Name: Dissezione e immunoistochimica di larvale, pupa e adulto Drosophila Retine (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Impara la dissezione e l'immunoistochimica di retine di Drosophila a stadi larvale, pupale e adulto. Questo metodo consente di visualizzare proteine e studiare la differenziazione dei fotorecettori a livello di singola cellula.

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Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa di studio a Ehrman HY. H., Jane Coffin Childs Memorial Fund per la borsa di studio post-dottorato di ricerca medica RJJ, NIH Grant F32EY016309 a DV, Fellowship Tesi di New York University di Dean a DJ, NIH GrantR01 EY13010 su CD e una borsa di studio per DFG JR (RI 2208/1- 1). Ringraziamo Nina Vogt e Pamela Boodram per i commenti sul manoscritto.

1. Introduzione In questo video, si descrivono i metodi per dissezioni retiniche e immunoistochimica in tre periodi definiti di sviluppo: il terzo instar larvali, la midpupal e la fase adulta. Anche se il nostro protocollo funziona anche per le altre fasi di pupa (per i dettagli su fasi precedenti, vedi 16), abbiamo scelto lo stadio midpupal, come è ottimale per l&#39;imaging tutte le PR in un unico piano focale e la loro nuclei sono facilmente identificabili, che facilita la visualizzazione di fattore di trascrizione espressione modelli. La dissezione di ritardo pupa retina è molto simile alla dissezione dei retine adulti. In primo luogo, si dimostra come raccogliere larve e pupe nelle fasi desiderati. Poi, ci spiega come ottenere dissezioni ottimali di larvale 17-18 midpupal e retine adulti. In secondo luogo, si dimostra come visualizzare sviluppo PR in queste fasi usando la microscopia confocale e immunoistochimica. Il periodo di sviluppo degli insetti dipende dalla temperatura. Per facilitare la messa in scena riproducibile di larve e pupe, si raccomanda di mettere tutte le scorte di mosca a 25 ° C sotto un hr/12 12 ore ciclo luce / buio. Terzo instar larve: A proposito di 96 ore dopo la deposizione delle uova (a 25 ° C), fine del III alimentazione larve instar stop e vagare sulle pareti della fiala alimentare, dove alla fine pupate. Utilizzare una spazzola morbida o una pinza per rimuovere delicatamente un vagare terzo instar larve dalla parete del flaconcino cibo. 50% pupe (&#39;midpupae&#39;) sono stati osservati circa 48 ore dopo impupamento. Per i tempi esatti, si può girare intorno appena formata pupe bianco con un pennarello sul flaconcino cibo. In alternativa, spostare tutti pupe bianco a un nuovo flacone per ottenere una fiala di messa in scena uniforme (per la messa in scena di pupe in base a criteri morfologici, vedere 19). Dopo 48 ore, con attenzione remove il midpupae dal flacone utilizzando una pinza. Mosche adulte: anestetizzare mosche giovani adulti (2-5 giorni dopo eclosion) su un tappetino di CO 2. Rimuovere testine di stampa utilizzando una pinza e memorizzarli in un bicchiere e servire freddo contenente 1x PBS. 3. Dissezione Procedura (Circa 1-2 ore per Experiment) Dopo aver raccolto il campione, metterli in una goccia di PBS freddo su un piatto dissezione Sylgard. Dissect circa 10-15 retine per genotipo. Si prega di consultare le schede di sicurezza, nonché la salute ambientale del proprio istituto e Office di sicurezza per la corretta manipolazione dei reagenti e delle attrezzature (vedi tabelle alla fine di questo protocollo). 