Name: Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 38 s
Description: Scopri come registrare simultaneamente l'attività elettrofisiologica di neuroni e astrociti in fettine acute di ippocampo. Questa tecnica rivela le dinamiche delle interazioni neurogliali durante la trasmissione sinaptica.

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Gli autori desiderano ringraziare Dana Kamalidenova, Morgan Autexier, e Rocco Chopier, che ha fatto il video e animazioni, così come Florian Beck per le fotografie e la post-produzione del video voice-over. Questo lavoro è stato sponsorizzato da Olympus e sostenuto dalle concessioni dal HFSPO (Sviluppo Premio alla Carriera), ANR (Jeunes Chercheurs programma e il programma Blanc Neuroscienze), FRC (Fédération pour la Recherche sur le Cerveau), INSERM e La Pitié Salpêtrière (ricerca traslazionale contratto) a NR, dal francese di ricerca Ministero e Deutsche Forschungsgemeinschaft borse postdoc a UP, e dalle scuole di dottorato &quot;Frontiere della scienza della vita&quot;, Università Paris Diderot, Bettencourt Schuller fondazione, e FRM (Fondation pour la Recherche Médicale) dottorato di JS

1. Preparazione del liquido cerebrospinale artificiale e soluzione intracellulare <ol><li> Prima di iniziare l&#39;esperimento, si deve preparare la soluzione interna per registrazioni clamp la patch, così come il fluido cerebrospinale artificiale (ACSF) per la preparazione ippocampo. Avrete inoltre bisogno di un kit composto da dissezione forbice chirurgica e fine forbice iris, due spatole e pinze (strumenti per le scienze Arti), un dispositivo di emissione di gas di vetro (micro-filtro candela, ROBU Germania) e griglia di tessuto (zanzariera o nylon stretto), così come colla (Dent Uhu). La configurazione del setup cerotto fetta elettrofisiologia è stato descritto da Finkel &amp; Bookman, 2001 1. </li><li> Per la soluzione interna, sciogliere (in mM): 105 K-gluconato, KCl 30, 10 HEPES e EGTA 0,3 in acqua deionizzata (nel 70-80% del volume finale). Raffreddare la soluzione a 4 ° C e aggiungere (in mM): 4 Mg-ATP, GTP-Tris 0,3 e 10 fosfocreatina. Regolare il pH a 7,4 con KOH e riempimento up con acqua deionizzata per il volume finale. (Osmolaritiy: ~ 280 mOsm). Filtrare la soluzione (dimensione dei pori 0,2 micron). Aliquotati soluzione è stabile per 3-4 settimane a - 20 ° C. Per un giorno sperimentale, ~ 1 ml di soluzione interna è necessaria. </li><li> Se non diversamente indicato, il ACSF usato per la preparazione ippocampo e registrazioni di cellule nella regione CA1, contenente (in mM): 119 NaCl, 2.5 KCl, CaCl 2 2,5, 1,3 MgSO 4, 1 NaH 2 PO 4, 26,2 NaHCO 3 e 11 glucosio. Sciogliere questi sali in acqua deionizzata (Osmolarità ~ 320 mOsm) e ossigenare la soluzione per almeno 10 minuti (pH ~ 7,3-7,4) con CarboGen (95% O 2 e il 5% di CO 2). Preparare almeno 1 litro di soluzione per esperimento. Particolare cura deve essere presa per la preparazione di tessuto dell&#39;ippocampo che verrà utilizzato per eseguire esperimenti nella regione CA3 dell&#39;ippocampo. Infatti, questa regione è soggetta a epilettiformi attività e successiva morte neuronale. Così SYNAPTattività IC deve essere fortemente ridotta durante la preparazione fetta, e questo si ottiene eseguendo la dissezione dell&#39;ippocampo in ghiacciata soluzione di saccarosio contenente (in mM): NaCl 87, 2,5 KCl, CaCl 2 0,5, 7 MgCl 2, 1 NaH 2 PO 4 , 25 NaHCO 3, 10 e 75 Saccarosio Glucosio. In questa soluzione, la combinazione di sodio bassa, bassi livelli di calcio e magnesio concentrazioni elevate massicciamente ridurre cottura presinaptica e probabilità di distacco, nonché postsinaptica attività del recettore NMDA, minimizzando attività spontanea e la morte cellulare. Una volta preparata, fettine ippocampali utilizzati per registrazioni di cellule della regione CA3 vengono perfuse con ACSF modificato, contenente 4 mM CaCl 2 e 4 MgSO 4, per ridurre al minimo l&#39;attività polisinaptici. </li></ol> 2. Acuta Preparazione Slice ippocampale <ol><li> Raffreddare ~ 300 ml di ACSF per la camera di taglio, così come per la preparazione a 4 ° C, mentre costantemente ossigenante conCarboGen. Preparare un piccolo becher con ACSF a temperatura ambiente (RT) per la memorizzazione slice, che è anche ossigenato con carbogeno (Schema Figura 1). </li><li> Anestetizzare il mouse sotto una cappa con un tovagliolo di carta imbevuto piccola con 1 ml di isoflurano che viene aggiunto nella gabbia. </li><li> Dopo che il mouse è profondamente anestetizzato, tagliare la testa e inserirlo direttamente in un piccolo piatto con ghiacciata ACSF ossigenato. Rimuovere il cuoio capelluto con una piccola forbice e trasferire la testa sul tessuto per le fasi successive. Iniziare a sezionare l&#39;ippocampo, come illustrato e descritto in Figura 1. </li><li> Tagliare 300-400 micron fette trasversali a bassa velocità (3 micron / sec) e la frequenza di vibrazione di 70 Hz a freddo ghiaccio ossigenato ACSF, e trasferirli in una camera di stoccaggio. Lasciare riposare le fette a temperatura ambiente per almeno 1 ora prima della registrazione. Fette per CA3 esperimenti sono memorizzati 25 min a 34 ° C e almeno 30 min a RT, per recuperare dal processo di taglio. </li></ol&gt; 3. Doppia registrazione di Evocati Correnti astrogliale e potenziali di campo neuronali Noi qui viene descritto come registrare sinapticamente-evocato risposte astrogliali e neuronale, vale a dire le risposte indotte dalla attivazione delle sinapsi attraverso la stimolazione afferenza utilizzando un elettrodo extracellulare. <ol><li> Costantemente perfondere camera di registrazione con ACSF ossigenato (1,5-2 ml / min, RT), contenente 100 mM picrotossina (GABA A antagonista) per isolare risposte eccitatorie. Trasferire una fetta su un poli-L-lisina (1,5 a 3 mg / ml) coprioggetto rivestiti, immergere il liquido per ottenere una buona adesione fetta e aggiungere una goccia di ASCF sopra della fetta. Posizionare il vetrino nella camera di registrazione. Il blocco della trasmissione inibitoria da picrotossina può provocare attività epilettiforme, cioè spontaneo, cottura sincrona di popolazioni neuronali, che distorcono la misurazione degli eventi evocati. Così, per impedire attività epilettiforme, effettuare unataglio piatto (solo la superficie) tra le regioni CA1 e CA3 per impedire la propagazione attraverso il collaterali Schaffer (come indicato in Figura 2a). </li><li> Stratum radiatum astrociti possono essere identificati dalla loro dimensione soma piccolo (circa 10 micron) e processo di assemblaggio stellate. Scegli una cella almeno 20-30 micron sotto la superficie fetta. Montare un elettrodo di stimolazione di vetro (resistenza tip ~ 1 MW) sul filo d&#39;argento che è