Name: Monitoraggio migrazione delle cellule dendritiche usando 19 F / 1 H Magnetic Resonance Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 12 s
Description: Scopri come monitorare la migrazione delle cellule dendritiche nei linfonodi drenanti utilizzando la risonanza magnetica al fluorine 19F/1H. Questo metodo non invasivo consente di tracciare le cellule in vivo con immagini senza fondo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Questo studio è stato finanziato dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft a SW (DFG WA 2804) e una borsa di studio universitaria a SW dal Centro di Ricerca Sperimentale e Clinica, una collaborazione del Centro Max Delbrück per la medicina molecolare e la Facoltà di Medicina Charité di Berlino. I finanziatori non aveva alcun ruolo nel disegno dello studio, la raccolta e l&#39;analisi dei dati, la decisione di pubblicare o preparazione del manoscritto. Ringraziamo il Sig. Robert Westphal per il supporto tecnico durante il suo stage presso il nostro laboratorio.

Tutte le procedure sugli animali devono essere approvati dal comitato di benessere degli animali istituzionale locale prima dell&#39;esecuzione. Durante le misurazioni MR un adeguato livello di anestesia e monitoraggio fisiologico (temperatura corporea, frequenza respiratoria) sono requisiti indispensabili. 1. Generazione di mouse derivate dal midollo osseo cellule dendritiche <ol><li> Estrarre le cellule del midollo osseo da topi C57BL / 6 come precedentemente descritto 12. Tale protocollo risale al 1992 13 ed è stato originariamente descritto dal gruppo di Ralph M. Steinman (1943-2011), scopritore della cellula dendritica 14. </li><li> Brevemente, estrarre tibia e perone subito dopo sacrificare i topi. Lavorare sotto la cappa a flusso laminare (per prevenire la contaminazione microbica), lavare il midollo osseo in una piccola scatola di Petri con terreno di lavaggio (5% FBS, 1% penicillina / streptomicina e 1% HEPES in RPMI) 12. </li><li> Trasferire la sospensione cellulare attraverso una stra cellainer (100 pm dimensione di maglia, nylon) in una provetta da centrifuga da 50 ml sterile per rimuovere tessuto osseo e avanzi. Dopo varie fasi di lavaggio e un passo 12 lisi, contare le cellule vitali mediante trypan blu e un emocitometro. </li><li> Risospendere le cellule del midollo osseo ad una concentrazione di 400.000 cellule -1 ml nel terreno di coltura (RPMI supplementato con 10% FBS, 1% di penicillina / streptomicina, 1% HEPES e 1% di L-glutammina) contenente 75 ng ml -1 della granulociti topo macrofagi fattore stimolante le colonie (MGM-CSF) ottenuto da surnatanti di 293FT cellule HEK trasfettate con un plasmide GMCSF del mouse. Trasferire 10 ml di sospensione cellulare (4 x 10 6 cellule) in piastre Petri (100 mm x 20 mm) e incubare in un incubatore CO 2 (37 ° C, 5% CO 2). Il giorno 3, ricostituire vecchia media con 10 ml di mezzo fresco (mantenendo la concentrazione finale di MGM-CSF a 75 ng ml -1). Il giorno 6, rimuovere 10 ml di vecchi media e ricostituirecon 10 ml di mezzo fresco (concentrazione finale MGM-CSF = 75 ng ml -1). Il giorno 8, rimuovere 10 ml di vecchi media e ricostituire con 10 ml di mezzo fresco (concentrazione finale MGM-CSF = 150 ng ml -1). </li><li> Il giorno 10, maturare la DC differenziata con 1 mg ml -1 lipopolisaccaride (LPS) per 24 ore. </li></ol> 2. Etichettatura delle cellule dendritiche con 19 F-ricchi Particelle <ol><li> Durante la fase di maturazione 24 ore (1.5), l&#39;etichetta DC con 1 mM di fluoro-ricchi perfluoro-15-crown-5-etere (PFCE) particelle (500-560 nm), anche per 24 ore. Preparare le grandi particelle di fluoro-etichettati emulsionando PFCE in Pluronic F-68 (volume totale 2,5 ml) utilizzando una cella-interrompendo titanio sonotrodo e impiegando un programma di impulso continuo (ampiezza 100%, power = 250 W) per 60 sec. </li><li> Seguendo le fasi di incubazione sopra, raccogliere il DC mature e fluoro-marcato utilizzando un tessuto coltura cellulare raschietto, trasferire in una provetta da centrifuga da 50 ml e centrifugarea 500 xg per 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Per eliminare ogni particella di avanzi e cellule morte, lasciare cellule raccolte di aderire su piatti poli-L-lisina. Per prepararsi a questo passo, cappotto Petri con poli-L-lisina (1 mg ml -1) a 37 ° C per 1 ora, poi lavare via il non legato poli-L-lisina con PBS. </li><li> Incubare sopra cellule raccolte sulle piastre poli-L-lisina in terreno privo di siero e consentono alle cellule di aderire (1 ora a 37 ° C, 5% CO 2). </li><li> Lavare il medium di scartare le cellule non aderenti, particelle rimanenti e le cellule morte e lavare tre volte con pre-riscaldato (37 ° C) PBS. </li><li> Raccolto cellule aderenti dalla tripsina-EDTA trattamento (0,25% tripsina-EDTA, 3 min di incubazione a 37 ° C). </li><li> A seguito di un altro passo centrifugazione lavaggio, risospendere la quantità necessaria di DC mature nel siero PBS sterile. </li><li> Per determinare se le cellule sono state etichettate con successo, si consiglia di controllare il physicochecaratteristiche chimici innovativi delle cellule usando la citometria a flusso (FACS). La dispersione lateralmente (SSC) dovrebbe rivelare un maggiore granularità in queste cellule, come descritto in precedenza 11. Va tenuto inoltre presente che fibroblasti potrebbero contaminare le culture CC e potrebbero anche prendere le particelle 19 F in parallelo. Pertanto la purezza cc deve essere valutata (misurando la percentuale di CD11c + CD11b + cellule usando FACS) prima applicazione in vivo. </li></ol> 3. Applicazione in vivo di 19 cellule dendritiche F-etichettati <ol><li> Somministrare DC (10 giugno-10 luglio) in un volume di 50 - 100 l intracutaneously nelle arti posteriori di un C57BL / 6 del mouse posizionando il mouse in un supporto ed inserendo accuratamente un ago G 26 ½ negli strati superiori della pelle prima dell&#39;applicazione (uso 0,5 ml siringhe tubercolina con ago permanentemente collegati a ridurre al minimo il volume morto). Per garantire unan applicazione appropriata intracutaneous, è importante che la parte inserita dell&#39;ago sia parzialmente visibile sotto la pelle. Se l&#39;ago non è più visibile, l&#39;ago è stato inserito troppo in profondità negli strati cutanei. Per l&#39;individuo non addestrato, l&#39;applicazione intracutaneous potrebbe essere eseguita in anestesia. </li><li> Immagine degli arti dal vivo in fluoro (19 F) / protone (1 H), la risonanza magnetica (vedi sezione successiva) 21 ore dopo l&#39;iniezione. </li></ol> 4. In Vivo 19 F / 1 H Risonanza Magnetica Le istruzioni dettagliate per la configurazione delle scansioni MR si riferiscono a uno scanner MR Bruker utilizzando il software di controllo Paravison (versione 5.1). Nomi riguardanti le funzioni e gli elementi specifici del produttore sono stati evidenziati in corsivo. Per altri scanner MR questi passaggi possono essere adattate secondo le direttive dei produttori. <ol><li> Disporre l&#39;accesso ad un appositopiccolo MR scanner animale. Per un&#39;adeguata qualità delle immagini, un sistema con un campo magnetico di 9.4 Tesla o più e su misura bobine a radio frequenza (ad esempio, 1 H / F 19 dual-sintonizzabile volume di bobina RF, a 35 mm di diametro interno, 50 mm di lunghezza; Rapid Biomed, Würzburg, Germania) sono raccomandati. </li><li> Prima di risonanza magnetica, preparare la configurazione dello scanner MRI per l&#39;anestesia e il monitoraggio fisiologico. Assicurarsi che la maschera respiratoria del letto / titolare animale è collegato al sistema di isoflurano e che la sonda di temperatura e pad respirazione sono collegati ad un sistema di monitoraggio remoto animale (ad esempio modello 1025, SA Instruments Inc., New York, USA). Quest&#39;ultimo serve per monitorare i parametri vitali dell&#39;animale nei quali la temperatura del corpo e la respirazione. </li><li> Anestetizzare topi da narcosi inalazione utilizzando una camera di mouse collegato a un sistema di isoflurano. Regolare la portata per aria e O 2 a 0,2 L min -1 e 0,1 L min-1, rispettivamentee il 3% isoflurano (regolata da un vaporizzatore) per circa 2 minuti fino a quando il livello richiesto di anestesia è raggiunto (nessuna risposta seguente pinch tep). Portate ottimali possono variare a seconda della configurazione in uso. Essere consapevoli del fatto che portate elevate possono portare alla disidratazione. Attento monitoraggio delle condizioni degli animali è necessaria in ogni momento come detto sopra. </li><li> Posizionare il mouse prona sul letto del mouse / titolare del piccolo animale MR scanner (figura 1). </li><li> Pur mantenendo la velocità di flusso per l&#39;aria e O2 costante, regolare il vaporizzatore isoflurano al 0,8-1,5% fino al raggiungimento di un modello di respirazione ottimale. Si raccomanda 70 respiri al minuto - una frequenza respiratoria di 50. </li><li> Mantenere la temperatura corporea a 36-37 ° C durante l&#39;esperimento utilizzando un acqua calda (o alternativamente aria calda) sistema di circolazione. </li><li> Tenete gli occhi del umida mouse con sterile pomata lubrificante occhio durante la misurazione. </li><li> Dopo aver assicurato il animalesul supporto imaging e le connessioni al sistema di monitoraggio, spostare il supporto al centro della H 1/19 F RF coil (che viene posizionato all&#39;isocentro del magnete scanner animale). </li><li> Impostare la posizione del mouse tale che il ginocchio si trova all&#39;interno all&#39;isocentro del magnete, sia con un metodo automatico (per esempio usando un laser di posizionamento combinata con un supporto animale motorizzato) oppure calcolando manualmente la distanza del titolare deve essere spostata nel magnete per raggiungere la isocentro. </li><li> Per confermare il corretto posizionamento dell&#39;animale nello scanner e successivamente pianificazione della geometria porzione di immagine (cioè le dimensioni, posizione e rotazione nello spazio), acquisire esplorare immagini in tre orientamenti standard (assiale, coronale, sagittale) risoluzione dell&#39;immagine basso e veloce utilizzando metodi di acquisizione (es. protocollo TriPilot, che utilizza una sequenza di impulsi FLASH). </li><li> Accordare la bobina RF alla frequenza di risonanza H 1 (ad esempio. 