Name: Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Scopri la registrazione elettrofisiologica extracellulare nel proencefalo di larve di zebrafish integre. Questa tecnica consente di monitorare attività simili a crisi epilettiche in vivo per studi sull'epilessia.

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L&#39;autore desidera ringraziare Peter Castro e Matteo Dinday per i loro primi sforzi per stabilire zebrafish in laboratorio. Questo lavoro è stato finanziato dal National Institutes of Health EUREKA sovvenzione (# R01NS079214-01).

1. Uovo di produzione e raccolta <ol><li> Zebrafish allevamento segue le procedure standard descritte in precedenza 8. In breve, zebrafish adulti vengono impostate in acquari di riproduzione con divisori in atto. Quando le luci in sala si accendono la mattina seguente, divisori vengono rimossi da acquari di riproduzione e pesci sono autorizzati circa 20 a 60 minuti di tempo di accoppiamento indisturbato. </li><li> Uova da vasche di allevamento sono raccolti in un colino e sciacquato con acqua uovo. Uova vengono poi trasferiti ad una piastra di Petri con acqua uovo. Uova non fecondate e detriti vengono rimossi con una pipetta di trasferimento. </li><li> Luogo piatto Petri contenente le uova raccolte in un incubatore (28-32 ° C). Dopo le uova si schiudono, circa due giorni dopo la fecondazione (dpf), rimuovere corion e altri detriti con una pipetta di trasferimento. </li><li> Il giorno desiderato post-fertilizzazione (3-8 dpf) rimuovere piastra Petri contenente larve liberamente nuoto e posto sul banco del laboratorio a temperatura ambiente. </li></ol><ol><li> Utilizzando un estrattore micropipetta, tirare un mm 1,2 diametro esterno in vetro borosilicato capillare in due aghi e conservare in un piatto 150 millimetri Petri o scatola vuota pipetta da posa su rampe Silly Putty. Aghi può essere tirato in anticipo. Diversa OD capillari di vetro possono essere utilizzati a seconda del tipo di amplificatore headstage disponibili. </li><li> Ritardare l&#39;microelettrodo con soluzione di registrazione extracellulare (2 M NaCl) utilizzando una siringa da 1 ml con una siringa Nalgene filtro (4 mm) e Microfil filamento (Warner Precision Instruments) allegata. Agitare o picchiettare il bolo verso la punta dell&#39;ago fino a quando non ci sono bolle o non ancora. </li></ol> 3. Immobilizzazione in Agar <ol><li> Preparare una soluzione fresca di 1,2% agar a basso punto di fusione in acqua uovo. Soluzione da agar in un set da bagno di acqua a ~ 37 ° C. </li><li> Preparare un vetrino con la camera di registrazione e mettere in freezer (5-10 minuti). La camera di registrazione dovrebbe MATCh quello utilizzato sulla piattaforma elettrofisiologia. Usiamo un basso profilo aperto bagno camera di diamante immagini da Warner Instruments (RC-26GLP). </li><li> Usando una pipetta Pasteur o il trasferimento, mettere un pesce zebra larvale in una goccia d&#39;acqua uovo in un piatto pulito piastra di Petri. Per questo gocciolina, aggiungere una goccia di soluzione contenente un anestetico (0,02% tricaine) e agente paralizzante (1 mg / ml α-bungarotossina). </li><li> Monitorare zebrafish per la perdita di movimento (da 5 a 10 minuti). </li><li> Rimuovere il coprioggetto / camera di registrazione dal congelatore. Posizionare camera sul palco di uno stereomicroscopio. Usando una pipetta di trasferimento, mescolare alcuni millilitri di 1,2% di agarosio a basso punto di fusione con la gocciolina e la soluzione di trasferimento (con pesce) al coprioggetto / registrazione da camera. </li><li> Utilizzando un puntale o con ago sottile smussato, larve posizione sotto lo stereomicroscopio in modo che la parte dorsale del pesce è esposto alla superficie del gel di agarosio. Lasciar indurire agarosio (5-10 minuti), quindi utilizzando un trasferimento spatola piatta del b agarbloccare ad una camera di registrazione impostato su una piattaforma elettrofisiologia. </li></ol> 3. Campo di registrazione extracellulare <ol><li> Aggiungere 2-5 ml di supporti di registrazione zebrafish alla camera di registrazione. Se droga cambiamenti sono necessari, camera profumato con soluzione di registrazione ad una velocità di circa 1 ml / min. No ossigenazione della soluzione di registrazione è necessaria. </li><li> Inserire un microelettrodo (circa 1 micron di diametro punta, 2-7 MW) nel headstage amplificatore montato su un tridimensionale micromanipolatore. Controllare che il micromanipolatore è in una posizione appropriata per consentire una gamma di movimento e regolazione. Portare la punta microelettrodo nel piano di vista del microscopio, alto fuori fase, e con regolazione grossolana inferiore ad un punto appena sopra e leggermente davanti alla testa della zebrafish. </li><li> Con l&#39;amplificatore in modalità &quot;current-clamp&quot; zero dell&#39;elettrodo. </li><li> Uso della regolazione grossolana abbassare la punta dell&#39;elettrodo in modo che tocchi solo la surface del zebrafish, leggermente davanti proencefalo. </li><li> Usare passi di regolazione fine avanzare la punta dell&#39;elettrodo fino perfora la pelle del zebrafish. Lasciar depositare e poi avanzare l&#39;elettrodo alcuni micron nel proencefalo. </li><li> Registrare l&#39;attività elettrica in current-clamp mode utilizzando il software Axoscope. I dati vengono acquisiti ad una frequenza di campionamento di 10 kHz. </li></ol>

