neuronal and glial nuclei from central nervous system tissue.</a> Journal of cellular physiology. 226, 552-558 (2011).</li>
<li>Matevossian, A., Akbarian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+Nuclei+Isolation+from+Human+Postmortem+Brain+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Neuronal Nuclei Isolation from Human Postmortem Brain Tissue.</a> J. Vis. Exp. (20), e914(2008).</li>
</ol>

Non ci sono conflitti di interesse dichiarati.

Identificazione accurata di nuclei cardiomiocita è cruciale per l&#39;analisi dei processi rigenerativi nel miocardio 2,3. Le tecniche convenzionali per isolare cardiomiociti di tessuto fresco si basa principalmente sulla digestione enzimatica delle proteine ​​della matrice extracellulare e la successiva purificazione dalle cellule interstiziali mediante centrifugazione a bassa velocità. Ulteriore purificazione di cardiomiociti viventi di cellule staminali embrionali (ESC) può essere eseguita da immunomarcatu...

<table border="1"><tbody><tr><td> 1. Lysis Buffer </td></tr><tr><td> Nome del reattivo </td></tr><tr><td> 0,32 M di saccarosio </td></tr><tr><td> 10 mM Tris-HCl (pH = 8) </td></tr><tr><td> 5 mM CaCl 2 </td></tr><tr><td> 5 mM acetato di magnesio </td></tr><tr><td> 2,0 mM EDTA </td></tr><tr><td> 0,5 mM EGTA </td></tr><tr><td> 1 mM DTT </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> 2. Saccarosio tampone </td></tr><tr><td> Nome del reattivo </td></tr><tr><td> 2,1 M saccarosio </td></tr><tr><td> 10 mM Tris-HCl (pH = 8) </td></tr><tr><td> 5 mM acetato di magnesio </td></tr><tr><td> 1 mM DTT </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> 3. Nuclei soluzione per la conservazione (NSB plus) </td></tr><tr&gt; <td> Nome del reattivo </td></tr><tr><td> 0,44 M di saccarosio </td></tr><tr><td> 10 mM Tris-HCl (pH = 7,2) </td></tr><tr><td> 70 mM KCl </td></tr><tr><td> 10 mM MgCl 2 </td></tr><tr><td> 1,5 mM spermina </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> Reagenti e materiale </td><td> Azienda </td></tr><tr><td> Isotipo IgG di coniglio ChIP-Grade, # ab37415 </td><td> Abcam </td></tr><tr><td> Coniglio anti-PCM-1 anticorpo, # HPA023374 </td><td> Atlas Anticorpi </td></tr><tr><td> Donkey sec. anticorpo anti-coniglio Alexa Fluor 488, # A-21.206 o equivalente sec. immunofluorescenza </td><td> Life Technologies </td></tr><tr><td> DRAQ5 </td><td> Biostatus </td></tr><tr><td> filtri cella 30 micron, 70 micron e 100 micron </td><td> BD Biosciences </td></tr><tr><td> Douncer vetro (40 ml) epestello &quot;L&quot; </td><td> VWR (Wheaton Industries Inc.) </td></tr><tr><td> T-25 Ultra-Turrax </td><td> IKA Germania </td></tr><tr><td> Disperdente strumento S25 N-18 G </td><td> IKA Germania </td></tr><tr><td> Centrifuga Beckman Avanti </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Provette Falcon da 15 ml e 50 ml </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Tubi centrifuga Beckman # 363664 </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> JS13.1 rotore oscillante libero </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Influx citometro </td><td> Beckman Coulter </td></tr><tr><td> Tubo Rotator </td><td> VWR </td></tr></tbody></table>

isolamento dei nuclei cardiomyocyte dal post-mortem del tessuto

Isolation of Cardiomyocyte Nuclei from Post-mortem Tissue

Identificazione dei nuclei cardiomiociti è stato impegnativo in sezioni di tessuto, come la maggior parte delle strategie di contare solo su proteine ​​marker citoplasmatici 1. Eventi rari in miociti cardiaci quali la proliferazione e l&#39;apoptosi richiedono una identificazione accurata dei miociti cardiaci nuclei di analizzare il rinnovamento cellulare in omeostasi e in condizioni patologiche 2. Qui, forniamo un metodo per isolare nuclei cardiomyocyte dal tessuto post mortem di sedimentazione densità e immunomarcatura con anticorpi contro materiale pericentriolar 1 (PCM-1) e la successiva selezione citometria a flusso. Questa strategia permette una analisi un elevato throughput e l&#39;isolamento con il vantaggio di lavorare altrettanto bene su tessuti freschi e congelati materiale d&#39;archivio. Ciò rende possibile studiare materiale già raccolto in biobanche. Questa tecnica è applicabile e testato in una vasta gamma di specie e adatto a molteplici applicazioni a valle, come il carbonio-14 datazione 3, cell-cyCLE analisi 4, la visualizzazione di analoghi della timidina (ad esempio BrdU e IDU) 4, l&#39;analisi del trascrittoma ed epigenetici.