400,1 MHz per 9,4 T) e alla frequenza di risonanza 19 F (376,3 MHz per es 9.4 T) e abbinare l&#39;impedenza caratteristica della bobina a 50 Ohm utilizzando il monitor sintonia del MR scanner animale. Messa a punto e di corrispondenza è necessario per raggiungere le condizioni ottimali per la trasmissione e la ricezione del segnale. </li><li> Eseguire le impostazioni di sistema automatici necessari compresi spessoramento per ottimizzare l&#39;omogeneità del campo magnetico (ad esempio ADJ_SHIM), regolazioni di frequenza di sistema per sintonizzare la RF alla frequenza Lamor del mouse (per esempio ADJ_SF) e il guadagno di riferimento per regolare l&#39;ampiezza RF ( es ADJ_REFG). Tutte queste impostazioni sono importanti per rendere i campi magnetics statici e variabili (B 0, B 1) nella regione di interesse più possibile omogeneo. </li><li> Acquisire una seconda serie di immagini di scout (come sopra) lungo i tre orientamenti ortogonali, dopo aver regolato il campo di vista (FOV) tale che entrambi gli arti inferiori are visibile dal bacino al piede (LxWxH = 50x25x25 mm). Queste immagini servono per programmare gli orientamenti delle 3D 1 H / F 19 scansioni finali. </li><li> Impostare un protocollo TurboRARE 3D per 1 H-scan: TR / TE = 1,500 / 53 msec, FOV = 50x25x25 mm, Matrix = 400x200x200, Fattore RARE = 16 (. Scansione di tempo circa 60 min). Regolare FOV con l&#39;aiuto delle immagini di scout, avviare la scansione (semaforo). </li><li> Caricare un singolo impulso FID-sequenza con TR di almeno 1.000 msec. Aprire Edit Scan e impostare nucleo a 19 F. Utilizzare le impostazioni manuali di guadagno deselezionando il guadagno automatica del riferimento nel metodo Edit della Casella degli strumenti. </li><li> Avviare la misura senza registrazione dei dati per visualizzare un segnale MR in tempo reale utilizzando GSP (vai setup). Se il segnale spettrale 19 F entro la finestra di acquisizione è troppo bassa, aggiungere più medie in Modifica Metodo e / o modulare l&#39;attenuatore impulsi (TX0 o slider SP0) finché un SIgnale è chiaramente visibile. Regolare la frequenza di base per centrare il picco spettrale 19 F a 0 Hz nella finestra di acquisizione. Applicare frequenza di base e premere Stop. Si noti che l&#39;isoflurano utilizzata come anestesia può generare un segnale di fondo. A 9.4 Tesla MRI chemical shift tra le particelle 19 contenenti F e l&#39;isoflurano è di circa 1.800 Hz. Assicurarsi che la larghezza di banda di eccitazione è più piccolo di 3.600 Hz per evitare emozionante il isoflurano insieme con i 19 cellule o particelle F-etichettati. La frequenza di base deve essere impostata correttamente sul segnale generato dalle celle 19 F-etichettati. In alternativa, un altro metodo di anestesia potrebbe essere utilizzato come sperimentatore ritiene opportuno. </li><li> Clone (duplicare) il protocollo TurboRARE 3D dal precedente 1 H scansione. Vai a Modifica metodo e deselezionare il guadagno di riferimento automatico (come sopra). Set 19 F nucleo da Edit Scan. Cambiare la matrice di 128x64x64e il raro-Factor per almeno 40 (fino a 64). Per un TR / TE 1000/6 msec e 64 medie, il tempo di scansione è di circa 70 min. Impostare il guadagno del ricevitore di 101 (casella degli strumenti) e avviare la scansione senza ulteriori regolazioni utilizzando GOP (vai gasdotto). </li><li> Quando le scansioni sono finiti ritrarre il supporto per mouse dallo scanner MR. Staccare con cautela dal supporto del mouse. Se il mouse non viene sacrificato per analisi ex vivo (istologia o spettroscopia, vedi sotto), subito dopo le misurazioni MR, monitorare attentamente finché non ha completamente recuperato da anestesia. Regolazione della temperatura corporea è influenzata dalla anestesia, quindi durante il processo di recupero, mettere il mouse in una gabbia separata che è posto su un tampone a temperatura regolata caldo. Una volta che il mouse ha completamente recuperato da anestesia, riportarlo nella sua gabbia di detenzione e alla sala degli animali. </li><li> Per sovrapporre le 19 immagini F a 1 immagini H, utilizzare il menu Visualizza option sullo stesso software (Paravison). La funzione di sottotetto può essere trovato sotto Correlare. Salvare il sottofondo, caricare la nuova immagine ed evidenziare lo strato F 19 per la definizione di un nuovo colore dalla tabella di ricerca. Per discriminare tra i 19 F e 1 H scansioni, modificare la soglia per il colore scelto (tagliare Look up table) in modo che il segnale 19 F avrà il colore scelto e il 1 image H sfondo rimarrà in scala di grigi. Altri programmi di post-elaborazione (ad esempio ImageJ) sono a disposizione per creare le H 1/19 F sovrapposizioni di immagini. </li><li> Se una quantificazione in vivo del segnale 19 F essere necessario, seguire un semplice protocollo quantitativa come descritto in precedenza 15,16. In breve, la quantificazione può essere fatto mettendo un tubo di riferimento con una concentrazione nota di PFCE-Emulsione all&#39;interno del FOV vicino al mouse. Dopo aver acquisito le immagini MR, quanviduare le intensità dei segnali F 19 utilizzando regione d&#39;interesse analisi (ROI) e confrontare la curva di calibrazione in vitro come mostrato in Figura 2. </li></ol> 5. Linfonodo spettroscopia di risonanza magnetica (MRS) <ol><li> Dopo aver sacrificato il mouse, rimuovere il linfonodo popliteo e posto in una piccola 5 millimetri tubo NMR e aggiungere 100 ml di 2% PFA. </li><li> Installare una bobina spettroscopia 19 F (ad esempio una bobina toroidale), che ha un&#39;apertura di almeno 5 mm per reggere il tubo NMR contenente il linfonodo. </li><li> Porre il tubo NMR all&#39;interno della bobina e spostare la bobina in all&#39;isocentro del magnete. </li><li> Sintonizzare la bobina RF alla frequenza di risonanza 19 F (es 376,3 MHz per 9,4 T) e abbinare l&#39;impedenza caratteristica della bobina a 50 Ohm utilizzando il monitor sintonia del MR scanner animale. Messa a punto e di corrispondenza è necessario per raggiungere le condizioni ottimali per la trasmissione e il segnalericezione. </li><li> Impostare tutti i parametri spessori all&#39;interno della Casella degli strumenti Shimming a 0 e premere applicare. Solitamente, non è necessario applicare metodi spessoramento poiché il volume del campione è relativamente piccolo. Se un sufficiente segnale 19 F è disponibile, metodi automatizzati possono essere applicate per lo spessoramento, frequenza di sistema e il guadagno del ricevitore come descritto sopra. </li><li> Caricare un singolo impulso FID sequenza con un TR di almeno 1.000 msec. Aprire Modifica scansione e impostare il nucleo a 19 F. Utilizzare le impostazioni manuali di guadagno deselezionando il guadagno automatica del riferimento nel metodo Edit della Casella degli strumenti. Impostare il numero di medie a 1. </li><li> Avviare la sequenza usando GSP. Se il segnale spettrale 19 F entro la finestra di acquisizione è troppo bassa, aggiungere più medie in Modifica Metodo e / o modulare l&#39;attenuatore impulsi (TX0 o slider SP0) finché un segnale è chiaramente visibile. Regolare la frequenza di base in modo che il 19 F spepicco ctral è al centro della finestra di acquisizione a 0 Hz e applicare frequenza di base. Regolare nuovamente l&#39;attenuatore impulso per massimizzare il segnale, per raggiungere 90 ° eccitazione. Quando il segnale è al massimo di arresto stampa. </li><li> Impostare le medie in Edit Method tra 64 e 256 (o più se necessario, a seconda del segnale) e avviare l&#39;acquisizione utilizzando GOP. Il segnale rilevato correla linearmente con il numero di medie. Durante quantificazione tenere presente che il segnale rilevato deve essere normalizzato ad una media. Inoltre, uno standard di calibrazione di una concentrazione nota o una curva di calibrazione è necessario calcolare il numero di cellule del segnale normalizzato F 19 (Figura 2). </li><li> Una volta che la scansione è terminata, rimuovere il campione, posizionare il campione successivo e procedere con passo 5.3. </li></ol>

