Name: Elettroencefalografia simultanea, in tempo reale misura della concentrazione di lattato e la manipolazione Optogenetic di attività neuronale nella corteccia cerebrale Rodentia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Scopri la manipolazione optogenetica dei neuroni corticali piramidali con monitoraggio simultaneo di EEG, EMG e concentrazione di lattato cerebrale in topi. Questo metodo consente lo studio in tempo reale dell'attività neuronale durante i cicli sonno/veglia spontanei.

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La ricerca finanziata dal Dipartimento della Difesa (Defense Advanced Research Projects Agency, Premio Facoltà giovane, il codice di autorizzazione N66001-09-1-2117) e NINDS (R15NS070734).

1. Preparazione chirurgica degli animali 1. I soggetti sperimentali Utilizzare i topi del B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J linea transgenica 9; deformazione JAX # 7612) o di altri topi che esprime il blu sensibile alla luce canale cationico, channelrhodopsin-2, in neuroni corticali cerebrali. Applicazione di luce blu alla corteccia cerebrale del B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J linea transgenica fa sì che i neuroni piramidali che esprimono channelrhodopsin-2 per depolarizzare e sottoposti a potenziali d&#39;azione 9,10. Come conseguenza dell&#39;attivazione delle cellule piramidali, interneuroni locali sono attivati, e la variazione di potenziale viene propagata neuroni oltre il sito di stimolazione 10. Eseguire un intervento chirurgico in condizioni sterili in aderenza alle vigenti linee guida legislative: autoclave strumenti chirurgici e softpacks (campo chirurgico, garze); caldo tallone sterilizzare tutti calore ad elevata dispositivi metallici impiantati (cannule, viti e fili)per 30 secondi; Disinfettare dispositivi impiantabili calore intolleranti (cavo in fibra ottica, connettore di plastica) con un tuffo di 10 secondi in etanolo; colpo etanolo-tuffato articoli secco mediante l&#39;applicazione di aria compressa. 2. Anestesia, posizionamento stereotassico e Liquidazione del Teschio Utilizzare il IMPAC 6 integrato Multi paziente (Vet Equip Inc) sistema per anestetizzare il mouse. Utilizzare 5% Isoflurane/95% Ossigeno per l&#39;induzione e il 3% di ossigeno Isoflurane/97% per la manutenzione durante l&#39;intervento chirurgico. Posizionare l&#39;animale su un ricircolo di acqua coperta impostato a 37 C. Non è necessario controllare la temperatura corporea se la coperta è mantenuta a questa temperatura. 3. Preparazione del Teschio per l&#39;impianto Preparare il sito di incisione con la rasatura tutte le pellicce dalla parte superiore del cranio. L&#39;area rasata dovrebbe estendersi lateralmente da orecchio a orecchio e antero-posteriore dagli occhi fino alla fine posteriore del cranio. Disinfettare la pelle esposta con tre CONSECUTIVItamponi elettronici di betadine seguito da etanolo. Praticare un&#39;incisione mediale sulla parte superiore del cranio, dalle tra gli occhi al retro del cranio. Pulire il cranio con perossido di idrogeno e soluzione salina sterile (0,9% NaCl). Controllare il sanguinamento con uno strumento di cauterizzazione. Individuare e contrassegnare bregma e lambda per determinare le coordinate stereotassiche. Coordinate stereotassiche per elettrodi / optogenetic configurazioni stimolo che abbiamo utilizzato sono riportati in Tabella 1 e illustrato schematicamente nella Figura 1A. 4. Preparazione dei siti d&#39;impianto sul cranio Utilizzare un trapano ad alta velocità dentale con un po &#39;0,5 millimetri palla bava di stabilire ogni sito impianto nel cranio. Smussare il margine esterno di ciascun foro utilizzando una punta 0,7 millimetri palla bave per facilitare l&#39;inserimento delle viti. 5. Inserimento e fissaggio di cannule, EMG Cavi e cavi EEG Inserire le viti EEG (0,8 mm di lunghezza, con 2 cm di naturale 30-calibro-rame stagnato bus fili pre-saldato a vite testa) nei fori e spingerli in con una mano cacciavite a taglio di circa 4-5 giri per ottenere la profondità desiderata. Tenere cannule guida in posizione con un supporto stereotassica cannula e poi applicarle al cranio e ancoraggi con cemento acrilico. Ogni cannula guida deve contenere un manichino cannula / mandrino (Materie plastiche Uno, parte # C312 DC \ 1) dal momento dell&#39;intervento chirurgico al tempo della sperimentazione (10-14 giorni) per mantenere la pervietà. 