1. Dischi Eye larvali immaginale <ol><li> Individuare l&#39;estremità anteriore della larva, che contiene i ganci bocca. Utilizzare una pinza per premere la parte centrale della larva dolcemente contro la base del piatto Sylgard. Utilizzare another pinza per afferrare i ganci bocca e tirare delicatamente e lentamente dal corpo. Scartare la parte principale del corpo e utilizzare l&#39;apparato boccale per tenere la parte anteriore in modo da rimuovere il tessuto estraneo dai dischi immaginali che rimangono attaccate al cervello. </li><li> Trasferimento cervello con i dischi immaginali afferrando i ganci bocca con una pinza a 1x PBS in un tre ben piatto di vetro. Eseguire le operazioni di fissaggio (passo 4.1.). </li><li> Dopo la fissazione, rimuovere ghiandole salivari, tessuto adiposo e tirare il cervello lontano dagli occhi-antennale disco immaginale. Per migliorare l&#39;accessibilità delle &quot;difficili&quot; anticorpi, la membrana peripodial, che si trova sulla superficie dell&#39;epitelio, può essere rimosso premendo la parte antennale del disco e la membrana peeling via con un perno dissezione. Successivamente, eseguire immunoistochimica (punto 5.1.). </li></ol> 2. 50% ninfosi / Midpupal retine <ol><li> Tenere estremità posteriore del case pupa con una pinza.Rimuovere delicatamente la superficie anteriore del case pupa afferrando la cuticola con altre pinze e tirare lentamente dal pupario. Staccare cuticola residua per esporre la testa. </li><li> Utilizzare i suggerimenti pinze &quot;per perforare il fondo, sacco morbido nella regione dorsale anteriore. Questo fornisce l&#39;accesso alla testa. Delicatamente separare la testa dal torace lentamente succhiando la testa con una pipetta P20. Espellere testa dalla punta della pipetta nel fresco freddo 1x PBS e rimuovere il tessuto in eccesso; afferrare la cuticola testa e rimuovere proboscide. Procedere alla fase di fissaggio (passo 4.1.). </li><li> Pierce il lobo ottico con un perno di dissezione per stabilizzare il tessuto. Inserire l&#39;altro perno dissezione tra la lamina e retina per separare la retina dalla lamina / lobo ottico. Eseguire immunoistochimica (punto 5.1.). </li></ol> 3. Occhi adulti <ol><li> Afferra il centro della capsula posteriore testa con una pinza e rimuovere le parti della bocca (proboscide), Tiss grassiue e trachee. </li><li> Afferra la cuticola dorsale testa con una pinza e usare l&#39;altra per separare gli occhi di tessuto cerebrale, tirando delicatamente lateralmente. Nella maggior parte dei casi, la lamina, una guaina sottile e trasparente di neuropilo cervello, rimarrà attaccato alla retina. È più facile rimuovere la lamina dopo fissazione. </li><li> Rimuovere le cuticole al margine occhio, ma lascia un piccolo pezzo dietro per facilitare il trasferimento di retine a soluzioni diverse. Effettuare fissaggio (passo 4.1.). </li><li> Rimuovere la lamina afferrandolo da un lato con una pinza e delicatamente tirando lateralmente con le pinze altri senza compromettere la retina. Rimuovere cuticola residuo, in quanto potrebbe ripiegare sulla retina durante il montaggio. Questi due passaggi sono fondamentali per la visualizzazione fotorecettori, che altrimenti oscurato dalla lamina e rimane della cuticola durante il processo di imaging. Procedere alla immunoistochimica (punto 5.1.). </li></ol> 4. Fissazione e Washing (circa 1 ora) <ol><li> Conservare le retine sezionati in 1x PBS in tre ben piatto di vetro immessi sul ghiaccio mentre appena la preparazione del fissativo (diluire 40 microlitri di soluzione di formaldeide al 37% con 360 microlitri di PBS 1x, vortice e memorizzare sul ghiaccio). Si consiglia di procedere con il protocollo di fissazione e di evitare lunghi tempi di conservazione in ghiaccio (&gt; 15 min). </li><li> Sostituire 