<ol><li>Yeh, T. C., Zhang, W., Ildstad, S. T., Ho, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+dynamic+MRI+tracking+of+rat+T-cells+labeled+with+superparamagnetic+iron-oxide+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo dynamic MRI tracking of rat T-cells labeled with superparamagnetic iron-oxide particles.</a> Magn. Reson. Med. 33 (2), 200-208 (1995).</li>
<li>Weissleder, R., Cheng, H. C., Bogdanova, A., Bogdanov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetically+labeled+cells+can+be+detected+by+MR+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson.+Imaging%22%5BJournal%5D)">Magnetically labeled cells can be detected by MR imaging.</a> J. Magn. Reson. Imaging. 7 (1), 258-263 (1997).</li>
<li>Franklin, R. J., Blaschuk, K. L., Bearchell, M. C., Prestoz, L. L., Setzu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+transplanted+oligodendrocyte+precursors+in+the+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroReport%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of transplanted oligodendrocyte precursors in the rat brain.</a> NeuroReport. 10 (18), 3961-3965 (1999).</li>
<li>de Vries, I. J., Lesterhuis, W. J., Barentsz, J. O., Verdijk, P., van Krieken, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+tracking+of+dendritic+cells+in+melanoma+patients+for+monitoring+of+cellular+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance tracking of dendritic cells in melanoma patients for monitoring of cellular therapy.</a> Nat. Biotechnol. 23 (11), 1407-1413 (2005).</li>
<li>Liu, W., Frank, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+and+quantification+of+magnetically+labeled+cells+by+cellular+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Radiol%22%5BJournal%5D)">Detection and quantification of magnetically labeled cells by cellular MRI.</a> Eur. J. Radiol. 70 (2), 258-264 (2009).</li>
<li>Ahrens, E. T., Flores, R., Xu, H., Morel, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+platform+for+tracking+immunotherapeutic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging platform for tracking immunotherapeutic cells.</a> Nat. Biotechnol. 23 (8), 983-987 (2005).</li>
<li>Holland, G. N., Bottomley, P. A., Hinshaw, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((F-19+Magnetic-Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Magnetic+Resonance%22%5BJournal%5D)">F-19 Magnetic-Resonance Imaging.</a> Journal of Magnetic Resonance. 28 (1), 133-136 (1977).</li>
<li>Partlow, K. C., Chen, J., Brant, J. A., Neubauer, A. M., Meyerrose, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((19F+magnetic+resonance+imaging+for+stem%2Fprogenitor+cell+tracking+with+multiple+unique+perfluorocarbon+nanobeacons%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">19F magnetic resonance imaging for stem/progenitor cell tracking with multiple unique perfluorocarbon nanobeacons.</a> FASEB J. 21 (8), 1647-1654 (2007).</li>
<li>Ruiz-Cabello, J., Walczak, P., Kedziorek, D. A., Chacko, V. P., Schmieder, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+%22hot+spot%22+MR+imaging+of+neural+stem+cells+using+fluorinated+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo "hot spot" MR imaging of neural stem cells using fluorinated nanoparticles.</a> Magn. Reson. Med. 60 (6), 1506-1511 (2008).</li>
<li>Srinivas, M., Morel, P. A., Ernst, L. A., Laidlaw, D. H., Ahrens, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorine-19+MRI+for+visualization+and+quantification+of+cell+migration+in+a+diabetes+model%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Fluorine-19 MRI for visualization and quantification of cell migration in a diabetes model.</a> Magn. Reson. Med. 58 (4), 725-734 (2007).</li>
<li>Waiczies, H., Lepore, S., Janitzek, N., Hagen, U., Seifert, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluorocarbon+particle+size+influences+magnetic+resonance+signal+and+immunological+properties+of+dendritic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Perfluorocarbon particle size influences magnetic resonance signal and immunological properties of dendritic cells.</a> PLoS ONE. 6 (7), e21981(2011).</li>
<li>Matheu, M. P., Sen, D., Cahalan, M. D., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+Bone+Marrow+Derived+Murine+Dendritic+Cells+for+Use+in+2-photon+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Generation of Bone Marrow Derived Murine Dendritic Cells for Use in 2-photon Imaging.</a> J. Vis. Exp. (17), e773(2008).</li>
<li>Inaba, K., Inaba, M., Romani, N., Aya, H., Deguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+large+numbers+of+dendritic+cells+from+mouse+bone+marrow+cultures+supplemented+with+granulocyte%2Fmacrophage+colony-stimulating+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Generation of large numbers of dendritic cells from mouse bone marrow cultures supplemented with granulocyte/macrophage colony-stimulating factor.</a> Journal of Experimental Medicine. 176 (6), 1693-1702 (1992).</li>
<li>Lanzavecchia, A., Sallusto, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ralph+M.+Steinman.+1943-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Ralph M. Steinman. 1943-2011.</a> Cell. 147 (6), 1216-1217 (1943).</li>
<li>Srinivas, M., Turner, M. S., Janjic, J. M., Morel, P. A., Laidlaw, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cytometry+of+antigen-specific+t+cells+using+19F%5BTitle%5D)+AND+%22MRI.+Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo cytometry of antigen-specific t cells using 19F.</a> MRI. Magn. Reson. Med. 62 (3), 747-753 (2009).</li>
<li>Srinivas, M., Heerschap, A., Ahrens, E. T., Figdor, C. G., de Vries, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%2819%29F+MRI+for+quantitative+in+vivo+cell+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">(19)F MRI for quantitative in vivo cell tracking.</a> Trends Biotechnol. 28 (7), 363-370 (2010).</li>
<li>Lammermann, T., Bader, B. L., Monkley, S. J., Worbs, T., Wedlich-Soldner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Liu, M. S., Long, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluoroctylbromide+as+a+diagnostic+contrast+medium+in+gastroenterography%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Perfluoroctylbromide as a diagnostic contrast medium in gastroenterography.</a> Radiology. 122 (1), 71-76 (1977).</li>
<li>Kwiatkowska, K., Sobota, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+pathways+in+phagocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Signaling pathways in phagocytosis.</a> Bioessays. 21 (5), 422-431 (1999).</li>
<li>Mitragotri, S., Lahann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+approaches+to+biomaterial+design%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Physical approaches to biomaterial design.</a> Nat. Mater. 8 (1), 15-23 (2009).</li>
<li>Hoult, D. I., Richards, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+signal-to-noise+ratio+of+the+nuclear+magnetic+resonance+experiment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">The signal-to-noise ratio of the nuclear magnetic resonance experiment.</a> J. Magn. Reson. 24 (1), 71-85 (1976).</li>
<li>Kovacs, H., Moskau, D., Spraul, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryogenically+cooled+probes+-+a+leap+in+NMR+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Nucl.+Magn.+Reson.+Spectrosc%22%5BJournal%5D)">Cryogenically cooled probes - a leap in NMR technology.</a> Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 46 (2-3), 131-155 (2005).</li>
<li>Waiczies, H., Millward, J. M., Lepore, S., Infante-Duarte, C., Pohlmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Cellular+Infiltrates+during+Early+Stages+of+Brain+Inflammation+with+Magnetic+Resonance+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Identification of Cellular Infiltrates during Early Stages of Brain Inflammation with Magnetic Resonance Microscopy.</a> PLoS ONE. 7 (3), e32796(2012).</li>
<li>Haacke, E. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaacke%2C+EM+%22Magnetic+resonance+imaging+physical+principles+and+sequence+design%22">Magnetic resonance imaging physical principles and sequence design</a>. , John Wiley & Sons. (1999).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Questo metodo di impiegare 19 F / 1 H MRI di seguire il movimento della CC nella linfonodo dà la possibilità di studiare i modelli di migrazione di cellule immunitarie in vivo. Le cellule dendritiche sono eccellenti esempi di rapida migrazione di cellule immunitarie che sono in grado di manovrare attraverso strutture tridimensionali senza strettamente aderire a substrati specifici 17. Sebbene la scarsa risoluzione spaziale (gamma micron) della tecnica descritta non è comparabile...