collegato alla scatola isolamento stimolo e messa a terra per il bagno (semplicemente avvolgendo il secondo filo argento intorno pipetta di vetro). Posizionare l&#39;elettrodo di stimolazione nella regione collaterale Schaffer, come indicato in Figura 2A a una distanza di 200-300 micron di distanza dal astrociti scelto. Montare l&#39;elettrodo di registrazione di campo (~ 2-5 MW) su un filo di argento clorurato collegato al headstage dell&#39;amplificatore. Entrambi gli elettrodi sono riempiti prima con ACSF. Scegliere in modo Multiclamp I = 0, che disabilita com esternocomando di input e posizionare l&#39;elettrodo ~ 50 pm dal astrociti nella regione stratum radiatum (Figura 2A). Registrare le risposte con Gain 2 a 10 e filtro con un filtro di Bessel 2 kHz. Iniezione di corrente elettrica nel cervello innesca fetta potenziali d&#39;azione nei dintorni assoni collaterali Schaffer e il rilascio del trasmettitore successivo ai terminali presinaptici che postsinaptici progetto di neuroni piramidali CA1. I trasmettitori rilasciati attiverà un flusso di carica positiva nelle cellule attraverso i recettori post-sinaptici ionotropici, che è misurabile extracellulare come un potenziale piccolo negativo. Questo campo potenziale postsinaptico eccitatorio (fEPSP) integra l&#39;attività di un gruppo di neuroni attivi contemporaneamente, mentre la trasmissione inibitorio è bloccato farmacologicamente. Applicare alcuni impulsi di test (0.1 msec durata) per evocare un fEPSP, alcuni riposizionamento degli elettrodi di stimolazione potrebbe aiutare ad aumentare la fEPSP. Un tipico CA1 strato Radiatum fEPSP è illustrato nella figura 2B. Ulteriori dettagli sul posizionamento e la risposta forme d&#39;onda possono essere trovati in Yuan et al. 2003 2. L&#39;ampiezza fEPSP in una fetta sana dell&#39;ippocampo di solito dovrebbe essere più di due volte più grande come l&#39;ampiezza del volley fibra. Per la quantificazione accurata di ampiezza fEPSP o pendenza, il reponse evocato deve essere monosinaptico, come attività polisinaptici (rilevabile come un multi-picco di risposta) indica l&#39;attività sinaptica indipendente dalla stimolazione elettrica, che potrebbe essere un segno per ipereccitabilità. Per gli esperimenti effettuati nella regione CA3 dell&#39;ippocampo, stimolazione e pipette di registrazione sono posizionati come illustrato in Figura 3C. Per identificare in modo chiaro gli ingressi in fibra di muschio, che sono fortemente accoppiati, facilitando impulsi di stimolazione (50 msec dell&#39;impulso intervallo) e 1 Hz stimolazione per alcuni secondi vengono applicati per migliorare in maniera massiccia l&#39;ampiezza inizialmente basso evocato fEPSP responses.At finedell&#39;esperimento, DCGIV, un recettore mGluR2 / 3 antagonista, può essere lavato per verificare ulteriormente che gli ingressi fibre muschiose effettivamente stati stimolati. L&#39;applicazione di questo antagonista dovrebbe ridurre il fEPSP da ~ 90% a causa della alta espressione di mGluR2 / 3 recettori inibendo rilascio presinaptico da boutons fibre muschiose. </li><li> Riempire una pipetta patch (~ 2-5 MW) con filtrato soluzione interna e montarlo su un filo di argento clorurato collegato al secondo headstage, applicare una pressione positiva con una siringa, che è collegato mediante un tubo al portapipette. Costantemente applicare un impulso di prova 20 msec di 10 mV e spostare la pipetta nel tessuto fino a raggiungere la superficie cellulare e le deformazioni della membrana diventa visibile. Azzerare la pipetta offset, togliere la pressione positiva, e bloccare la membrana - mV 80. Attendere fino a quando un gigaseal (almeno 1 GΩ) viene raggiunto (non dovrebbe richiedere più di alcuni secondi). Applicazione delicata di qualche pressione negativa potrebbe aiutare a raggiungere agigaseal. Penetrare nella cellula viene raggiunto da una breve applicazione di pressione negativa o utilizzando la funzione zap in Multiclamp. Avviare la registrazione simultanea delle garanzie Schaffer evocato fEPSP e la risposta astrogliale in voltage-clamp (Vhold - 80 mV; frequenza di 0,1 Hz guadagno, filtro di Bessel 2 kHz, 10). La risposta astrogliale attuale è bifasica: in primo luogo si vedrà una veloce corrente transitoria verso l&#39;esterno, che riflette fEPSPs generati dalle adiacenti cellule piramidali. Questo è seguito da un lento aumento e decadente verso l&#39;interno (secondi alcuni persistenti (&gt; 10 sec) dopo il termine delle risposte neuronali) attuali. Questa corrente è dovuto principalmente all&#39;entrata potassio in astrociti, seguito dal rilascio circostante depolarizzate terminali postsinaptici. Un attivati ​​contemporaneamente veloce trasportatore del glutammato transitorio di corrente (GLT), innescato da rilascio di glutammato presinaptico è mascherato dalla corrente di potassio. Il potenziale di mantenimento della astrociti, così come la resistenza accesso del cerotto deve essere monitored tutto l&#39;esperimento e non deve variare di oltre il ~ 20%, al fine di evitare il controllo impreciso di reponses astrogliali a causa di variazioni delle condizioni di registrazione. Astrociti Solo con una potenzialità iniziale di partecipazione&gt; -70 mV devono essere indagati per studiare le cellule sane. </li><li> Passare dalla tensione e corrente-clamp, al fine di registrare la depolarizzazione della membrana evocato astrociti. Isolare il trasportatore del glutammato gliale (GLT) corrente perfusione dell&#39;acido ionotropici bloccante del recettore glutammato chinurenico (5 mM), finché il fEPSP è completamente bloccato e l&#39;ampiezza GLT ha raggiunto un plateau. Per identificare con chiarezza l&#39;attuale GLT, applicare l&#39;antagonista specifico DL-treo-β-Benzyloxyaspartatic acido (DL-TBOA, 200 pM). Aumentare la forza stimolazione da due volte a 5 volte per registrare le risposte neuronali e astrogliale a diversa forza sinaptica, e applicare due stimoli ravvicinati intervallo (50 msec) per indagare le risposte alla stimolazione impulsi accoppiati. Stabilità della serie rpotenziale esistance e la membrana della cellula gliale devono essere monitorate per la registrazione. </li><li> Per visualizzare l&#39;entità del gap-junction mediata reti astrogliali, colorante esperimenti di accoppiamento deve essere eseguito in modalità current clamp, senza alcuna corrente di iniezione, per consentire la diffusione passiva di coloranti molecolari bassi (&lt;1,5 kDa), come solforodamina-B, attraverso i canali di giunzione gap. Per minimizzare spillover colorante nel tessuto circostante, pressione positiva deve essere applicato tramite pipetta patch basta quando entrano nel tessuto e la patch dovrebbe essere raggiunto il più presto possibile. </li></ol>