1x PBS con 200 ml di soluzione di formaldeide 3,7%. Assicurarsi che il tessuto viene immerso in fissativo. Questo è critico, in quanto può non essere altrimenti fissato correttamente. Se necessario, rimuovere le bolle d&#39;aria e trachee con le pinze. </li><li> Incubare su agitatore per 15 min a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire il fissativo con 1x PBS e lavare due volte con PBS 1x. Continuare il lavaggio in PBS per 30 minuti (su agitatore, a temperatura ambiente). </li><li> Sostituire PBS con PBST. Risciacquare due volte con PBST. </li><li> Procedere con la rimozione della membrana peripodial dai dischi degli occhi larvali (3.1.3.) E le lamine di midpupal / adulto retine &lt;strong&gt; (3.2.3., 3.3.4.). </li></ol> 5. Immunoistochimica <ol><li> Bloccante: Sostituire PBS con 200 pl del 5% siero normale in PBST e incubare per 20 min retine su agitatore a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire la soluzione di saturazione con la soluzione di anticorpo primario. Sigillare il tre ben piatto con parafilm e incubare per una notte su agitatore a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire la soluzione con PBST e lavare 3 volte. Continuare lavaggio con PBST per almeno 1 ora su agitatore a temperatura ambiente. </li><li> Trasferimento in soluzione di anticorpo secondario ed incubare in un parafilm-piatto di vetro sigillato bene su agitatore notte a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire la soluzione di anticorpi con PBST e lavare tre volte. Continuare lavaggio con PBST per un minimo di un hr su agitatore a temperatura ambiente. I campioni possono essere conservati in PBST per diversi giorni, ma è importante aggiungere PBST fresco almeno una volta al giorno per evitare che si secchi. </li></ol> 6. Montaggio <ol><li> Per il montaggio retine larvali e midpupal, utilizzare il P20 per trasferire retine al centro di un vetrino pulito. Rimuovere PBST eccesso. Utilizzare una pinza per allineare retine per facilitare l&#39;imaging. </li><li> Aggiungere 10 ml di mezzo di montaggio sopra le retine. Coprire delicatamente con un foglio 24x40-1 coperchio e sigillare con smalto trasparente. </li><li> Per montaggio retine adulti, preparare &#39;ponti&#39; 20: Aggiungere due gocce 5 ml di glicerolo al 50% su entrambe le estremità di un lato di vetro e coprire con 22x22-1 vetrini (0,13 a 0,17 mm di spessore). </li><li> Rimuovere il PBST con una pipetta P20, fare in modo che la retina non si seccano. Aggiungere 20 ml di mezzo di montaggio al pozzo. Utilizzare mezzo di montaggio per trasferire retine con il P20 al vetrino &#39;ponte&#39;. </li><li> Utilizzare una pinza per orientare (lenti devono affrontare il vetrino) e allineare retine per facilitare l&#39;imaging. Se necessario, rimuovere le bolle d&#39;aria con il P20. </li><li> Lentamenteposto antiscivolo 24x40-1 Coperchio (0,13 a 0,17 mm di spessore) da un lato in alto e sigillare i bordi con smalto trasparente o nastro adesivo. Conservare i campioni a 4 ° C in una casella di vetrino da microscopio saver (tenere al buio). </li></ol> 7. Risultati rappresentativi Ad esempio per l&#39;applicazione del presente protocollo, si mostrano i risultati rappresentativi per la visualizzazione di differenziazione dei fotorecettori i tre stadi di sviluppo nel video. A larvale eye-antennale disco e una retina midpupal state colorate con anticorpi che etichettano tipi fotorecettrici diversi durante il loro sviluppo (Figura 1A, B) e una retina adulta è stato colorato con due anticorpi Rhodopsin di visualizzare due sottotipi fotorecettrici (Figura 1C).