Il monitoraggio delle cellule in vivo è un aspetto cruciale in diversi campi della biomedicina. Per questo, le tecniche di imaging non invasive che possono localizzare selettivamente le cellule per un periodo di tempo sono estremamente preziose. Prima dello sviluppo di tridimensionale risonanza magnetica (MRI), il monitoraggio della migrazione delle cellule immunitarie stato limitato alle analisi microscopiche o biopsie tissutali. Monitoraggio delle cellule con l&#39;aiuto della risonanza magnetica ha riscosso un enorme attenzione in questi ultimi anni, non solo per gli immunologi che studiano il comportamento delle cellule immunitarie in vivo, ma anche per i ricercatori clinici e di cellule staminali. Durante la metà degli anni &#39;90, i primi studi sulle nanoparticelle di ossido di ferro 1 avviato una cascata di sviluppi per le celle di rilevamento con la risonanza magnetica. Particelle di ossido di ferro abbreviare il tempo di rilassamento MR (T2 *) delle cellule marcate e quindi causare deplezione segnale nelle immagini RM. Le particelle di ossido di ferro sono stati impiegati per i macrofagi etichetta 2, oligodendrociti progenitors 3 e molti altri tipi di cellule. Alcune di queste particelle sono anche stati clinicamente approvato dalla FDA per l&#39;etichettatura di vaccini cellulari nei pazienti con melanoma 4. Dal momento che in vivo o l&#39;etichettatura ex vivo di cellule con particelle di ossido di ferro si basa su una riduzione del segnale T2 * e quest&#39;ultimo potrebbe essere portato anche su di suscettibilità in vivo relativi alla T2 * effetti come micro emorragie, depositi di ferro o bolle d&#39;aria, potrebbe essere difficile identificare cellule marcate in vivo da altra sfondo T2 * estinzioni di segnale 5. In questo articolo, si descrive una tecnica per il monitoraggio delle cellule dendritiche (DC) in vivo impiegando 19 F / 1 H risonanza magnetica (MRI). Questa tecnologia di tracciamento delle cellule è stato introdotto solo nel 2005 6, diversi anni dopo le prime applicazioni riconosciute per 19 F a risonanza magnetica sono stati riportati 7. Uno ADVA importantentage di 19 F su ferro ossido particella marcatura delle cellule è la bassa incidenza biologica di 19 F in tessuto, questo rende possibile l&#39;individuazione celle molto selettivamente con immagini praticamente prive sfondo. Inoltre, è possibile sovrapporre il segnale MR 19 F dalle cellule marcate trapiantate con immagini anatomiche ottenute da convenzionale 1H RMN. F 19/1 H MRI è quindi considerevolmente rilevante per studi che studiano migrazione delle cellule in vivo. Le cellule studiate con questo metodo sono etichettati con 19 particelle F-ricchi. Perfluorocarburi sinteticamente-derivati ​​(PFC) costituiti principalmente da carbonio e atomi di fluoro sono comunemente usati per preparare le particelle. Questi composti sono insolubili in acqua e devono essere emulsionato prima dell&#39;applicazione in vitro o in vivo. La dimensione usuale delle particelle PFC che sono stati impiegati da altri gruppi per in vivo 19 esperimenti di monitoraggio F-MRIvaria tra 100 nm e 245 nm 6,8-10. Tuttavia abbiamo dimostrato che l&#39;efficienza nella etichettatura cellule dendritiche con perfluoro-15-corona-5-etere (PFCE) particelle aumenta con l&#39;aumentare delle dimensioni delle particelle (&gt; 560 nm). 11