Nuclei cardiaca sono isolati tramite sedimentazione densità e immunolabeled con anticorpi contro materiale pericentriolar 1 (PCM-1) per identificare e ordinare nuclei cardiomiociti mediante citometria a flusso.

Isolamento dei Nuclei Cardiomyocyte dal post-mortem del tessuto

L'identificazione dei nuclei dei cardiomiociti nelle sezioni di tessuto è risultata problematica, poiché la maggior parte delle strategie si basa esclusivamente su proteine marcatori citoplasmatiche1. Eventi rari...

L'obiettivo generale di questa procedura è isolare i nuclei dei cardiomiociti da tessuto post mortem. Questo viene ottenuto innanzitutto omogeneizzando il tessuto con un omogeneizzatore a sonda e un pestello di vetro, seguito da diversi passaggi di filtrazione. Il secondo passaggio consiste nell'isolare la frazione nucleare dalle altre frazioni cellulari mediante centrifugazione di sedimentazione per densità.In seguito, i nuclei dei cardiomiociti vengono marcati mediante immunomarcazione con un anticorpo diretto contro PCM1. L'ultimo passaggio consiste nell'isolare i nuclei dei cardiomiociti marcati mediante sorting cellulare attivato da fluorescenza. Infine, immediatamente prima di ulteriori manipolazioni a valle, la purezza dei nuclei dei cardiomiociti viene confermata mediante ri-analisi delle frazioni nucleari ordinate.Il principale vantaggio di questa tecnica è che i nuclei dei cardiomiociti possono essere analizzati con pari efficacia a partire da tessuti freschi o congelati di archivio, in modo ad alto rendimento. Gli studi basati sul DNA nei cardiomiociti sono particolarmente complessi per diversi motivi. In primo luogo, i cardiomiociti costituiscono solo circa il 20-30% delle cellule del cuore.Inoltre, essi sono in misura significativa nucleati. Inoltre, i cardiomiociti sono in misura significativa poliploidi. Questo metodo qui descritto supera tutte queste difficoltà.Prima di iniziare la procedura, ricoprire le provette per ultracentrifuga con 10 millilitri di una soluzione di rivestimento contenente BSA al 1% in PBS. Dopo aver fatto ruotare le provette per 30 minuti, rimuovere la soluzione di rivestimento e lasciarle asciugare all'aria.Iniziare la procedura di isolamento dei nuclei cardiaci utilizzando un bisturi per dissezionare il ventricolo sinistro da un cuore di topo congelato rapidamente. Tagliare il campione dissezionato in piccoli segmenti, quindi trasferire i pezzi di tessuto in un tubo conico da 50 millilitri contenente 15 millilitri di buffer di lisi. Successivamente, omogeneizzare il tessuto cardiaco con un omogeneizzatore a sonda a 24.000 giri al minuto per 10 secondi, quindi diluire l'omogenato con un volume uguale di buffer di lisi fino a un volume totale di 30 millilitri. Trasferire l'omogenato in un omogeneizzatore in vetro utilizzando otto passaggi con una pestella a grande gioco per liberare i nuclei.Quindi passare i nuclei grezzi. Isolarli prima attraverso un filtro cellulare da 100 micron, poi attraverso un filtro cellulare da 70 micron in un nuovo tubo conico da 50 millilitri. Ora centrifugare l'isolato di nuclei grezzi per 10 minuti a 700 ×g e a 4 gradi Celsius.Rovesciare il tubo per rimuovere con attenzione il soprannatante, quindi asciugare l'interno del tubo con un tovagliolo di carta, avendo cura di non disturbare il pellet di nuclei. Pipettare la soluzione su e giù diverse volte per risospendere i nuclei grezzi.Isolare in cinque millilitri di tampone saccarosio, quindi aggiungere ulteriori 25 millilitri di tampone saccarosio alla sospensione dei nuclei. Successivamente, aggiungere 10 millilitri di tampone saccarosio appena preparato in uno dei tubi per ultracentrifuga rivestiti precedentemente preparati. Quindi sovrapporre con attenzione il tampone con la soluzione del pellet di nuclei risospesi.Dopo aver bilanciato il tubo in un rotore a pendolamento libero, inserire il rotore in una centrifuga ad alta velocità e centrifugare il campione di nuclei per 60 minuti a 13.000 ×g e a quattro gradi Celsius. Al termine della centrifugazione, rimuovere con attenzione i tubi dal rotore e capovolgerli nuovamente. Per eliminare il soprannatante, asciugare i residui rimanenti all'interno del tubo con un fazzoletto di carta come in precedenza, quindi risospendere il pellet di nuclei in un millilitro di buffer di conservazione dei