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

1. Risoluzione dei problemi Nella nostra esperienza, dissezioni richiedono una pratica (fino a diverse settimane) e sono facilitate da raggiungere una posizione comoda a mano 21 con appoggio i gomiti e gli avambracci sul tavolo e con le dita in contatto con il piatto dissezione. Dita In questo modo, solo il pollice, indice e medio compiere movimenti sottili. Rimozione della lamina senza danneggiare i fotorecettori è probabilmente il passo più difficile. P...

<table border="1"><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagente </td></tr><tr><td> Tampone fosfato salino (PBS1x, pH 7.4) </td><td> Sigma </td><td></td><td> Preparare soluzione di 10x 20. Diluire con acqua distillata per ottenere 1x PBS e conservare a temperatura ambiente. Raffreddare in ghiaccio prima dissezioni. </td></tr><tr><td> Triton-X 100 </td><td> Sigma </td><td> 9002-93-1 </td><td> Attenzione: Irritante Indossare guanti. Preparare 50 ml 1xPBS con 0,3% Triton X-100 (PBST). Conservare a temperatura ambiente. </td></tr><tr><td> Soluzione di formaldeide al 37% </td><td> Fisher Scientific </td><td> F75P1GAL </td><td> Attenzione: Tossico, probabile cancerogeno umano Indossare guanti. Prima della fase di fissazione, di fresco preparare 3,7% soluzione in una cappa di diluizione con PBS, negozio su ghiaccio. </td></tr><tr><td> 5% di siero di cavallo normale </td><td> Jackson Immuno Research </td><td> 008-000-001 </td><td> Preparare 5% v / v di diluizione in PBST. Conservare a quattro gradi. </td></tr><tr><td> Gli anticorpi primari e secondari (ad esempio, Donkey anti-pecore Alexa Fluor 488, Donkey-coniglio anti Alexa Fluor 555, Donkey anti-topo Alexa Fluor 647) </td><td> Probes Invitrogen Molecular </td><td> A11015 A31572 A31571 </td><td> Diluire 1:800 anticorpi secondari in PBST e conservare a quattro gradi. </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 488 falloidina </td><td></td><td> A12379 </td><td> Diluire 1:100 in soluzione anticorpo secondario. </td></tr><tr><td> Slowfade Oro Antifade reagente </td><td> Probes Invitrogen Molecular </td><td> S36936 </td><td> Mezzo di montaggio. Conservare a -20 gradi. </td></tr><tr><td> Glycerol </td><td> Fisher Scientific </td><td> G31-1 </td><td> Per il montaggio. Preparare 10 ml di 50% di diluizione con acqua distillata, conservare a temperatura ambiente. </td></tr><tr><td> CO 2 </td><td></td><td></td><td> Per anestetizzare mosche adulte. </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Attrezzatura </td></tr><tr><td> Due pinze taglienti (Dumont # 55) </td><td> Strumenti Scienza Belle </td><td> 11255-20 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard 184 Kit di silicone elastomero </td><td> Dow Corning </td><td></td><td> Preparare piatto dissezione Sylgard compilando un piatto di plastica con la miscela Sylgard Petri. </td></tr><tr><td> Tre piatti e vetro dissezione </td><td> Fisher Scientific </td><td> 21-379 </td><td></td></tr><tr><td> Two perni minutien dissezione (0,1 mm di diametro) e due pinholders (12 cm) </td><td> Strumenti per le scienze Belle </td><td> 26002-10 </td><td> Inserire un pin minutien in ciascuno dei due pinholders e piegare uno dei perni per formare un gancio. </td></tr><tr><td> Microscopio vetrini coprioggetto (22x22-24x40-1 e 1) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-542A </td><td></td></tr><tr><td> Vetrini portaoggetto (25x75x1.0 mm; predepurata) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-550-143 </td><td></td></tr><tr><td> 1,5 ml microcentrifuga tubi </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cancellare smalto o nastro adesivo </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Agitatore orbitale </td><td> Bellco </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Far scorrere il porta finestra </td&gt; <td> Fisher Scientific </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Parafilm </td><td> Bemis </td><td> PM996 </td><td></td></tr><tr><td> Pennello sottile </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> P20 e P200 micropipette e suggerimenti </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dissezione microscopio </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Piccolo secchio con ghiaccio </td><td></td><td></td><td> Per raffreddare le lastre di vetro e, retine sezionati e soluzioni. </td></tr></table>

dissezione e immunoistochimica di larvale, pupa e adulto<em&gt; drosophila</em&gt; retine