6. Chiusura del sito chirurgico Una volta EEG e cannule guida sono posizionati nel cranio, collegare insieme con cemento acrilico dentale (Lang Dental - Ortho-Jet cemento). Dopo il set di cemento, posizionare il connettore di plastica (parte tecnologia Pinnacle # 8402) al di sopra del tumulo di cemento secco. Saldare le estremità dei fili provenienti dalla porta EEG ai contatti del connettore di plastica. Racchiudere i conduttori in cemento. Quindi disegnare i fili EMG attraverso il muscolo nucales facendoli scivolare nel cilindro di un ago 21ga trafitto muscolare. Cravatta nodo un chirurgo doppio di 5-0 sutura in nylon intorno a questi fili appena distalmente al cui esce il muscolo. Suturare insieme la pelle che è stata ritratta per accedere al tessuto muscolare con singoli nodi chirurgo interrotto, con una inversione di taglio P-3 e 5-0 aghi sutura in nylon. 7. Analgesia post-operatoria e ripristino Somministrare buprenorfina come analgesico (0,1 mg / kg, per via sottocutanea) e flunixin meglumina (0,1 mg / kg, per via sottocutanea) come un anti-infiammatorio immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico, e al giorno nei giorni 1-2 post-intervento chirurgico. Consentire agli animali di recuperare in condizioni standard abitative colonia per almeno sette giorni prima della sperimentazione. Senza cura supplementare al di là custodia colonie standard, cannule ci si può aspettare di rimanere brevetto per almeno due settimane con i mandrini interiori fissato in posizione. Sensori EEG e EMG può anche essere previsto per conservarefunzionalità per tutta la durata. 2. Generazione di impulsi temporizzato Luce 1. Programmazione dell&#39;unità Stimolo MC Collegare l&#39;MC-stimolo unità (sistemi multi-canale) tramite un collegamento USB a un computer desktop. Utilizzare il foglio di calcolo simile a MC-stimolo interfaccia utente per programmare l&#39;unità MC stimolo. Inserire il desiderato TTL (Transistor-Transistor Logic) di tensione per il periodo on, le durate di impulso e fuori periodi, il numero di cicli al secondo desiderati, e il numero totale di cicli ripetuti per l&#39;intera sessione di stimolo. Per ulteriori dettagli, vedere MC-stimolo manuale tecnico: 3. Produzione / Assemblaggio di fibra ottica PrOBE per la consegna della luce alla corteccia cerebrale <ol><li> Forniture e le apparecchiature necessarie sono disponibili all&#39;indirizzo: <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li><li> Taglio e lucidatura di cavi in fibra ottica. <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li></ol> 4. Montaggio del sistema di stimolazione Optogenetic roditori 1. Interfaccia di MC-Stimolo e Laser Una volta che la MC-stimolo unità è programmata, eseguirlo come uno stand-alone generatore di segnali di un 5-Volt binario segnale ON / OFF. Collegare l&#39;MC-stimolo unità alla abilitato di potenza del laser TTL con connettori BNC. 2. La produzione di uscita laser con cavo in fibra ottica Utilizzare il display digitale e variabile quadrante potenza dell&#39;unità di potenza del laser manualely regolare la potenza del laser. Collegare l&#39;unità di potenza del laser per il laser per mezzo di un cavo a nastro. Collegare la femmina FC (ghiera connettore) Adattatore fibra del laser al connettore maschio FC sul cavo in fibra ottica di patch (a 3 m di lunghezza, 200 micron di diametro di fibra di vetro rivestita di conduzione in luce riflessa acrilato rivestimento polimerico). 