<ol><li>Clark, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stressing+zebrafish+for+behavioral+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Stressing zebrafish for behavioral genetics.</a> Reviews in Neuroscience. 22 (1), 49(2011).</li>
<li>Rinkwitz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish%3A+an+integrative+system+for+neurogenomics+and+neurosciences%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Zebrafish: an integrative system for neurogenomics and neurosciences.</a> Progress in Neurobiology. 93 (2), 231(2011).</li>
<li>Penberthy, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+as+a+model+for+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioscience%22%5BJournal%5D)">The zebrafish as a model for human disease.</a> Frontiers in Bioscience. 7, d1439(2002).</li>
<li>Letamendia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+validation+of+an+automated+high-throughput+system+for+zebrafish+in+vivo+screenings%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development and validation of an automated high-throughput system for zebrafish in vivo screenings.</a> PLoS One. 7, e36690(2012).</li>
<li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+targeted+gene+%27knockdown%27+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nature Genetics. 26 (2), 216(2000).</li>
<li>Haffter, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+affecting+development+of+the+zebrafish+inner+ear+and+lateral+line%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mutations affecting development of the zebrafish inner ear and lateral line.</a> Development. 123, 1(1996).</li>
<li>Suster, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenesis+in+zebrafish+with+the+tol2+transposon+system%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Transgenesis in zebrafish with the tol2 transposon system.</a> Methods Molecular Biology. 561, 41(2009).</li>
<li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115(2009).</li>
<li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pentylenetetrazole+induced+changes+in+zebrafish+behavior%2C+neural+activity+and+c-fos+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Pentylenetetrazole induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression.</a> Neuroscience. 131 (3), 759(2005).</li>
<li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large-scale+mutagenesis+screen+to+identify+seizure-resistant+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A large-scale mutagenesis screen to identify seizure-resistant zebrafish.</a> Epilepsia. 48 (6), 1151(2007).</li>
<li>Williams, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+radiotelemetry+to+evaluate+electrographic+seizures+in+rats+with+kainate-induced+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 39(2006).</li>
<li>Marsh, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interictal+EEG+spikes+identify+the+region+of+electrographic+seizure+onset+in+some%2C+but+not+all%2C+pediatric+epilepsy+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Interictal EEG spikes identify the region of electrographic seizure onset in some, but not all, pediatric epilepsy patients.</a> Epilepsia. 51 (4), 592(2010).</li>
<li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+application+of+modularly+assembled+zinc-finger+nucleases+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Evaluation and application of modularly assembled zinc-finger nucleases in zebrafish.</a> Development. 138 (20), 4555(2011).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il metodo di registrazione extracellulare qui presentata consente un&#39;analisi molto sensibile e rapida di attività cerebrale. Queste registrazioni sono analoghi a elettroencefalografico (EEG) monitoraggio comunemente utilizzato per valutare la presenza di scarica elettrica anomala (cioè, sequestro) in modelli di roditori di epilessia 11 e 12 pazienti. Registrazioni extracellulari possono essere combinati con manipolazioni farmacologiche, come illustrato di seguito. Questi tipi di regist...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr><td> Agarosio basso punto di fusione </td><td> Fisher Scientific- </td><td> BP1360-100 </td><td> Sciogliere in mezzi embrioni a 1,2% </td></tr><tr><td> Supporti di registrazione </td><td> Fisher Scientific- </td><td> BP3581, P330-3, BP410-1, BP214-500, D16-1, C77-500 </td><td> 1 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 10 mM di HEPES, 1,2 mM MgCl2, 10 mM destrosio, 2,1 mM CaCl 2 pH a circa 7,3 con NaOH 1 N </td></tr><tr><td> Tricaine </td><td> Argent Labs </td><td> MS-222 </td><td> 0,02% </td></tr><tr><td> α-bungarotossina </td><td> Bioscience Tocris </td><td> 2133 </td><td> 1 mg / ml </td></tr><tr><td> Vetro tubo capillare </td><td> Warner Instruments </td><td> G120TF-3 </td><td> Tirare per una resistenza di 2 -7 MW </td></tr><tr><td> Patch clamp amplificatore </td><td> Warner Instruments </td><td> PC-505B </td><td> Usiamo un amplificatore Warner in modalità current-clamp; guadagno fissato a 2 mV / pA e del filtro di Bessel fissato a 2K. Modelli comparabili può essere utilizzato in base alle istruzioni del produttore. </td></tr><tr><td> Filtro / amplificatore </td><td> Cygnus Tecnologia </td><td> FLA-01 </td><td> Usiamo un Cygnus pre-amplificatore; guadagno fissato a 10-20; Frequenza di taglio impostato a 1-2K, Filtro Notch IN. Modelli comparabili può essere utilizzato in base alle istruzioni del produttore. </td></tr><tr><td> Axon scheda A / D e il software Axoscope </td><td> Molecular Devices </td><td> Axon Digidata 1320A; Axoscope 8,2 </td><td> I dati vengono raccolti in Axoscope con gap-free modalità di acquisizione, campionamento a 10 kHz. Modelli comparabili e programmi possono essere utilizzati secondo le istruzioni del produttore. </td></tr><tr><td> Egg acqua </td><td&gt; Instant Ocean </td><td></td><td> 3 g immediata Oceano mare sale, 2 ml di blu di metilene 0,1% in 10 ml di acqua deionizzata </td></tr></tbody></table>

proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale zebrafish

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

L&#39;epilessia colpisce circa 3 milioni di persone negli Stati Uniti e fino a 50 milioni di persone in tutto il mondo. Definito come il verificarsi di convulsioni non provocate spontanee, epilessia può essere acquisita a seguito di un insulto al cervello o una mutazione genetica. Gli sforzi per sequestri modello su animali hanno principalmente utilizzato acquisito insulti (farmaci convulsivanti, stimolazione o lesione cerebrale) e manipolazioni genetiche (atterramento antisenso, ricombinazione omologa o transgenesi) nei roditori. Zebrafish sono un sistema modello vertebrato 1-3 che potrebbe fornire una valida alternativa al roditore ricerca basata epilessia. Zebrafish sono ampiamente utilizzati nello studio dei vertebrati genetica o di sviluppo, presentano un elevato grado di somiglianza genetica ai mammiferi ed esprimere omologhi per ~ 85% di umani noti singolo gene mutazioni epilessia. A causa delle loro piccole dimensioni (4-6 mm di lunghezza), larve di zebrafish può essere mantenuta in volumi di fluido a partire da 100 pl durante lo sviluppo precoce e ARRAYED in multi-pozzetti. I reagenti possono essere aggiunti direttamente alla soluzione in cui gli embrioni sviluppano, semplificando la somministrazione del farmaco e consentendo un rapido screening in vivo di composti di prova 4. Oligonucleotidi sintetici (Morpholinos), mutagenesi, zinc finger nucleasi e approcci transgenici possono essere utilizzati per generare rapidamente knockdown gene o mutazione in zebrafish 5-7. Queste proprietà permettersi studi zebrafish senza precedenti analisi statistica vantaggio potere roditori nello studio di disturbi neurologici come l&#39;epilessia. Poiché il &quot;gold standard&quot; per la ricerca l&#39;epilessia è quello di monitorare e analizzare le scariche elettriche anomale che hanno origine in una struttura cerebrale centrale (ad esempio, convulsioni), un metodo per registrare in modo efficiente l&#39;attività cerebrale in larvale zebrafish è descritto qui. Questo metodo è un adattamento dei tradizionali tecniche di registrazione extracellulari e permette stabile monitoraggio a lungo termine di attività cerebrale in larve di zebrafish intatto. Sregistrazioni ampie sono mostrate per crisi acute indotte da bagno applicazione di farmaci convulsivanti e sequestri spontanei registrati in un pesce geneticamente modificato.

Esempi di elettrografico sequestro-come scarico registrata nel proencefalo di agar-embedded larve zebrafish sono mostrati nella Figura 1. Grande ampiezza multi-picco di scarico scoppio in questi campioni è stata evocata da bagno applicazione di un farmaco convulsivante, 40 pilocarpina mM (in A, 6 dpf) o 1 picrotossina mM (in B, 8 dpf). In queste registrazioni, immobilizzato e agar-embedded zebrafish sono continuamente monitorati per un massimo di 90 min. Pesce rimangono vitali in queste condizioni di re...

Un metodo semplice per registrare potenziali di campo extracellulari nel proencefalo larvale zebrafish è descritto. Il metodo fornisce un robusto<em&gt; In vivo</em&gt; Lettura di sequestro un&#39;attività simile. Questa tecnica può essere utilizzata con le larve di zebrafish geneticamente modificati portando epilessia geni correlati o convulsioni evocate dalla somministrazione di farmaci convulsivanti.

Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di ottenere registrazioni del campo extracellulare dal proencefalo di un pesce zebra larvale intatto. Ciò si ottiene immobilizzando prima il pesce zebra larvale in un blocco aros. Successivamente, un micro elettrodo di registrazione viene posizionato nel proencefalo sotto visualizzazione diretta.Il passaggio finale consiste nel registrare l'attività elettrica del prosencefalo. In definitiva, i risultati possono essere utilizzati per monitorare l'attività anomala delle crisi elettrografiche nelle larve di zebrafish intatte. Ho avuto l'idea di questo metodo per la prima volta quando stavo cercando di dimostrare che le convulsioni potevano essere provocate nel pesce zebra larvale L'allevamento del pesce zebra segue le procedure standard descritte in precedenza. Brevemente.I pesci zebra adulti vengono allestiti in vasche di riproduzione con divisori in posizione. Quando le luci nella stanza si accendono la mattina seguente, i divisori vengono rimossi e ai pesci vengono concessi dai 20 ai 60 minuti di accoppiamento indisturbato. Le uova vengono quindi raccolte dalle vasche, trasferite in una capsula di Petri con acqua d'uovo e ripulite dai detriti con una pipetta di trasferimento, ora si mettono le uova in un'incubatrice e in circa due giorni le uova si schiudono.Una volta schiusa, rimuovere il corion e qualsiasi altro detrito con una pipetta di trasferimento, quindi rimettere le larve nell'incubatrice fino a raggiungere il punto di sviluppo desiderato. In preparazione, estrarre capillari di vetro silicato bo di 1,2 millimetri di diametro esterno negli aghi utilizzando un estrattore per micropipette. Conservare gli aghi in una piastra di Petri da 150 millimetri su rampe di mastice.Ora imballare, caricare il microelettrodo con la soluzione di cloruro di sodio a due molari. Utilizzando una siringa da un litro con un filtro da quattro millimetri e filamento collegato, picchiettare il bolo vicino alla punta dell'ago fino a quando non rimangono poche o nessuna bolla. Preparare una soluzione fresca di agar LMP all'1,2% in acqua d'uovo e tenerla sciolta in un bagno a 37 gradi Celsius.Quindi, preparare un vetrino coprioggetto con l'apposita camera di registrazione e metterlo in congelatore per cinque-10 minuti. Questo esempio utilizza una camera di imaging a bagno di diamante aperta a basso profilo in una piastra di Petri pulita, immergendo un seabra larvale, un pesce in una goccia d'acqua d'uovo utilizzando una pipetta di trasferimento. Quindi, mescola una goccia di soluzione contenente un anestetico e un agente paralizzante per cinque-10 minuti.Monitora il pesce zebra per la perdita di movimento. Quindi rimuovere il vetrino coprioggetto e la camera di registrazione dal congelatore. Posizionare la camera sul tavolino dello stereomicroscopio verso la camera.Utilizzando una pipetta di trasferimento, aggiungere diversi millilitri di agros al pesce in acqua e mescolarli insieme utilizzando una punta per micropipetta o un ago smussato sottile. Posizionare le larve