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

L&#39;occhio composto di Drosophila melanogaster è composto da circa 750 ommatidi (occhi unità). Ogni ommatidium è composto da circa 20 cellule, inclusa la lente-secernenti coni, cellule del pigmento, una cella a setole e otto fotorecettori (PR) R1-R8 2. Il PRS hanno le strutture di microvillar, le rhabdomeres, che contengono pigmenti sensibili alla luce, i rodopsine (sd). Le rhabdomeres di sei PR (R1-R6) formano un trapezio e contengono Th1 3 4. Le rhabdomeres di R7 e R8 sono posizionati in tandem nel centro del trapezio e condividono lo stesso percorso della luce. R7 e R8 PR stocasticamente esprimono diverse combinazioni di Rhs in due sottotipi principali 5: Nel sottotipo la &#39;p&#39;, in p RH3 R7s è accoppiato con RH5 in p R8s, mentre nel sottotipo del &#39;y&#39;, Rh4 in y R7s è associato RH6 in y R8S 6 7 8. Prime caratteristiche di PR e sviluppo di ommatidi inizia nella larvale eye-antennali disco immaginale, un monostrato di cellule epiteliali. Un&#39;ondata di differenziazione spazza tutto il disco 9 e avvia l&#39;assemblaggio di cellule indifferenziate in ommatidi 10-11. La R8 &#39;cella fondatore&#39; è specificato prima e recluta R1-6 e poi R7 12-14. Successivamente, durante lo sviluppo pupale, PR differenziazione porta a vasti cambiamenti morfologici 15, tra cui la formazione di rhabdomere, sinaptogenesi e di espressione alla fine rh. In questo protocollo, si descrivono i metodi per dissezioni retiniche e immunoistochimica in tre periodi definiti di sviluppo della retina, che possono essere applicati per affrontare una serie di questioni concernenti la formazione della retina e percorsi di sviluppo. Qui, usiamo questi metodi per visualizzare la differenziazione graduale PR a livello di singola cellula per intero monte larvale, midpupal e adulti retine ( <sTrong&gt; Figura 1).

Il<em&gt; Drosophila</emRetina&gt; è un reticolo cristallino composto da un piccolo numero di tipi cellulari che sono generati in modo stereotipato<sup&gt; 1</sup&gt;. La sua riconducibilità a sofisticate analisi genetica permette lo studio di complessi programmi di sviluppo. Questo protocollo descrive le dissezioni e immunoistochimica di retina in tre distinte fasi di sviluppo, con particolare attenzione alla differenziazione dei fotorecettori.

Dissezione e immunoistochimica di larvale, pupa e adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Retine

L'occhio composto di Drosophila melanogaster è costituito da circa 750 ommatidi (unità oculari). Ogni ommatidio è composto da circa 20 cellule, tra cui...

Lo scopo generale di questa procedura è ottenere dissezioni ottimali delle retine di drosophila e visualizzare le proteine espresse nella retina in via di sviluppo. In primo luogo, vengono mostrate dissezioni della retina in tre stadi di sviluppo: lo stadio larvale, lo stadio pupale e lo stadio adulto. I passaggi successivi sono la fissazione e l'immunohistochimica.Nell'ultimo passaggio, le retine vengono montate su vetrini per la visualizzazione mediante microscopia confocale. In definitiva, questo protocollo illustra lo sviluppo e la differenziazione delle cellule retiniche a livello singola cellula. Storicamente, la retina della mosca si è rivelata un sistema ideale per affrontare un'ampia gamma di domande in biologia dello sviluppo e per studiare i meccanismi genetici regolatori sottostanti.Qui mostriamo tecniche per visualizzare le cellule della retina in via di sviluppo, partendo da uno stadio pluripotente fino a uno stato terminalmente differenziato; vi mostrerò come dissezionare larve o retine. Dimostrerò le dissezioni su retine con pupilla media poiché i nuclei dei fotoricettori si trovano quasi nello stesso piano focale. Questo stadio è ideale per confrontare l'espression

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Preparazione di Sviluppo e degli adulti Drosophila Brains e retina per l&#39;imaging dal vivo

Singolo Drosophila Ommatidium Dissection e Imaging

Un approccio standard per la preparazione degli...