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</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Registrazione doppio di sinapticamente-indotte risposte neuronali e gliali è un metodo utile per studiare le alterazioni online in attività pre-e post-sinaptica associati a cambiamenti nelle proprietà astrogliali. La depolarizzazione della membrana sinapticamente-evocata gliale è una misura diretta della crescita extracellulare di potassio 8, in parte a causa di cottura presinaptico potenziale d&#39;azione, ma soprattutto per depolarizzazione postsinaptica 7. Pertanto le registrazioni della dinamica gliali potenziale di membrana può essere utilizzata per studiare le modifiche in eccitabilità presinaptico, attività post-sinaptica, il volume dello spazio extracellulare e capacità buffer di potassio 6, 8. Il astrogliale attuale trasportatore del glutammato è una misura sensibile di rilascio di glutammato presinaptico, in grado di monitorare cambiamenti a breve termine di probabilità di rilascio 3, 5, 9. Può inoltre essere utilizzato per caratterizzare le sinapsi funzionali-glia interazioni a livello delle sinapsi diversi o in differenti st sviluppoetà 10. Va sottolineato che GltS sono altamente sensibili alla temperatura 11 e sono azionati dal gradiente elettrochimico del Na +, K + e H 12. Così l&#39;ampiezza e la cinetica della corrente GLT fortemente dipendente dalle condizioni sperimentali adottate. Inoltre, la durata effettiva di liquidazione glutammato astrogliale derivata dalla corrente GLT registrata è noto per essere parzialmente oscurato. Ciò è dovuto al filtraggio delle correnti GLT da fattori come le proprietà elettrotoniche astrociti o lo svincolo trasmettitore asincrono che alterano la cinetica 13. Metodi di estrazione delle caratteristiche temporali dei meccanismi di filtraggio sono state sviluppate e possono essere utilizzati per ricavare la distanza effettiva corso glutammato tempo in condizioni fisiologiche o patologiche, come recenly eseguita 6,13,14. Inoltre, la registrazione simultanea della depolarizzazione della membrana astrogliale, nel morsetto corrente, può fornire INSIGhts in possibili alterazioni del potassio extracellulare transitori. Astrociti singolo contatto fino a 100.000 sinapsi di circa 100 neuroni diversi, e sono perciò integrare e modulare l&#39;attività di reti neuronali locali. Quando si utilizza la tecnica qui presentati, vale a dire la registrazione elettrofisiologiche di cellule intere interventi di astrociti di acquisire conoscenze in attività sinaptica basale, si dovrebbe tenere a mente che in astrociti, patch-clamp a livello soma consentire correnti di rilevamento per lo più provenienti dal soma cellulare o processi prossimali. Infatti, le correnti rilevati al soma solo in parte provengono da sottili processi distali quando una forte attivazione dei recettori e dei canali si verificano in più processi sottili in grado di generare correnti che si propagano al soma cella. Così recettore basale e l&#39;attività dei canali in singoli piccoli processi astrogliali coprono compartimenti sinaptici è difficilmente rilevabile. Ciò è dovuto in parte alla limitata battibeccocontrollo IAL e temporale delle correnti di membrana e delle tensioni di cellule intere patch-clamp da astrociti in situ. Tuttavia, va notato che la superficie delle abbondanti processi minuscoli astrocitari supera di gran lunga l&#39;area della membrana dei processi soma e principale. Inoltre, questi microdomini perisynaptic astrogliali contengono i recettori funzionalmente rilevanti e canali, che probabilmente svolgono un ruolo importante nella comunicazione neuroglia e regolazione sinaptica. La tecnica che abbiamo presentato qui è quindi particolarmente utile per studiare l&#39;integrazione di attività sincrona astrociti da insiemi neuronali, che si verifica in particolare durante la stimolazione afferenza. Essa non deve essere usato per studiare il dialogo tra singole sinapsi ei processi adiacenti pregiati astrocitari verificano durante basale attività spontanea. Un metodo alternativo per studiare locali astrogliali risposte indotte da basale sinaptica sarebbe effettuare patch-clamp da processi sottili, come duno in dendriti 15. Anche se l&#39;applicazione di patch questi processi belle astrogliali è probabilmente difficile a causa delle loro piccole dimensioni, è probabilmente la strada da seguire per svelare dialogo più intimo tra microdomini astrogliali e sinapsi individuali. Tuttavia, le probabili piccole risposte elettrofisiologiche astrogliali derivanti dai singoli processi sottili astrogliali può essere al di sotto della soglia di rilevazione, dal momento che il rumore elettrico raggiunge in media 3-5 pA in patch-clamp. Un altro metodo per studiare le risposte astrogliali l&#39;attività sinaptica è l&#39;imaging di calcio, dal momento che l&#39;attivazione dei recettori di membrana astrocitari o trasportatori di sostanze neuroattivi può innescare transienti di calcio intracellulare. Tuttavia, caricamento di massa degli astrociti con indicatori di calcio può anche riflettono principalmente l&#39;attività somatica 16. La combinazione di imaging elettrofisiologia e di calcio permette anche di rilevare segnali di calcio di piccole dimensioni da sottili processi astrogliali, possono essere di origine spontanea o innescata by minima stimolazione sinaptica 17, 18. Tuttavia, si dovrebbe tenere a mente che ad alta affinità indicatori di calcio potrebbe agire come buffer di calcio, inibendo le vie di segnalazione di calcio importanti, mentre a bassa affinità indicatori potrebbe funzionare sotto il livello di rilevamento. Infine, una tecnica elegante e non invasivo per studiare gli eventi di calcio in sottili processi astrocitari, che aggira anche il dilavamento di molecole di segnalazione intracellulare durante whole-cell patch-clamp, consiste nell&#39;utilizzare un sensore mirato calcio membrana, che può essere espresso in astrociti in situ, come pure in vivo 19. Tuttavia, l&#39;imaging di calcio può fornire solo informazioni su una molecola di segnalazione, che è coinvolto in molte, ma non tutte le attività cellulari, mentre whole-cell patch-clamp fornisce informazioni quantitative su tutte le diverse correnti ioniche attivate su canale e l&#39;attivazione del recettore. Registrazioni elettrofisiologiche Pertanto simultanei da neuroni e astrocitisono un metodo unico e potente per svelare on-line le dinamiche di neuroglia segnalazione ionica e il suo cervello l&#39;elaborazione ruolo dell&#39;informazione.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr><td> Picrotoxin </td><td> Sigma </td><td> P1675 </td><td> sciogliere in DMSO </td></tr><tr><td> Acid Kynurenic </td><td> Tocris </td><td> 0223 </td><td> sciogliere a 34 ° C agitazione o sonicazione </td></tr><tr><td> DL-TBOA </td><td> Tocris </td><td> 1223 </td><td> DCG IV Tocris 0975 </td></tr></tbody></table>