<table><tbody><tr><td colspan="4">REAGENTS</td></tr><tr><td>C57BL/6 topi</td><td>Charles River, Berlino</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Gibco</td><td>21875-091</td><td></td></tr><tr><td>FBS Superior</td><td>Biochrom AG</td><td>S 0615</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Gibco-Invitrogen</td><td>15630-056</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina-Streptomicina</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>L-glutammina</td><td>Gibco</td><td>25030-024</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's PBS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8662</td><td></td></tr><tr><td>PFA</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-281692</td><td></td></tr><tr><td>Perfluoro-15-corona-5-etere </td><td>ChemPur</td><td>391-1996</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-68 </td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5556</td><td></td></tr><tr><td>Piastre di Petri (35 x 10 mm)</td><td>VWR, Germania</td><td>391-1996</td><td></td></tr><tr><td>27 &frac12; Siringhe G</td><td>VWR, Germania</td><td>612-0151</td><td></td></tr><tr><td>Filtri cellulari in nylon (100 &mu; VWR</td><td>, Germania</td><td>734-0004</td><td></td></tr><tr><td>Tubi NMR </td><td>VWR, Germania</td><td>634-0461</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">EQUIPMENT</td></tr><tr><td>Strumenti di dissezione</td><td>FST</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CO2 incubatore </td><td>Legante</td><td></td><td></td></tr> Sistema <tr><td>RM per piccoli animali</td><td>Bruker Biospin</td><td></td><td>9.4T BioSpec 94/20 USR, software di acquisizione ed elaborazione ParaVision</td></tr><tr><td>1H/19F bobina RF a doppio volume sintonizzabile </td><td>Rapid Biomed, W&#252; rzburg, Germania</td><td></td><td>Diametro interno 35 mm, lunghezza 50 mm<</td></tr><tr><td>sup>19F bobina per spettroscopia </td><td>Bobina ad</td><td>anello di sintonizzazione/corrispondenza interna, 4 spire, diametro interno 5 mm, lunghezza 10 mm, due condensatori per la sintonizzazione e l'abbinamento Sistema di</td>inalazione dell'isoflurano F&#246;<td></td></tr><tr><td></td><td> hr Medical Instruments GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema di monitoraggio per animali Modello 1025</td><td>SA Instruments Inc., New York, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