Preparazione di adulti Drosophila Occhi di sezionamento sottile e analisi microscopica

Drosophila pupa Addome Immunoistochimica

Questo video descrive come sezionare e isolare il complesso occhio-cervello dalle pupe di Drosophila. Il protocollo presentato dimostra che la procedura produce tessuto di alta qualità, compatibile, ad esempio, con l'immunocolorazione e con altri esperimenti di espressione genica.

Dissezione del complesso occhio-cervello da pupe di mosca: un metodo per isolare il tessuto retinico

L'immunocolorazione è una tecnica efficace per visualizzare specifici tipi di cellule e proteine all'interno dei tessuti. Utilizzando la sonicazione, il protocollo qui descritto allevia la necessità di sezionare i tessuti di Drosophila melanogaster da embrioni e larve in fase avanzata prima dell'immunocolorazione. Forniamo una metodologia efficiente per l'immunocolorazione di larve intere di montatura fissate con formaldeide.

Sonicazione-facilitato immunofluorescenza colorazione di ritardo-fase embrionale e larvale<em&gt; Drosophila</em&gt; Tessuti<em&gt; In Situ</em

Le strutture adulte di Drosophila derivano da strutture simili a sacche chiamate dischi immaginali. L'analisi di questi dischi fornisce informazioni su molti processi di sviluppo, tra cui la determinazione dei tessuti, la definizione dei confini compartimentali, la proliferazione cellulare, la specificazione del destino cellulare e la polarità cellulare planare. Questo protocollo viene utilizzato per preparare i dischi immaginali per la microscopia ottica/fluorescente.

Dissezione e Immunostaining di immaginale dischi da Drosophila melanogaster

L'obiettivo di questa tecnica è quello di consentire ai ricercatori di eseguire la dissezione, l'immunocolorazione e il montaggio di dischi oculari pupali da Drosophila melanogaster di qualsiasi età.

Dissezione e Montaggio di<em&gt; Drosophila</em&gt; pupa Dischi Eye

Questo protocollo descrive la dissezione e immunostaining del adulto Drosophila melanogaster tessuti del cervello. In particolare, questo protocollo evidenzia l'uso di Drosophila fungo del fotoricettore e corpo neuroni come sottoinsiemi di un neurone di esempio che possono essere utilizzati con precisione per scoprire i principi generali alla base di molti aspetti dello sviluppo neuronale.

Dissezione e macchiatura immunofluorescente del corpo di fungo e del fotoricettore neuroni nel cervello adulto Drosophila melanogaster

Questa carta presenta un metodo chirurgico per la dissezione della drosofila retine pupale insieme a protocolli per il trattamento del tessuto per esame immuno-istochimico, analisi occidentale ed estrazione di RNA.

Dissezione della drosofila Pupal Retina per immunoistochimica, analisi occidentale e isolamento del RNA

Questo protocollo descrive tre fasi per preparare i lobi ottici larvali e adulti di Drosophila per l'imaging: 1) dissezioni cerebrali, 2) immunoistochimica e 3) montaggio. L'accento è posto sul passaggio 3, poiché sono necessari orientamenti di montaggio distinti per visualizzare specifiche strutture del lobo ottico.

dissezione, immunoistochimica e montaggio di cervelli larvali e adulti di Drosophila per la visualizzazione del lobo ottico

Impara la dissezione e l'immunoistochimica di retine di Drosophila a stadi larvale, pupale e adulto. Questo metodo consente di visualizzare proteine e studiare la differenziazione dei fotorecettori a livello di singola cellula.

Dissezione e immunoistochimica di larvale, pupa e adulto

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