due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Gli astrociti formano insieme con le sinapsi dei neuroni tripartite, in cui integrare e modulare l&#39;attività neuronale. In effetti, gli astrociti sentire ingressi neuronali attraverso l&#39;attivazione dei loro canali ionici e recettori dei neurotrasmettitori, ed elaborare le informazioni in parte attraverso attività-dipendente rilascio di gliotransmitters. Inoltre, astrociti costituiscono il sistema principale di assorbimento per glutammato, contribuiscono al potassio buffer spaziale, nonché alla clearance GABA. Queste cellule quindi costantemente monitorare l&#39;attività sinaptica, e in tal modo sono indicatori sensibili per alterazioni sinapticamente glutammato rilasciato, i livelli di potassio e GABA extracellulare. Inoltre, alterazioni dell&#39;attività assorbimento astrogliale o capacità tampone può avere effetti gravi sulle funzioni neuronali, e può essere trascurato quando caratterizzare situazioni fisiopatologiche o topi knockout. Doppia registrazione delle attività neuronali e astrogliale è quindi un metodo importante per studiare alterazioniforza sinaptica associata al concomitante cambiamenti di assorbimento e capacità di buffering astrogliale. Qui si descrive come preparare fettine di ippocampo, modalità di identificazione strato astrociti radiatum, e come per registrare le risposte elettrofisiologiche neuronali e contemporaneamente astrogliale. Inoltre, si descrive come isolare le correnti farmacologicamente sinapticamente-evocati astrogliali.