3. Trasporto il laser per l&#39;animale: Commutatore rotante Collegare il cavo a fibre ottiche di origine (3 m di lunghezza) e il cavo a fibre ottiche di consegna (45 cm di lunghezza) a estremità opposte del giunto rotante ottica che incassa due lenti collimanti (lenti doriche). La fibra ottica giunto rotante serve come commutatore: l&#39;animale si muove sulla sua gabbia, il giunto rotante ruota per prevenire la rottura dei cavi in ​​fibra ottica. Utilizzare fascette in plastica per fissare il commutatore ad un metallo stare collocato sopra la gabbia cilindrica in cui è alloggiato l&#39;animale. 4. Collegamento in fibra ottica di consegnaCavo a Testa Frena il mouse con una sola mano per bloccare il mouse sotto una palma a coppa. Orientare la testa tra centro dello sperimentatore e l&#39;indice. Rimuovere la cannula fittizia dalla cannula guida posizionato per la cannula in fibra ottica. Deselezionare la cannula guida di detriti utilizzando un ago sterile 25ga. Inserire il cavo in fibra ottica a mano e fissarlo alla cannula guida ottica fibra con un tappo a vite filettato recuperato da una cannula manichino. Controllare la profondità di inserimento del cavo in fibra ottica nel cervello da un nodo sutura legato sul cavo a fibra ottica ad una distanza fissa dal piatto spaccati end. L&#39;apparato sperimentale è mostrato in Figura 1B. 5. Misura di EEG definito sonno e concentrazione di lattato durante la stimolazione Optogenetic 1. Precalibration del sensore Lattato Pre-calibrazione del sensore lattato viene eseguita con un in vitroKit (parte Tecnologia Pinnacle # 7000-K1-T). Il sensore è equilibrata in tampone fosfato (pH 7,4), quindi esposto a tre concentrazioni di L-lattato in modo graduale per i protocolli del produttore. 2. Inserimento del sensore di lattato e cavo EEG Inserire il sensore pre-calibrato nel cranio montato cannula guida lattato in maniera identica alla procedura di cavo in fibra ottica di inserimento (paragrafo 4.4). Collegare il sensore del lattato al preamplificatore del biosensore 8400 Pinnacle bipolari con connettori a spina. Unire questo preamplificatore al connettore a 8 pin sul headmount chirurgicamente impiantati. 3. Stabilire intensità dello stimolo Optogenetic Prima della raccolta dei dati, utilizzare l&#39;intensità del laser manopola di controllo per regolare l&#39;intensità dello stimolo optogenetic. L&#39;ampiezza della risposta EEG varierà tra animali, a causa di fattori che non sono stati studiati sistematicamente, un<html> d deve essere verificata mediante ispezione visiva al momento della comparsa della stimolazione. In pratica, una intensità di 80-120 μWatts genere produrre un aumento dell&#39;ampiezza EEG di circa il 50% alla frequenza di stimolazione. Post-hoc analisi trasformata di Fourier veloce (vedere paragrafo 5.5) è necessario quantificare la grandezza assoluta della risposta. 4. Raccolta dei dati Raccogliere i dati utilizzando il sistema di Pinnacle 8400: <a href="http://pinnaclet.com/pal-8400.html" target="_blank">http://pinnaclet.com/pal-8400.html</a> . 5. Elaborazione dati con Neuroscore Classificare dormire stati mediante ispezione visiva dei dati EEG e EMG con l&#39;interfaccia Neuroscore (DataSciences, internazionale: <a href="http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp" target="_blank">http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp</a> ) o l&#39;interfaccia Sirenia (Pinnacle Tecnologia:f = target &quot;http://www.pinnaclet.com/sirenia.html&quot; = &quot;_blank&quot;&gt; http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Dati di processo in dieci secondi epoche come scia, non rapidi movimenti degli occhi del sonno, o rapidi movimenti degli occhi del sonno sulla base di EEG e EMG. Salvare i dati come fogli di calcolo Microsoft Excel per ulteriori analisi e test statistici.