monitoraggio migrazione delle cellule dendritiche usando<sup&gt; 19</sup&gt; f /<sup&gt; 1</sup&gt; h magnetic resonance imaging

Monitoring Dendritic Cell Migration using 19F / 1H Magnetic Resonance Imaging

Progressi continui in modalità di imaging non invasive, come la risonanza magnetica (MRI) hanno notevolmente migliorato la nostra capacità di studiare i processi fisiologici o patologici negli organismi viventi. RM è anche dimostrando di essere un valido strumento per l&#39;acquisizione di cellule trapiantate in vivo. Strategie di etichettatura iniziali di cellule per uso MRI fatta di agenti di contrasto che influenzano i tempi di rilassamento MR (T1, T2, T2 *) e portare ad un miglioramento (T1) o esaurimento (T2 *) del segnale in cui sono presenti cellule marcate. T2 * agenti di miglioramento come ultrasmall ferro agenti di ossido (USPIO) sono stati impiegati per studiare la migrazione delle cellule e alcuni sono stati anche approvato dalla FDA per l&#39;applicazione clinica. Un inconveniente di T2 * agenti è la difficoltà di distinguere l&#39;estinzione segnale creato dalle cellule marcate da altre risorse come coaguli di sangue, micro sanguinamenti o bolle d&#39;aria. In questo articolo, descriviamo una tecnica emergente per le cellule di monitoraggio in vivo chesi basa sulla etichettatura delle cellule con fluoro (F 19) ricchi di particelle. Queste particelle sono preparate emulsionando perfluorocarburi (PFC) composti e poi utilizzata per etichettare le cellule, che successivamente può essere ripreso con 19 F MRI. Importanti vantaggi di PFC per il monitoraggio delle cellule in vivo includono (i) l&#39;assenza di carbonio-bound 19 F in vivo, che poi produce immagini sfondo-free e completa delle cellule selectivityand (ii) la possibilità di quantificare il segnale della cella di 19 F spettroscopia MR .

Diciotto a 21 ore dopo l&#39;applicazione intracutanea, 19 F-etichettati cellule dendritiche (DC), migrano nel linfonodo popliteo drenante. Il movimento delle DC attraverso i dotti linfatici nel linfonodo drenante politeal può essere apprezzata con sovrapposizione delle immagini 1 H anatomiche con le immagini CD 19 F (Figura 2A). Abbiamo precedentemente riportato sulla migrazione di queste cellule in vivo, così come l&#39;impatto di dimensione 19 F-pa...

Monitoraggio delle cellule utilizzando la risonanza magnetica ha guadagnato notevole attenzione negli ultimi anni. Questo protocollo descrive l&#39;etichettatura delle cellule dendritiche con fluoro (<sup&gt; 19</sup&gt; Particelle F)-ricchi, l&#39;applicazione in vivo di queste cellule, e monitorare l&#39;entità della loro migrazione verso il linfonodo drenante con<sup&gt; 19</sup&gt; F /<sup&gt; 1</sup&gt; H MRI e<sup&gt; 19</sup&gt; F MRS.

Monitoraggio migrazione delle cellule dendritiche usando<sup&gt; 19</sup&gt; F /<sup&gt; 1</sup&gt; H Magnetic Resonance Imaging