Un rappresentante registrazione simultanea di synaptically-risposte evocate astrogliali e neuronali (fEPSPs) nell&#39;area CA1 dell&#39;ippocampo è mostrato in Figura 2 AB. La corrente evocata astrogliale è bifasica, cioè costituito da una corrente transitoria verso l&#39;esterno e una corrente lenta decomposizione attivo (&gt; 10 sec) (Figura 2B). La corrente verso l&#39;esterno riflette la fEPSP evocato, ed è bloccato dopo l&#39;inibizione dei recettori del glutammato ionotropici da acido chinurenico (grigio scuro traccia, figura 2B) 3. La maggior parte della corrente lenta verso l&#39;interno riflette entrata potassio nel seguente astrociti depolarizzazione postsinaptica, essendo anche abolito da acido chinurenico, che inibisce l&#39;attività postsinaptica glutammato ionotropici recettore (Figura 2B e 2C Figura 1) 3-6, noto per rappresentare la principale di origine (80%) del rilascio di potassio 7. Il restante un rapido aumentod corrente di decadimento verso l&#39;interno è inibito dal antagonista GLT DL-TBOA (grigio chiaro traccia, figura 2B 2C e Figura 2). Post-hoc sottrazione della corrente residua lento in TBOA (grigio chiaro traccia) dalla corrente in acido chinurenico (grigio scuro traccia) permette l&#39;isolamento del trasportatore puro glutammato astrogliale corrente (traccia nera), come illustrato in Figura 2C 2. Il persistente lentamente decadere corrente in acido chinurenico e TBOA (grigio chiaro traccia, Figura 2B e 2C Figura 2) può essere bloccata da TTX (dati non mostrati), e riflette più probabile l&#39;accumulo di K + extracellulare rilasciato durante la cottura presinaptica afferente 3. Moderata stimolazione singola collaterali di Schaffer induce una corrente relativamente grande synaptically-evocata astrogliale rispetto alla depolarizzazione piccola evocata registrata nella stessa cella (Figura 2D). Ciò è dovuto almembrana bassa resistenza di astrociti. Registrazione della dinamica membrana synaptically-astrogliali potenziali evocati, come illustrato nella Figura 2D, è una misura diretta di locali livelli extracellulari di potassio 8. Normalizzazione delle risposte evocate astrogliali all&#39;attività neuronale sottostante permette il confronto diretto di diversi esperimenti, come recentemente dimostrato 6. Correnti astrogliali può inoltre monitorare molto affidabile alterazioni trasmissione eccitatoria, come la corrente totale synaptically-evocata astrogliale segue linearmente l&#39;aumento del fEPSP (Figura 2E). Correnti astrogliali riflettono anche a breve termine plasticità sinaptica, dal momento che mostrano, come i neuroni, abbinato impulsi facilitazione (Figura 2F). Accoppiato a cellula intera registrazione di una cella CA1 piramidale ed un astrocita rivelano molto diverso comportamento elettrofisiologico in entrambi i tipi cellulari, poiché i potenziali di azione di visualizzazione neuronali in risposta ad un impulso depolarizzante,mentre il astrocyte vicina è silenzioso (Figura 3A-B). Tuttavia, la stimolazione moderata delle collaterali Schaffer può evocare simultaneamente una rapida potenziale eccitatorio posynaptic nella cella CA1 piramidale e un veloce e lento correnti esteriori attivo in astrociti adiacente (3B Figura 2). Registrazioni duali di synaptically-evocate risposte neuronali e astrogliale possono anche essere registrati nell&#39;area CA3 dell&#39;ippocampo, come mostrato in Figura 3C. Infatti, la stimolazione singola di CA3 fibre muschiose evoca in condizioni basali risposte neuronali molto piccoli, registrati come fEPSPs locali, associati a piccoli veloci correnti di andata e lento verso l&#39;interno negli astrociti (Figura 3D 1). In contrasto, 1 Hz stimolazione di CA3 fibre muschiose per alcuni secondi potenzia fortemente la fEPSP, mentre solo moderatamente aumenta la risposta astrogliale (Figura 3D 2). Figura 1. Isolamento Hippocampus per preparare sezioni trasversali. A sezionare il cervello, tagliare il cranio lungo la linea mediana (a). Eseguire un taglio coronale a livello del bulbo olfattivo (b) e successivamente a livello del cervelletto (c). Rimuovere con cura il cranio con l&#39;aiuto di una pinza (d), separare i due emisferi con una lama (e), e trasferirli su un cucchiaino in freddo ACSF ossigenato (f). Dopo ~ 5 min equilibrazione, collocare un emisfero su tessuto asciutto con la superficie mediale up (g). Con l&#39;aiuto di due cucchiai rimuovere il diencefalo (hj). L&#39;ippocampo è ora visibile, come illustrato dalle linee tratteggiate (k). Sezionare l&#39;ippocampo con un cucchiaio, partendo dalla fimbria, visibile come struttura bianca (lm). Trasferire l&#39;ippocampo di nuovo nel ACSF freddo. Preparare una piccola agarosio-blocco, la posizione di due ippocampi con il lato alveus e l&#39;ippocampo ventraleci rivolto verso il bordo del blocco di agar, e immergere accuratamente tutto il liquido di distanza per permettere un buon attacco alla agar (n). Colla l&#39;ippocampo attaccato al blocco agar sulla parte ventrale (o). <img src="/files/ftp_upload/4418/4418fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/4418/4418fig2highres.jpg"/> Figura 2. Simultanee risposte neuronali e astrogliale evocati-sinapticamente nell&#39;area CA1 dell&#39;ippocampo. A) Schema della fetta ippocampale illustra la disposizione dell&#39;elettrodo stimolante, per attivare il collaterali Schaffer (SC), l&#39;elettrodo pipette patch, per registrare correnti astrocitari, e l&#39;elettrodo extracellulare, per registrare fEPSP, evocata dalla stimolazione SC nel hippocampal CA1 area. B) le tracce rappresentativi di registrazioni simultanee di fEPSPs (pannello superiore) e le correnti astrocitari (pannello inferiore) evocati-sinapticamente di stimolazione SC nel presence di droghe farmacologiche. Le risposte sono registrate prima in presenza di un antagonista del recettore GABA A (picrotossina, 100 pM, tracce nere) per isolare risposte eccitatorie. Successiva applicazione di un bloccante dei recettori ionotropici del glutammato (acido chinurenico, 5 mM, tracce grigio scuro), inibisce la fEPSP e la maggior parte della corrente di lunga durata astrogliale, smascherando una piccola componente e veloce transitoria della risposta astrocitica corrente, che è sensibili a un bloccante trasportatore del glutammato (TBOA, 200 pM, tracce grigio chiaro). Barra Scala, fEPSP 0,1 mV, astrociti attuali 15 pA, 10 msec. C 1). Traccia campione del potassio astrogliale corrente (1-2), che può essere isolato dalla risposta evocata, mostrato in B (pannello inferiore, nero traccia), sottraendo la componente di corrente residua in acido chinurenico (2) dalla corrente totale ( 1). Barra Scala, 20 pA, 1 sec. C 2) traccia Campione del trasportatore del glutammato corrente (2-3), ottenuto sottraendo il i TBOAnsensitive componente lenta (3) dalla corrente in acido chinurenico (2). Barra della scala, 2.5 pA, 25 msec. D) Esempi tracce di una corrente interna registrata in voltage-clamp (pannello inferiore) e la depolarizzazione della membrana corrispondente registrata in current-clamp (pannello superiore) indotto in un astrociti dalla stimolazione SC. Barra Scala, current-clamp 1,5 mV, voltage-clamp 5 pA, 1 sec. E) di ingresso-uscita curve che illustrano il rapporto tra la fibra raffiche presinaptico (input) e la corrente totale astrogliale (uscita) registrata contemporaneamente in risposta alla stimolazione SC (n = 6). Gli aumenti astrogliali corrente linearmente con le raffiche di fibre maggiori, come il fEPSP neuronale. F) tracce di esempio della risposta neuronale (fEPSP) e la corrente astrociti sono mostrate per paired-impulso di stimolazione ad un intervallo di 40 msec dell&#39;impulso. I sinapticamente-evocati mostre astrogliali attuali, come i neuroni, paired-pulse facilitazione. Barra della scala, 0.1 mV, 5 pA, 20 msec. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/4418/4418fig3.jpg" alt="Figura 3" fo:content-width="3.75in" fo:src="/files/ftp_upload/4418/4418fig3highres.jpg"/> Figura 3. Registrazioni doppie di risposte neuronali e astrogliale sinapticamente indotti nelle aree CA1 e CA3 dell&#39;ippocampo. A) Ricostruzione di una cellula piramidale CA1-iniettato con sulforodamina B (rosso, 0,1%) e un astrocita riempito con fluoresceina destrano (verde, 0,1%), utilizzando il whole-cell patch-clamp. Scala bar, 10 micron. B 1) rappresentativi di tracce simultanee di cellule intere registrazioni di potenziali di membrana registrati in current-clamp da una cella CA1 piramidale e un astrociti adiacente. Neuronale cottura potenziale d&#39;azione (nero traccia), evocato da iniezione di un PA 20 depolarizzante impulso di corrente, evoca alcuna risposta in astrociti adiacente (grigio traccia). Barra Scala, 20 mV, 10 pA, 100 msec. B 2) Esempi di tracce di due cellule intere registrazioni di una cellula piramidale CA1 in corrente-vongolap ed un astrociti vicina in voltage-clamp dopo stimolazione SC in presenza di picrotossina (100 pM). SC stimolazione evoca un potenziale postsinaptico eccitatorio (EPSP, nero traccia), associato ad una piccola corrente e duraturo astrocitica (grigio traccia). Bar Scala, 5 mV, 10 pA, 100 msec. C) Schema della fetta ippocampale raffigurante nel giro dentato (DG) e CA3 aree la disposizione degli elettrodo stimolante, per attivare le fibre muschiose, l&#39;elettrodo pipette patch (grigio), per registrare correnti astrocitari, e l&#39;elettrodo extracellulare, a Record fEPSP, evocata dalla stimolazione CA3 muschio fibre. D, E) tracce rappresentativi di registrazioni appaiati del CA3 fEPSPs (pannelli superiori, tracce nere in D 1 e D 2) e astrocitari cellule intere risposte (pannelli inferiori, tracce grigie D 1 e D 2) alla stimolazione singola CA3 muschio fibre a 0,02 Hz (zoom nel riquadro) (D 1) o ad 1 Hz di frequenza di stimolazione (D 2). Bar Scala per D <sub&gt; 1 e D 2, 0,2 mV, 15 pA, tempo: 1 sec D 1, D 2 100 msec. Scala grafica Inset, 0.1 mV, 100 msec.