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

I metodi qui presentati permettono di misurare la relazione tra sonno e cambiamenti nella concentrazione cervello del lattato glicolitico intermedio su una scala di tempo non possibile in precedenza. Gli animali sottoposti spontaneamente delle transizioni tra veglia, NREMS e REMS. Inoltre, siamo in grado di applicare stimoli optogenetic mentre gli animali sottoposti a queste transizioni. I dati raccolti fino ad oggi dimostrano che l&#39;impatto sia spontanea che indotta onde sulla lettura di un lattato ossidasi a base d...

<table border="1"><tbody><tr><td> Componente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr><td> BASi mouse Guida Cannula </td><td> Pinnacle Tecnologia / BASi Inc </td><td> 7032 </td><td></td></tr><tr><td> Biosensor lattato </td><td> Pinnacle Tecnologia </td><td> 7004 </td><td></td></tr><tr><td> Montato su testina </td><td> Pinnacle Tecnologia </td><td> 8402 </td><td></td></tr><tr><td> Sleep / Sistema di registrazione Biosensor </td><td> Pinnacle Tecnologia </td><td> 8400-K1-SL </td><td> 2 canali EEG, 1 canale EMG, e 1 biosensore </td></tr><tr><td> Mouse Tethered in vitro Kit di calibrazione </td><td> Pinnacle Tecnologia </td><td> 7000-K1-T </td><td></td></tr><tr><td> Fibra ottica Guida Cannula </td><td> Plastics One </td><td> C312G </td><td> 21 gauge Guide Cannula </td></tr><tr><td> Cannula Dummy </td><td> Plastics One </td><td> C312DC </td><td> 21 Gauge Dummy </td></tr><tr><td> Diamante fibra Scribe </td><td> Thorlabs </td><td> S90W </td><td></td></tr><tr><td> Fibra Crimp strumento </td><td> Thorlabs </td><td> CT042 </td><td></td></tr><tr><td> Forcazioni Tubi </td><td> Thorlabs </td><td> FT030 </td><td> 03.0 millimetri </td></tr><tr><td></td><td> Thorlabs </td><td> T10S13 </td><td> Max Dia. 0,012 </td></tr><tr><td> Forcazioni Tubo Stripper </td><td> Thorlabs </td><td> FTS3 </td><td></td></tr><tr><td> Bare Fiber Rivestimento duro Multimodale </td><td> Thorlabs </td><td> BFL37-200 </td><td> Nucleo 200 micron, 0,37 NA </td></tr><tr><td> Filo Snips / Kevlar Cesoie </td><td> Thorlabs </td><td> T865 </td><td></td></tr><tr><td> Fibra ottica epossidica </td><td> Thorlabs </td><td> F112 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Fibra Stripper Strumento </td><td> Thorlabs </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lucidatura di vetro piatto </td><td> Thorlabs </td><td> CTG913 </td><td></td></tr><tr><td> Gomma lucidatura Pad </td><td> Thorlabs </td><td> NRS913 </td><td></td></tr><tr><td> Eye Loupe </td><td> Thorlabs </td><td> JEL10 </td><td></td></tr><tr><td> Kim Wipes </td><td> Thorlabs </td><td> KW32 </td><td></td></tr><tr><td> Aria compressa </td><td> Thorlabs </td><td> CA3 </td><td></td></tr><tr><td> Lucidatura Puck </td><td> Thorlabs </td><td> D50-xx </td><td></td></tr><tr><td> Fibra di controllo portata </td><td> Thorlabs </td><td> CL-200 </td><td></td></tr><tr><td> Films lucidatura </td><td> Thorlabs </td><td> LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC connettore finale </td><td> Thorlabs </td&gt; <td> 30126G2-240 </td><td> Alesaggio 240 micron, SS boccole </td></tr><tr><td> MC Stimolo </td><td> Sistemi multi-canale </td><td> STG-4002 </td><td></td></tr><tr><td> MC stimolo Software </td><td> Sistemi multi-canale </td><td> MC-stimolo V 2.1.5 </td><td></td></tr><tr><td> Blue Laser </td><td> CrystaLaser </td><td> CL473-050-0 </td><td></td></tr><tr><td> Laser Alimentazione </td><td> CrystaLaser </td><td> CL2005 </td><td></td></tr><tr><td> Fibra ottica comune Rotary </td><td> Lenti doriche </td><td> FRJ-v4 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Tabella 2. Materiali di consumo e attrezzature. </td></tr></tbody></table>