nuclei.Prima di iniziare la procedura di colorazione immunofluorescente, trasferire un'aliquote da 20 microlitri del campione di nuclei in una provetta fax. Aggiungere 980 microlitri di tampone di conservazione per nuclei all'aliquote ed etichettare la provetta come controllo negativo. Aggiungere ora l'anticorpo anti PCM1 al campione di nuclei e alle provette del controllo negativo in una diluizione di uno a 500.Quindi, incubare entrambi i tubi a quattro gradi Celsius durante la notte. Il giorno successivo, dopo aver lavato i tubi con il buffer di conservazione dei nuclei e aver scartato il surnatante, sospendere i pellet nucleari in un altro millilitro di buffer di conservazione dei nuclei.Quindi aggiungere l'anticorpo secondario fluorescente anti-rabbia ai campioni cellulari in un rapporto di diluizione 1:100 e incubare a quattro gradi Celsius per un'ora. Dopo aver lavato i tubi con tampone di conservazione per nuclei, risospendere i pellet in un millilitro di tampone di conservazione per nuclei per la successiva analisi e separazione mediante citometria a flusso. Dopo aver rivestito i nuclei e i tubi di raccolta con BSA e PBS, come all'inizio del video, filtrare il campione e il controllo negativo attraverso filtri cellulari individuali da 30 micron. Poco prima del caricamento, aggiungere un colorante per il DNA.Aggiungere una diluizione da uno a 500 per l'identificazione delle popolazioni nucleari. Caricare il controllo negativo sul citometro a flusso. Utilizzare i parametri di scattering anteriore e laterale per impostare il primo gate per definire i nuclei cardiaci, in modo analogo al grafico DOT mostrato qui.Quindi utilizzare i parametri di diffusione in avanti e larghezza dell'impulso di diffusione in avanti per creare un secondo gate intorno ai nuclei singoletti, simile al grafico DOT mostrato qui. Ora caricare il campione immunoetichettato e posizionare il terzo gate per differenziare i nuclei dei cardiomiociti positivi per PCM1 da quelli negativi per PCM1 appartenenti ai non cardiomiociti. Utilizzare la colorazione del DNA nucleare per analizzare il contenuto di DNA e per eseguire l'analisi del ciclo cellulare, simile all'analisi illustrata da questo istogramma.Dopo aver ordinato i nuclei in base alla loro positività per PCM1, mettere i nuclei ordinati sul ghiaccio e riesaminare un'aliquote di ciascun campione ordinato per determinare la purezza dell'ordinamento. Infine, centrifugare i nuclei ordinati nei loro tubi di raccolta per 15 minuti a 1500 × g e a quattro gradi Celsius. Dopo aver eliminato i soprannatanti, risospendere i pellet di nuclei in un buffer compatibile con l'applicazione successiva desiderata.In questa prima figura, un cuore di topo adulto è stato colorato con un colorante nucleare e con anticorpi contro PCM1, il fattore di trascrizione cardiaco murino NKX2.5 e la miosina heavy chain o MHC. Qui viene mostrato un ingrandimento della sovrapposizione della figura precedente. Si noti come i nuclei marcati con PCM1 in bianco esprimano il fattore di trascrizione NKX2.5 in rosso e siano circondati dal citoplasma dei cardiomiociti in verde.Questi dati dimostrano congiuntamente l'accuratezza con cui la colorazione per PCM uno identifica i nuclei dei cardiomiociti. L'ingrandimento evidenzia il pattern di colorazione epinucleare di PCM uno nei nuclei dei miociti, come ulteriormente indicato dalle frecce nell'esperimento rappresentato nelle prossime tre figure, in cui isolati di nuclei cardiaci sono stati colorati con il colorante per il DNA DRAC cinque e con anticorpi diretti contro PCM uno. Qui, la sovrapposizione delle due figure precedenti, le frecce evidenziano nuovamente il pattern di colorazione epinucleare di PCM uno nei nuclei isolati dei cardiomiociti.Questo diagramma a punti dimostra che circa il 30% dei nuclei isolati con questo metodo sono nuclei di cardiomiociti, come indicato dalla loro marcatura per PCM1. Infine, come illustrano questi istogrammi, i nuclei dei cardiomiociti del mouse sono principalmente diploidi, come indicato dal picco 2N, e solo una piccola sottopopolazione è tetraploide, come indicato dal picco 4N di minori dimensioni. Uno dei vantaggi di questa tecnica è che può essere facilmente adattata ad altre specie.Come per gli esseri umani.

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