La preparazione di fettine cerebrali acute di ippocampo isolato, così come le registrazioni elettrofisiologiche simultanee di astrociti e neuroni in<em&gt; Strato radiatum</em&gt; Durante la stimolazione di Schaffer collaterali è descritto. L&#39;isolamento farmacologica di potassio astrogliale e correnti trasportatore del glutammato è dimostrata.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Gli astrociti formano, insieme ai neuroni, le sinapsi tripartite, dove integrano e modulano l'attività neuronale. In effetti, gli astrociti percepiscono gli input neuronali...

La comunicazione classica tra elementi pre e postsinaptici coinvolge un potenziale d'azione che arriva al terminale presinaptico, il quale, aumentando il calcio, induce il rilascio di glutammato che attiva i recettori postsinaptici. Tuttavia, l'osservazione che gli astrociti entrano in contatto stretto con la sinapsi ed esprimono recettori per neurotrasmettitori ha modificato questa visione, portando al concetto di sinapsi tripartita. La trasmissione glutammatergica in corso attiverà quindi anche l'astrocita, innescando un aumento del calcio intracellulare.Il rilascio di trasmettitori gliali, che possono quindi legarsi a recettori extrasinaptici o sinaptici, modula le attività pre e postsinaptiche. Inoltre, gli astrociti esprimono il principale sistema di riassorbimento per il glutammato rilasciato a livello sinaptico. In aggiunta, rimuovono il potassio rilasciato durante la generazione del potenziale d'azione e l'attivazione postsinaptica successiva, attraverso i loro canali del potassio presenti ai terminali pre e postsinaptici.Questo potassio viene quindi trasportato all'interno della cellula verso zone con livelli extracellulari di potassio più bassi, dove viene rilasciato o diffonde, attraverso le giunzioni comunicanti, negli astrociti adiacenti. Pertanto, controllando la concentrazione extracellulare di sostanze neuroattive e rilasciando neurotrasmettitori, gli astrociti svolgono un ruolo importante nel determinare l'intensità dell'attività sinaptica. Il mio laboratorio indaga il ruolo delle interazioni neuro-gliali nella fisiopatologia cerebrale.Abbiamo quindi ampiamente utilizzato e perfezionato questa tecnica per svelare il ruolo degli astrociti nella trasmissione sinaptica da momento a momento. In effetti, questa tecnica è potente perché consente di monitorare in tempo reale e simultaneamente le risposte elettrofisiologiche dinamiche dei neuroni. E oggi, mentre Osteocytes Evap clinic, Ash e Jeremy Siebel, membri del laboratorio, vi mostreranno come eseguire questa tecnica e vi spiegheranno come essa ci aiuti a comprendere, passo dopo passo, il dialogo intimo tra neuroni e astrociti.Ho studiato l'impatto delle reti astrogliali sui neuroni, sulla trasmissione sinaptica e sulla plasticità effettuando registrazioni doppie dell'attività neuronale e dell'occorrenza del trasporto di potassio e glutammato da parte degli astrociti, e ho scoperto che la rete astrogliale facilita la rimozione extracellulare di potassio e glutammato durante l'attività neurale. Ho indagato le proprietà intrinseche e la plasticità dell'occorrenza astrogliale in relazione alla neurofisiologia. Durante la registrazione dell'attività evocata da astrociti e neuroni, sono riuscito a identificare che la risposta degli astrociti all'attivazione neuronale avviene principalmente tramite correnti di potassio.Questa corrente possiede una propria plasticità elettrofisiologica, che non regola l'accettabilità neuronale e la plasticità. In altre parole, il conteggio alla rovescia degli astrociti, quello molto eccitato. Neuros. Presenteremo qui un metodo importante per indagare simultaneamente l'attività urinale e astrogliale in fette ippocampali acute effettuando registrazioni doppie delle correnti di membrana astrocitiche e dei potenziali di risposta urinali evocati dalla stimolazione delle fibre presinaptiche.Inoltre, effettueremo registrazioni accoppiate di singoli neuroni e astrociti adiacenti per studiare le risposte gliciniche ASTO durante l'attività neuronale. Abbiamo scelto l'ippocampo perché questa regione presenta una marcata compartimentazione anatomica e funzionale ed è ben caratterizzata in termini di circuiti neuronali, nonché di attività e plasticità sinaptica. Iniziare gli esperimenti preparando fette cerebrali dell'ippocampo; per questa prima fase, preparare del ghiaccio chiamato ossigenato.Fluido cerebrospinale artificiale, anestetizzare profondamente i topi e rimuovere rapidamente la testa, trasferendola nel fluido CSF. Aprire il cranio con tre incisioni, separando ora i due emisferi. Infine, trasferirli nel fluido CSF ossigenato.Lasciarlo intrecciare uniformemente per circa cinque minuti. Ora iniziare con un emisfero. La dissezione dell'ippocampo inizia rimuovendo il mesencefalo.La dissezione dettagliata dell'ippocampo è ora illustrata in questa figura. Posizionare innanzitutto l'emisfero separato sulla sua superficie corticale per accedere al mesencefalo. Con l'aiuto di due spatole, rimuovere il mesencefalo.Ora l'ippocampo sarà visibile come indicato dalle linee tratteggiate. Dissezionare l'ippocampo con un cucchiaio a partire dal fia, che appare come una struttura larga. Inserire un cucchiaio al di sotto dell'ippocampo e, con l'aiuto di un secondo cucchiaio, staccare la corteccia adiacente all'ippocampo.Trasferire l'ippocampo in una piccola piastra per colture con liquido CSF ossigenato e procedere con l'emisfero secondario. Posizionare entrambi gli ippocampi su un piccolo blocco di AGA con il lato alveolare rivolto verso l'alto. Ora aspirare il liquido CSF. Incollare l'ippocampo sul dispositivo della camera di sezionamento.Trasferire l’ippocampo nella camera di sezionamento e tagliare sezioni di 300 o 400 micrometri. Raccogliere le sezioni in una camera di conservazione ossigenata e lasciarle riposare almeno un’ora prima della registrazione, a temperatura ambiente, per effettuare registrazioni globali di singoli astrociti. Trasferire la sezione di ippocampo su un coverslip rivestito con polilisina.Asciugare l'eccesso di ACSF per consentire l'adesione della fetta di ippocampo alla copertura rivestita di poli e quindi aggiungere nuovamente ACSF sopra la fetta. Trasferire la fetta nella camera di registrazione, che viene costantemente perfusa con ACSF ossigenato a una velocità di perfusione di uno-due millilitri al minuto. Per identificare gli astrociti, si possono utilizzare topi che esprimono EGFP sotto il promotore specifico per astroglii GFAP per le registrazioni in patch-clamp.Riempire una pipetta di vetro con una resistenza di quattro-sei megaohm con soluzione intracellulare fredda filtrata utilizzando una soluzione intracellulare contenente rodda dron; in questo modo è possibile visualizzare in rosso l'astrocita patchata in verde. Si osservano gli astrociti adiacenti che esprimono EGFP. Sotto il promotore GFAP, gli astrociti possono essere identificati per le loro piccole dimensioni del soma, di circa 10 micrometri, e per il ramificarsi del loro processo principale, che comprende di solito da tre a quattro rami.Una siringa collegata tramite un tubicino alla pipetta consente l'applicazione di una pressione positiva durante la discesa nel tessuto. Nella finestra di comando, attivare un impulso di prova di 10 millivolt e regolare la corrente di mantenimento. Quindi, con l'aiuto del micromanipolatore, spostare la pipetta all'interno del