elettroencefalografia simultanea, in tempo reale misura della concentrazione di lattato e la manipolazione optogenetic di attività neuronale nella corteccia cerebrale rodentia

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Sebbene il cervello rappresenta meno del 5% della massa del corpo, utilizza circa un quarto del glucosio utilizzato dal corpo a riposo 1. La funzione del sonno non REM (NREMS), la più grande porzione di sonno da tempo, è incerto. Tuttavia, una caratteristica saliente di NREMS è una riduzione significativa nel tasso di utilizzazione del glucosio cerebrale rispetto alla veglia 2-4. Questo ed altri risultati hanno portato alla convinzione diffusa che il sonno ha una funzione relativa al metabolismo cerebrale. Tuttavia, i meccanismi alla base della riduzione del metabolismo del glucosio cerebrale durante NREMS restano da chiarire. Un fenomeno associato NREMS che potrebbero avere un impatto tasso metabolico cerebrale è la presenza di onde lente, oscillazioni a frequenze inferiori a 4 Hz, nel elettroencefalogramma 5,6. Queste onde lente rilevate a livello del cranio o cerebrali riflettono la superficie corticaleoscillazioni dei neuroni sottostanti tra uno stato depolarizzata / e uno stato iperpolarizzato / giù 7. Durante lo stato verso il basso, le cellule non subiscono potenziali di azione per gli intervalli fino a 100 diversi millisecondi. Restauro di gradienti di concentrazione ionici successivi potenziali d&#39;azione rappresenta un carico significativo sul metabolismo della cellula 8; assenza di potenziali d&#39;azione verso il basso durante stati associati NREMS può contribuire ad un metabolismo ridotto rispetto a svegliarsi. Due sfide tecniche dovevano essere affrontate per questo rapporto ipotetico da testare. Prima, è stato necessario misurare cerebrale metabolismo glicolitico con una risoluzione temporale riflettente della dinamica del EEG cerebrale (cioè, più di secondi piuttosto che minuti). Per fare ciò, abbiamo misurato la concentrazione di lattato, il prodotto della glicolisi aerobica, e quindi una lettura della velocità del metabolismo del glucosio nel cervello di topi. Lattato eramisurata con un sensore basato lattato ossidasi tempo reale incorporato nella corteccia frontale. Il meccanismo di rilevamento costituito da un elettrodo di platino-iridio circondato da uno strato di molecole di lattato ossidasi. Metabolismo del lattato dal lattato ossidasi produce perossido di idrogeno, che produce una corrente in platino-iridio elettrodo. Così un dilagare della glicolisi cerebrale fornisce un aumento della concentrazione di substrato per lattato ossidasi, che poi si riflette in un aumento di corrente all&#39;elettrodo di rilevamento. Era inoltre necessario misurare queste variabili mentre manipolando l&#39;eccitabilità della corteccia cerebrale, in modo da isolare la variabile da altre sfaccettature NREMS. Abbiamo messo a punto un sistema sperimentale per la misura simultanea di attività neuronale attraverso il elecetroencephalogram, misura del flusso glicolitico tramite un biosensore lattato, e la manipolazione di attività cerebrale corticale neuronale attraverso l&#39;attivazione optogenetic di piramideneuroni Midal. Abbiamo utilizzato questo sistema per documentare la relazione tra sonno-correlati e le forme d&#39;onda elettroencefalografica momento per momento dinamiche di concentrazione di lattato nella corteccia cerebrale. Il protocollo può essere utile per qualsiasi individuo interessato a studiare, a comportarsi liberamente roditori, il rapporto tra attività neuronale misurata a livello elettroencefalografico ed energetica cellulari all&#39;interno del cervello.