in modo che l'aspetto dorsale del pesce sia esposto alla superficie ancora ferma. Dopo che l'agros si è indurito, utilizzare una spatola piatta per trasferire l'agro block con le larve in una camera di registrazione allestita su un impianto di elettrofisiologia.Al rig, aggiungere da due a cinque millilitri di supporti di registrazione zebrafish nella camera di registrazione. Se sono necessari cambiamenti di farmaco, perfondere la camera con una soluzione di registrazione a una velocità di circa un millilitro al minuto, non è necessaria l'ossigenazione. Successivamente, inserire un micro elettrodo nello stadio di testa dell'amplificatore montato su un micro manipolatore tridimensionale.Una volta caricato, verificare che il manipolatore microm abbia un buon range di movimento e regolazione. Quindi portare la punta del microelettrodo nel piano visivo del microscopio in alto rispetto al tavolino e, utilizzando la regolazione della rotta, abbassarla fino a un punto appena sopra e leggermente davanti alla testa del pesce zebra. Con il microelettrodo in posizione, mettere l'amplificatore in modalità pinza amperometrica e azzerare l'elettrodo nel campo visivo.Utilizzare la regolazione della rotta per abbassare la punta dell'elettrodo in modo che tocchi leggermente la superficie del pesce zebra davanti al proencefalo. Quindi, con la fase di regolazione fine, far avanzare la punta dell'elettrodo fino a perforare la pelle del pesce zebra. Una volta forata, lasciare che la micropipetta si depositi lentamente facendo avanzare l'elettrodo di diversi micron nel proencefalo.Ora utilizza il software aScope per registrare l'attività elettrica. In modalità current clamp, acquisisci i dati a una frequenza di campionamento di 10 kilohertz. Il pesce rimane vitale per 24 ore di registrazione per applicare i farmaci, aggiungerli in volumi da due a cinque millilitri e attendere da 30 a 45 minuti affinché i farmaci si diffondano attraverso l'agar e nel pesce zebra.Quattro cervelli. Una configurazione a bagno statico è accettabile, rendendo superflua la perfusione continua. Utilizzando questi metodi, le registrazioni extracellulari possono essere ottenute anche dal tum ottico.Scariche elettrografiche simili a convulsioni sono state registrate nel proencefalo di otto giorni dopo la fecondazione, larve di zebrafish, esplosioni di picchi multipli di grande ampiezza sono state revocate da un'applicazione in bagno di pilocarpina 40 millimolare, un farmaco convulsivante. Esplosioni simili sono state prodotte con un farmaco convulsivante. Ritossina applicata a un millimolare.Una scarica spontanea è stata osservata da un pesce zebra geneticamente modificato tre giorni dopo la fecondazione. In questo animale, sono state utilizzate iniezioni di morfo-oligonucleotidi allo stadio di una o due cellule per abbattere l'espressione di un gene per il complesso della sclerosi tuberosa, una forma pediatrica di epilessia associata a convulsioni e autismo. Se eseguita correttamente, questa procedura può essere completata in 30 minuti o meno.