tessuto avvicinandosi alla cellula. Quando si raggiunge la superficie cellulare, procedere ulteriormente finché non si osserva un'ammaccatura, visibile come una deviazione della luce, che indica una leggera deformazione della superficie cellulare.A causa dell'applicazione di pressione positiva, la membrana cellulare degli astrociti si sigillerà strettamente sull'apertura della punta della pipetta di vetro, fenomeno osservabile attraverso un aumento della resistenza quando viene raggiunto un sigillo giga. Eseguire la compensazione della capacità passando alla configurazione wholesale mediante l'applicazione delicata di pressione negativa, osservando nel contempo le parti di prova nella finestra di comando. L'ingresso all'interno della cellula sarà visibile attraverso il flusso di corrente attraverso la membrana.L'applicazione di una serie di passi di voltaggio iperpolarizzanti e depolarizzanti permette la caratterizzazione delle proprietà della membrana cellulare che gli astrociti normalmente mostrano. Questi ultimi mostrano soltanto risposte di corrente passive. L'iniezione di corrente in modalità clamp di corrente non genera potenziali d'azione, ulteriore conferma del fatto che si è effettivamente ottenuta la registrazione da un astrocita. L'aggiunta di un tracciante come lo zolfo o la domina B alla pipetta per il patch consente la visualizzazione dell'astrocita registrato.Inoltre, la diffusione passiva del tracciante durante 20 minuti in modalità clamp di corrente permette di visualizzare gli astrociti adiacenti connessi tramite giunzioni comunicanti per effettuare registrazioni doppie della trasmissione eccitatoria neuronale e delle correnti astrocitiche successivamente elicitate. Prima blocchiamo la trasmissione inibitoria con precor toin per prevenire l'iperexcitabilità, che si verifica in assenza di trasmissione GABAergica. Recidiamo le connessioni mediate dai collaterali assiali tra CS tre e C uno con un piccolo bisturi ad iride.Posizioniamo quindi un elettrodo di stimolazione del campo CSF, un elettrodo di registrazione del campo e l'elettrodo per il patch clamp astrocitario. Nella sezione di ippocampo, scegliamo un astrocita e posizioniamo l'elettrodo di campo a 5, 200 micrometri di distanza da esso per assicurarci che effettivamente l'astrocita integri l'attività registrata; la stimolazione dei collaterali di Shafer con l'elettrodo di campo evoca un potenziale elettrico eccitatorio. Questo potenziale elettrico è costituito dalla parete della fibra, che riflette il numero di assoni stimolati, e dalla successiva depolarizzazione postsinaptica, al fine di effettuare registrazioni doppie dei potenziali neuronali in ingresso e delle risposte della corrente totale della cellula astrogliale.Posizionare innanzitutto l'elettrodo di registrazione extracellulare a circa 50 micrometri di distanza dall'astrocita scelto. Successivamente, spostare l'elettrodo per il patch-clamp sul soma astrocitario ed eseguire il patch-clamp; la cellula scelta viene verificata in base alle sue proprietà passive della membrana, che confermano che si tratta effettivamente di un astrocita. Stimolando ora i Shaer Cs, è possibile registrare simultaneamente l'attività neuronale e una corrente astrocitaria successiva, caratterizzata da una risposta prolungata fino a 50 picocoulomb, dovuta alla connettività della rete e al fatto che un singolo astrocita entra in contatto con le sinapsi di fino a 100 neuroni.Queste cellule integrano l'attività di un elevato numero di sinapsi contemporaneamente attivate per eseguire registrazioni duali in configurazione whole cell di singoli neuroni e di astrociti adiacenti, abbassando due elettrodi a patch nella stratum area della sezione di ippocampo. Identificare nella regione C un neurone di interesse e, alla stessa profondità, a circa 20-60 micrometri di distanza, un astrocita; quindi posizionare entrambe le pipette a circa 10 micrometri sopra ciascuna cellula applicando una pressione positiva. La pipetta di registrazione astrocitaria deve essere posizionata il più vicino possibile all'astrocita bersaglio per evitare ulteriori movimenti meccanici.Prima di tutto, ottenere il sigillo gga sul neurone. Procedere quindi con il patching dell'astrocita, che di solito si sigilla più lentamente rispetto ai neuroni. Per riassumere i passaggi importanti da eseguire per le registrazioni duali in modalità whole-cell, abbassare innanzitutto i due pipetti di registrazione all'interno della sezione.Avvicinarsi al soma dell'astrocita, quindi eseguire il sigillo gga sul neurone e completare eseguendo il sigillo gga sull'astrocita. I neuroni presentano solitamente una resistenza della membrana molto più elevata rispetto agli astrociti, che per i neuroni piramidali è compresa tra 200 e 500 megaohm. Con entrambe le cellule ora in modalità voltage clamp T e in iperpolarizzazione, la membrana attiva correnti transitorie di sodio nel neurone e risposte passive di potassio nell'astrocita. Mostriamo qui che l'induzione di potenziali postsinaptici eccitatori rapidi mediante stimolazione dei collaterali shaa evoca una successiva risposta corrente di lunga durata.Nell'astrocita adiacente, l'inibizione dei recettori ionotropici del glutammato con acido remico rivela che la maggior parte della corrente astroglicina è dovuta all'attivazione postsinaptica eccitatoria. La risposta residua di B AIC è costituita dal rapido transitorio di trasporto del glutammato sensibile al TBOA e da una piccola corrente persistente, probabilmente dovuta al rilascio presinaptico di potassio durante il potenziale d'azione. La corrente ascitica monitora in modo molto affidabile l'attività postsinaptica poiché entrambe aumentano linearmente all'aumentare dell'attività presinaptica.Inoltre, le correnti astrocitiche mostrano, come le risposte neuronali, una facilitazione a coppia di impulsi. Una stimolazione singola moderata delle collaterali condivise induce una corrente astrocitaria evocata sinapticamente relativamente grande rispetto alla piccola depolarizzazione evocata registrata nella stessa cellula in modalità clamp di corrente. Ciò è dovuto alla bassa resistenza della membrana degli astrociti.La registrazione della dinamica del potenziale di membrana TTO glicolipidico evocata sinapticamente costituisce una misura diretta dei livelli locali di potassio extracellulare; effettuando registrazioni accoppiate di un neurone e di un astrocita adiacente, non abbiamo osservato risposte di corrente negli astrociti mentre il neurone generava potenziali d'azione, indicando che non erano accoppiati elettricamente. I potenziali postsinaptici eccitatori evocati nella regione CS tre inducono anche risposte di corrente negli astrociti. Inoltre, una stimolazione singola potenziava fortemente la risposta neuronale nella regione CS tre, mentre aumentava solo moderatamente la corrente astrocitaria.Dopo aver visionato questo video, dovremmo avere una migliore comprensione di come impostare ed eseguire registrazioni elettrofisiologiche duali di neuroni e citi. Utilizzando questa tecnica, è possibile studiare in tempo reale la segnalazione dinamica tra neuroni e astrociti per la risposta elettrofisiologica di interesse. In particolare, si può indagare se nuove interazioni GL che coinvolgono funzioni e modulazioni dei canali del ferro contribuiscano a definire condizioni fisiologiche o patologiche.Grazie per aver guardato e buona fortuna con il vostro esperimento.