<html> Come mostrato in figura 2, un mouse per la stimolazione optogenetic e lattato / EEG / EMG la raccolta dei dati sono stati sottoposti spontanee sonno / veglia transizioni di stato, mentre EEG, EMG e la concentrazione di lattato cerebrale sono stati monitorati in continuo. Corrente del sensore di aumento della lattato durante i periodi di bassa ampiezza EEG e una diminuzione durante i periodi di alta ampiezza EEG. Come mostrato in figura 3, entrambi i canali del E...

La procedura è descritta per manipolare l&#39;attività dei neuroni cerebrali corticali piramidali optogenetically mentre l&#39;elettroencefalogramma, elettromiogramma, e cerebrale concentrazione di lattato sono monitorati. Registrazioni sperimentali vengono eseguite su cavo-frenati topi, mentre subiscono spontanee sonno / veglia cicli. Optogenetic apparecchiatura è assemblata nel nostro laboratorio, apparecchi registrazione è commercialmente disponibile.

Elettroencefalografia simultanea, in tempo reale misura della concentrazione di lattato e la manipolazione Optogenetic di attività neuronale nella corteccia cerebrale Rodentia

Sebbene il cervello rappresenti meno del 5% della massa corporea, utilizza circa un quarto del glucosio consumato dall'organismo a riposo1. Il ...

L'obiettivo generale di questa procedura è misurare il sonno definito tramite EEG e la concentrazione di lattato durante una stimolazione optogenetica in precise coordinate stereotassiche. Impiantare chirurgicamente i fili elettroencefalografici necessari e le cannule per un sensore di lattato e un cavo in fibra ottica. Successivamente, inserire il cavo in fibra ottica e il sensore di lattato precalibrato nelle rispettive cannule guida nel cranio dell'animale.Successivamente, regolare l'intensità dello stimolo di luce blu per ottenere la risposta elettrofisiologica desiderata. Procedere quindi con l'acquisizione dei dati di concentrazione di elettroencefalografia, elettromiografia e lattato mentre l'animale è libero di comportarsi spontaneamente o di dormire. Rispetto ad altri metodi come gli studi farmacologici dell'EEG, questo approccio sperimentale presenta il vantaggio di monitorare la biochimica e l'elettrofisiologia cerebrale mentre l'attività dei neuroni viene manipolata in tempo reale su una scala temporale sub-secondo.Pertanto, il potenziale di fornire nuove intuizioni nel campo della ricerca sul sonno è elevato. Ad esempio, è possibile identificare i concomitanti metaboli

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Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

Questo video mostra la procedura per le registrazioni simultanee di elettroencefalografia co-localizzata (EEG) e potenziali di campo locale (LFP) in un ratto anestetizzato. Il processo prevede la preparazione del ratto e l'applicazione di elettrodi stimolanti ai suoi cuscinetti di baffi. Un elettrodo a ragno EEG viene posizionato sul cranio del ratto per le misurazioni EEG di superficie. Allo stesso tempo, un microelettrodo multicanale viene inserito in una specifica regione del cervello...

Registrazioni elettroencefalografiche concomitanti e di potenziale di campo locale in un ratto anestetizzato

Questo video dimostra la procedura per studiare l'efficienza sinaptica nella corteccia entorinale laterale (LEC) stimolando optogeneticamente gli assoni della corteccia prefrontale mediale (mPFC) e registrando le risposte dei neuroni piramidali nella LEC. Questo metodo combina le registrazioni patch-clamp con l'attivazione sinaptica mediante stimolazione luminosa per studiare la plasticità sinaptica.

Stimolazione optogenetica e registrazione elettrofisiologica di eventi sinaptici in fette di cervello di ratto

Fonte: Lai, J., et al. Registrazione elettrofisiologica simultanea e microiniezioni di agenti inibitori nel cervello dei roditori. J. Vis. Exp. (2015)Questo video mostra una tecnica basata su microiniezione per la registrazione e l'inibizione neuronale simultanea nel collicolo superiore del ratto. La procedura prevede il targeting stereotassico, la perforazione del cranio e l'inserimento di un iniettore, che rilascia un neurotrasmettitore inibitorio durante la registrazione dell'attività...