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Il protocollo descrive la procedura per eseguire l'elettrofisiologia nel pesce zebra adulto. Questo metodo può essere utilizzato per misurare l'attività neurale in vivo.

Elettrofisiologia del pesce zebra adulto: un metodo per misurare l'attività elettrica extracellulare dei neuroni in vivo

Questo video dimostra la registrazione di segnali elettrici dai neuroni afferenti in una larva di pesce zebra paralizzata posizionando una micropipetta vicino al ganglio della linea laterale e formando un sigillo allentato per la cattura del segnale. La soluzione extracellulare mantiene la vitalità neuronale durante questo processo.

Monitoraggio dei segnali elettrici dai neuroni afferenti in una larva di pesce zebra immobilizzata

In questo video, dimostreremo come registrare l'attività elettrica di singoli neuroni identificati in una preparazione cervello intero, che preserva i circuiti neurali complessi. Usiamo pesci transgenici in cui gonadotropina-releasing hormone (GnRH) neuroni sono geneticamente etichettati con una proteina fluorescente per l'identificazione nella preparazione cervello intatto.

La registrazione dell&#39;attività elettrica dai neuroni identificati nel cervello intatto di pesci transgenici

Questo documento descrive come un zebrafish adulto può essere immobilizzata, intubato, e utilizzati per esperimenti di elettrofisiologia in vivo per permettere registrazioni e manipolazione di attività neurale in un animale intatto.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Questo manoscritto descrive i metodi per le registrazioni elettrofisiologiche da neuroni spinali di embrioni di zebrafish e larve. La preparazione mantiene neuroni in situ e spesso comporta la dissezione minimo. Questi metodi consentono lo studio elettrofisiologico di una varietà di neuroni spinali, dalla acquisizione iniziale eccitabilità elettrica attraverso le prime fasi larvali.

zebrafish<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Preparazione per elettrofisiologiche Le registrazioni da spinale sensoriali e motori neuroni

Qui presentiamo un protocollo per lo sviluppo e la caratterizzazione di un modello di epilessia zebrafish derivante dall'inibizione transitoria del gene DEPDC5.

Analisi comportamentale e fisiologica in un modello di zebrafish di epilessia

Qui, presentiamo un protocollo che semplifica la misurazione della luce dell'elettroretinogramma evocato le risposte dallo zebrafish larvale. Un elettrodo di romanzo spugna a forma di cono-Punta può contribuire a rendere lo studio di sviluppo visivo in zebrafish larvale utilizzando l'elettroretinogramma ERG più facile raggiungere con risultati attendibili e costi inferiori.

Registrazione dell'elettroretinogramma in Zebrafish larvale con elettrodo di spugna-punta conica A romanzo

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Imaging in vivo del tessuto cerebrale completamente attivo in larve di zebrafish svegli e giovani mediante rimozione del cranio e della pelle

Presentato qui è un protocollo per l'imaging in vivo dell'intero cervello del pesce zebra larvale utilizzando la microscopia a fluorescenza tridimensionale. La procedura sperimentale include la preparazione del campione, l'acquisizione di immagini e la visualizzazione.

In vivo Imaging dell'intero cervello delle larve di zebrafish mediante microscopia a fluorescenza tridimensionale

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Imaging del calcio a due fotoni dell'attività del prosencefalo nel comportamento del pesce zebra adulto

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Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish

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