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Questo protocollo descrive la stabilizzazione del livello di ossigeno in un piccolo volume di tampone riciclato e aspetti metodologici della plasticità sinaptica attività-dipendente di registrazione in fettine ippocampali acute sommersi.

Registrazione di plasticità sinaptica in fettine ippocampali Acute mantenuti in un piccolo volume riciclaggio - aspersione- e sistema di immersione-tipo camera

Abbiamo usato elettrodi di registrazione e stimolazione in fette di cervello ippocampali longitudinali e elettrodi di registrazione e stimolazione longitudinalmente posizionati nell'ippocampo dorsale in vivo per evocare potenziali post-ynaptici extracellulari e dimostrare plasticità sinaptica a lungo termine lungo l'interlamellar longitudinale CA1.

Studiare la plasticità sinaptica a lungo termine nell'Ippocampo Interlamellar CA1 di Electrophysiological Field Recording

Il protocollo presentato descrive il trasporto e la preparazione del tessuto ippocampale umano resected con l'obiettivo finale di utilizzare fette cerebrali vitali come strumento di valutazione preclinica per potenziali sostanze antietiche.

Preparazione di fette acute di ippocampale umano per registrazioni elettrofisiologiche

Questo protocollo descrive la preparazione di fette orizzontali di corteccia ippocampale-entorinale (HEC) da topi che mostrano un'attività spontanea di increspatura ad onda acuta. Le fette vengono incubate in una camera di tenuta dell'interfaccia semplificata e le registrazioni vengono eseguite in condizioni sommerse con liquido cerebrospinale artificiale a flusso rapido per promuovere l'ossigenazione dei tessuti e l'emergere spontaneo di attività a livello di rete.

Affezione cerebrale acuta del topo per indagare sull'attività spontanea della rete ippocampale

Scopri come registrare simultaneamente l'attività elettrofisiologica di neuroni e astrociti in fettine acute di ippocampo. Questa tecnica rivela le dinamiche delle interazioni neurogliali durante la trasmissione sinaptica.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

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