Inibizione dell'attività neuronale e sua rilevazione mediante elettrofisiologia in un ratto

Qui, realizziamo una pipetta di vetro con una doppia funzione: inibizione delle strutture cerebrali profonde mediante microiniezioni di farmaci e monitoraggio in tempo reale dei loro effetti attraverso registrazioni elettrofisiologiche simultanee.

Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

Questo protocollo descrive un metodo semplice per la registrazione simultanea di co-localizzato l'elettroencefalografia (EEG) e multi-laminare locale campo potenziale in un ratto anestetizzato. Un foro della bava nel cranio per l'inserimento di un microelettrodo è indicato per produrre distorsione trascurabile del segnale EEG.

Registrazione simultanea di co-localizzato elettroencefalografia e potenziali di campo locale nel roditore

Abbiamo sviluppato una tecnica che registra simultaneamente sia electrocorticography e potenziali di campo locale in risposta a stimoli nocicettivi laser da liberi di muoversi. Questa tecnica aiuta a stabilire un rapporto diretto di electrocortical segnali a livello macroscopico e mesoscopiche che facilita l'indagine nocicettive di elaborazione delle informazioni nel cervello.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale ed Electrocorticograms in risposta a stimoli nocicettivi Laser da liberi di muoversi

Qui presentiamo un protocollo che descrive la trasduzione virale di regioni cerebrali discrete con costrutti optogenetici per consentire la caratterizzazione elettrofisiologica sinaptico-specifica in fette acute di cervello di roditori.

Ex Vivo Interrogazione optogenetica della trasmissione sinaptica a lungo raggio e della plasticità dalla corteccia prefrontale mediale alla corteccia entorinale laterale

Abbiamo sviluppato un approccio semplificato ed economico per la fabbricazione di elettrodi e condotto registrazioni di segnali su più regioni in topi che si muovono liberamente. L'utilizzo dell'optogenetica, insieme all'elettrofisiologia multiregionale e alla registrazione del segnale del calcio, ha permesso la rivelazione delle attività neuronali in tutte le regioni nel modello di accensione delle crisi.

Un metodo integrato per la creazione di optrodi elettrofisiologici flessibili e convenienti per la registrazione in vivo multi-regione

Qui, presentiamo due protocolli per la registrazione della micro-elettrocorticografia ad alta densità (μEcoG) in ratti e topi, inclusi metodi chirurgici, di impianto e di registrazione. Le registrazioni μECoG vengono eseguite in combinazione con la registrazione di politrodi laminari nella corteccia uditiva del ratto o con la manipolazione optogenetica dell'attività neurale nella corteccia somatosensoriale del topo.

Indagini multiscala sull'elaborazione corticale integrando politrodi laminari e optogenetica con la microcorticografia nei roditori

Questo protocollo fornisce un metodo integrato che include la somministrazione virale, l'impianto di optrodi, l'induzione fototrombotica, la registrazione simultanea dell'attività degli astrociti e dei neuroni, e la stimolazione optogenetica degli astrociti. Questo metodo integrato mira a fornire un'indagine parallela della relazione astrocito-neurone nelle fasi acute a croniche dell'ictus ischemico.

Un metodo integrato per la modellazione fototrombotica dell'ictus e la registrazione in vivo dell'attività neuronale e astrocita in topi in comportamento

Scopri la manipolazione optogenetica dei neuroni corticali piramidali con monitoraggio simultaneo di EEG, EMG e concentrazione di lattato cerebrale in topi. Questo metodo consente lo studio in tempo reale dell'attività neuronale durante i cicli sonno/veglia spontanei.

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Elettroencefalografia simultanea, in tempo reale misura della concentrazione di lattato e la manipolazione Optogenetic di attività neuronale nella corteccia cerebrale Rodentia

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