Continuous  advancements in noninvasive imaging modalities such as magnetic resonance  imaging (MRI) have greatly improved our ability to study ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è visualizzare la migrazione delle cellule dendritiche nei linfonodi drenanti mediante imaging a risonanza magnetica fluorata non invasiva, o MRI, in combinazione con la MRI convenzionale a protoni. Questo risultato si ottiene innanzitutto preparando cellule dendritiche derivate dal midollo osseo murino ed etichettando le cellule completamente differenziate con particelle ricche di fluoro. Nella seconda fase, le cellule marcate con fluoro vengono somministrate per via intracutanea agli arti posteriori di un topo, garantendo la traslocazione efficiente delle cellule somministrate.Successivamente, la regione anatomica di interesse viene acquisita mediante risonanza magnetica a fluorine e protoni per monitorare la migrazione delle cellule dendritiche dalla cute ai linfonodi drenanti. In definitiva, la migrazione delle cellule dendritiche dalla zona di applicazione al linfonodo drenante può essere visualizzata mediante risonanza magnetica a fluorine. Il principale vantaggio di questo metodo rispetto ad altre tecniche di tracciamento cellulare, come quelle che richiedono nanoparticelle di ossido di ferro, è che il fluoruro legato al carbonio è praticamente assente in tutti gli organismi viventi.Questo produce immagini completamente prive di fondo e una selettività cellulare completa dopo l'applicazione di cellule marcate con fluoro in vivo. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande nel campo dell'immunologia, come ad esempio quale sia l'influenza di candidati molecolari nella migrazione delle cellule dendritiche in vivo. A dimostrare il metodo è Yulia Kovski, tecnico, e Helma VIIs, scienziata senior del mio laboratorio, al giorno 10 della coltura di cellule dendritiche da midollo osseo.Attivare le cellule dendritiche con LPS per 24 ore. Etichettare le cellule dendritiche con particelle di perfluoro 15 crown 5 etere ricche di fluoro ad una concentrazione di un millimolare durante questo periodo; inoltre, per verificare che le cellule dendritiche siano state correttamente marcate, analizzare le caratteristiche chimico-fisiche delle cellule mediante citometria a flusso. Le cellule marcate con fluoro sono mostrate qui come eventi rossi nel grafico di scattering anteriore e laterale, mentre le cellule non marcate sono mostrate come eventi blu.Successiva posizione: un mouse C57 black six in un supporto, quindi caricare una siringa tubercolinica da 0,5 millilitri con un ago da 26 e mezzo gauge con cellule dendritiche marcate con fluorocromo in un volume da 50 a 100 microlitri. Inserire ora con attenzione l'ago negli strati superficiali della pelle in ciascuna delle zampe posteriori dell'animale per somministrare le cellule. Dopo aver anestetizzato il mouse, posizionare l'animale in posizione prona sul lettino del tomografo RM per piccoli animali.Dopo aver fissato l'animale sul supporto per l'acquisizione immagini e aver effettuato i collegamenti al sistema di monitoraggio, spostare il supporto al centro della bobina RF protonio/fluoro per verificare il corretto posizionamento dell'animale e dello scanner, e successivamente per pianificare la geometria delle sezioni immagine. Acquisire immagini preliminari in tre orientamenti standard utilizzando metodi di acquisizione rapida e a bassa risoluzione nel software dello scanner RM.Regolare la bobina RF alla frequenza di risonanza del protone e alla frequenza di risonanza del fluoro. Utilizzare il monitor di sintonizzazione dello scanner RM per animali per adattare l'impedenza caratteristica della bobina a 50 ohm. Successivamente, impostare le necessarie configurazioni automatiche del sistema, inclusa la shimatura per regolare finemente l'omogeneità del campo magnetico, aggiustamenti di frequenza del sistema per sintonizzare l'RF alla specifica frequenza LA del sistema RM per i protoni e guadagno di riferimento.Per regolare l'ampiezza dell'RF, impostare un protocollo turbo rare 3D per la scansione protonica, utilizzando un TR di 1500 millisecondi e un TE di 53 millisecondi, una matrice di 400 per 200 per 200 e un fattore rare di 16. Regolare il campo visivo con l'aiuto delle immagini scout. Quindi avviare la scansione.Caricare una sequenza FID a impulso singolo con un TR di almeno 1000 millisecondi, quindi aprire la scansione di modifica e impostare il nucleo su fluoro nel metodo di modifica della barra degli strumenti. Deselezionare il guadagno di riferimento automatico utilizzando il comando di configurazione. Avviare la misurazione senza registrare i dati per visualizzare un segnale RM in tempo reale.Regolare la frequenza di base in modo da centrare il picco spettrale del fluoro a zero hertz nella finestra di acquisizione. Quindi selezionare, applicare la frequenza di base e premere stop ora. Clonare il protocollo turbo rare 3D dalla precedente scansione protonica.Vai alla modifica del metodo, quindi deseleziona il guadagno di riferimento automatico come appena mostrato nella modifica della scansione. Imposta il nucleo del fluoro, quindi modifica la matrice in 1 28 per 64 per 64 e il fattore di rarefazione ad almeno 40. Al termine delle scansioni, ritira il supporto del mouse dallo scanner RM e utilizza il menu visualizza per sovrapporre le immagini del fluoro alle immagini del protone.Dopo aver sacrificato il topo, rimuovere il linfonodo popliteo di interesse e collocarlo in un tubo NMR da cinque millimetri contenente 100 microlitri di PFA al 2%. Successivamente, posizionare il tubo all'interno di una bobina per spettroscopia al fluoro e inserire la bobina al centro ISO del magnete. Regolare la bobina RF alla frequenza di risonanza del fluoro, quindi sul monitor di accordo dello scanner MR per animali, adattare l'impedenza caratteristica della bobina a 50 ohm all'interno della cassetta degli shim.Impostare tutti i parametri di shim a zero e premere applica. Caricare quindi una sequenza FID ad impulso singolo con un TR di almeno 1000 millisecondi. Aprire la scansione di modifica e impostare il nucleo su fluoro.Ora, utilizzando il setup, avviare la sequenza, regolare la frequenza di base in modo che il picco spettrale del fluoro sia al centro della finestra di acquisizione a zero hertz e applicare la frequenza di base. Successivamente, regolare nuovamente l'attenuatore dell'impulso per massimizzare il segnale fino a raggiungere un'eccitazione di 90 gradi. Quando il segnale è al massimo, premere stop.Infine, nel metodo di modifica, impostare le medie tra 64 e 256 in base al segnale, quindi utilizzare la pipeline go. Avviare l'acquisizione da 18 a 21 ore dopo l'applicazione intracutanea. Le cellule dendritiche marcate con fluoro migrano nel linfonodo popliteo drenante.Il movimento delle cellule dendritiche attraverso i dotti linfatici fino al linfonodo linfatico drenante può essere apprezzato sovrapponendo le immagini anatomiche protoniche con le cellule dendritiche fluorurate. Nelle immagini, le cellule dendritiche sono mostrate come segnale fluorurato in risonanza magnetica in rosso, mentre i linfonodi e i dotti linfatici sono mostrati nell'immagine anatomiche protonica in risonanza magnetica in scala di grigi. Per quantificare l'entità della migrazione delle cellule dendritiche nei linfonodi drenanti, i linfonodi vengono estratti e viene eseguita una spettroscopia di risonanza magnetica fluorurata, come appena dimostrato; confrontando il segnale fluorurato ottenuto da ciascun linfonodo con il segnale fluorurato ottenuto da diversi numeri di cellule dendritiche marcate con particelle di perfluoro-15-crown-5-etero, come illustrato da questa curva di calibrazione, è possibile dedurre il numero di cellule dendritiche marcate con fluoro che raggiungono il linfonodo drenante per questo esperimento rappresentativo.Si può stimare che 7,5 volte 10 alla quarta cellule dendritiche non caricate con antigene abbiano raggiunto il linfonodo sinistro, mentre 3,6 volte 10 alla quinta cellule dendritiche caricate con antigene abbiano raggiunto il linfonodo destro. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sui meccanismi molecolari della migrazione delle cellule immunitarie in condizioni normali, può essere utilizzato anche in modelli animali, come quelli delle malattie autoimmuni. Inoltre, le implicazioni di questa tecnica si estendono al campo della terapia del cancro.Ogni bersaglio molecolare identificato può essere utilizzato per manipolare le cellule dendritiche a fini di terapia antitumorale.

monitoring-dendritic-cell-migration-using-19f-1h-magnetic-resonance

Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Bioimmagini metodi utilizzati per valutare biodistribuzione delle cellule di nanoparticelle sono applicabili per il monitoraggio terapeutico e diagnostico di composti nanoformulated. I metodi descritti nel presente documento sono sensibili e specifici, quando valutati da coregistrazione istologici. Le metodologie di fornire un percorso traslazionale da roditore a applicazioni sull'uomo.

Bioimmagini registrato di Nanomateriali per il monitoraggio diagnostico e terapeutico

Antigeni assorbimento delle cellule dendritiche e migrare verso gli organi immunitario di presentare antigeni alle cellule T trattati. Qdot nanocristalli etichettatura fornisce un segnale di lunga durata e stabile fluorescenti. Questo permette di tenere traccia delle cellule dendritiche a diversi organi mediante microscopia a fluorescenza.

Generazione e l&#39;etichettatura di Murine osseo cellule dendritiche derivate dal midollo con nanocristalli Qdot per gli Studi inseguimento

Descriviamo un protocollo generale per il monitoraggio in vivo cella utilizzando la risonanza magnetica in un modello di topo con cellule ex vivo etichettati. Un tipico protocollo di marcatura delle cellule, elaborazione acquisizione delle immagini e la quantificazione è inclusa.

In vivo 19 F MRI per il tracciamento cellulare

Un metodo quantitativo per studiare la migrazione spontanea di cellule in un microambiente confinato unidimensionale è descritto. Questo metodo sfrutta canali microfabbricati e può essere usato per studiare la migrazione di un gran numero di cellule in condizioni diverse in singoli esperimenti.

Studio della Migrazione cellulare in canali microfabbricati

I monociti sono regolatori chiave dell'immunità innata e svolgono un ruolo critico nel rinnovamento del sistema fagocitario mononucleare periferico e in caso di infiammazione. Questo manoscritto descrive la procedura di imaging in tempo reale del midollo osseo calvaria di topo per studiare il meccanismo di mobilizzazione dei monociti.

Monitoraggio midollo osseo di topo monociti<em&gt; In Vivo</em

I meccanismi che regolano la motilità interstiziale di cellule CD4 T effettrici in siti di infiammazione sono relativamente sconosciuti. Presentiamo un approccio non invasivo per visualizzare e manipolare cellule CD4 T vitro -primed nel derma dell'orecchio infiammate, permettendo studio del comportamento dinamico di queste cellule in situ.

Imaging CD4 T cellule interstiziali migrazione nel derma infiammate

Protocolli per la valutazione quantitativa della chemiotassi dei linfociti e la migrazione sono strumenti importanti per la ricerca in immunologia. Qui, un protocollo in vitro è descritto che permette in tempo reale, multiplexed valutazione della migrazione cellulare, così come un complementare in vivo tecnica abilitazione rilevamento di cellule native alla milza.

Quantificazione del linfocita murino traffico In Vivo e chemiotassi del monocito umano In Vitro

Presentato qui è un protocollo per la consegna e il monitoraggio di cellule staminali mesenchymale non invasive (MSC) in un modello murino di lesioni cerebrali traumatiche. Le nanoparticelle di ossido di ferro superparamagnetiche sono impiegate come sonda di risonanza magnetica (MRI) per l'etichettatura MSC e il tracciamento in vivo non invasivo dopo la consegna intranasale mediante risonanza magnetica in tempo reale.

Monitoraggio delle cellule staminali mesenchymale con etichetta chimica dell'ossido di ferro superparamagnetico utilizzando la risonanza magnetica dopo la consegna intranasale in un modello murino traumatico da lesioni cerebrali

Questo documento descrive in dettaglio la metodologia per la radiomarcatura di un anticorpo monoclonale anti-CD19 specifico per l'uomo e come utilizzarlo per quantificare le cellule B nel sistema nervoso centrale e nei tessuti periferici di un modello murino di sclerosi multipla utilizzando l'imaging PET in vivo, il conteggio gamma ex vivo e gli approcci di autoradiografia.

Imaging delle cellule B CD19+ in un modello murino sperimentale di encefalomielite autoimmune utilizzando la tomografia a emissione di positroni

La traduzione dei risultati della microscopia intravitale è messa a dura prova dalla sua penetrazione a bassa profondità nei tessuti. Qui descriviamo un modello murino a camera a finestra dorsale che consente la co-registrazione della microscopia intravitale e delle modalità di imaging clinicamente applicabili (ad es. TC, MRI) per la correlazione spaziale diretta, semplificando potenzialmente la traduzione clinica dei risultati della microscopia intravitale.

Un modello murino tumorale della camera della finestra delle pliche cutanee dorsali per la microscopia intravitale combinata e la risonanza magnetica nella ricerca traslazionale sul cancro

La terapia cellulare offre un intervento promettente per la fibrosi polmonare utilizzando cellule progenitrici per riparare i tessuti danneggiati e migliorare la funzione polmonare. Poiché l'imaging svolge un ruolo fondamentale nel tracciamento dell'integrazione cellulare, in questo articolo descriviamo il tracciamento in vivo guidato dall'imaging con particelle magnetiche della terapia cellulare per la fibrosi polmonare in un modello murino.

Tracciamento in vivo guidato da immagini di cellule progenitrici epiteliali polmonari distali trapiantate per la fibrosi polmonare mediante imaging con particelle magnetiche

Scopri come monitorare la migrazione delle cellule dendritiche nei linfonodi drenanti utilizzando la risonanza magnetica al fluorine 19F/1H. Questo metodo non invasivo consente di tracciare le cellule in vivo con immagini senza fondo.

Monitoraggio migrazione delle cellule dendritiche usando

Esplora altri video