Name: Potenziamento a lungo termine di perforant Pathway-giro dentato Synapse in Liberamente Comportarsi Mice (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Impara a registrare la potenziazione a lungo termine (LTP) nella via perforante e nel giro dentato di topi in libera attività. Questo metodo neurofisiologico consente di studiare i meccanismi della memoria e dell'apprendimento in modelli animali comportamentali.

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Gli autori desiderano ringraziare il seguente: Dr. Giuseppe Bronzino, Dr. Khamis Abu-Hassaballah, signor RJ Austin-LaFrance, e la signora Jessica Koranda.

Questo protocollo è appropriato per i topi di 3 e 18 mesi di età e peso approssimativo corpo di 30-50 g). I topi possono essere ottenute presso il Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME). Tutti i protocolli chirurgici e sperimentali sono stati approvati dalla cura degli animali ed uso commissione Trinity College ed erano in conformità con la guida NIH per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio. 1. Preparazione degli animali e procedure chirurgiche <ol><li> Preparare cocktail anestesia contenente ketamina (25 mg / ml), xilazina (2,5 mg / ml) e acepromazina (0,5 mg / ml). Iniettare 1 ml / kg di peso corporeo nel quadrante inferiore destro dell&#39;addome completata da iniezioni 0,2 ml / kg ogni 45 min successivamente mantenere una profondità stabile dell&#39;anestesia usando l&#39;ritiro riflesso pedale. </li><li> Preparare topo anestetizzato per la chirurgia con la rasatura del pelo sul suo cranio con un rasoio elettrico. L&#39;area rasata dovrebbe includere mezzo degli occhi per mezzo delle orecchie. Assicurarsi di non radersi la whiskers in quanto fanno parte del sistema sensoriale barile del mouse. </li><li> Usare tamponi di cotone per applicare alcool isopropilico seguita da Betadine alla zona rasata sulla testa. Quindi, anche utilizzando tamponi di cotone, applicare una piccola quantità di olio minerale sugli occhi per evitare i bulbi oculari di asciugatura. </li><li> Utilizzare infantili polsini ratto orecchio invece di barre orecchio regolari per montare la testa dell&#39;animale sull&#39;apparato telaio stereotassico. Per fare questo, prima montare l&#39;orecchio sinistro sul polsino dell&#39;orecchio sinistro. Poi facilitare delicatamente l&#39;orecchio destro sulla cuffia destra appoggiando delicatamente la testa dell&#39;animale con una mano e portare avanti il ​​polsino dell&#39;orecchio con l&#39;altra mano. Quindi, posizionare una piastra elettrica sotto il corpo dell&#39;animale e impostarlo a 86 ° F a mantenere la temperatura corporea. </li><li> Quindi, verificare la presenza di rigidità bilaterale tentando di muovere la testa da un lato. L&#39;animale è correttamente montato sul telaio stereotassico quando la testa è rigido e non può essere spostata lateralmente ma può facilmente ruotare su e giù. </li><li> Riposare delicatamente ilmuso del mouse sulla barra del naso / dente assemblaggio assicurandosi che gli incisivi siano appoggiati delicatamente ma saldamente dentro l&#39;apertura dente della barra naso / dente. </li><li> Usando un bisturi sterile, praticare un&#39;incisione mediana partire dalla metà degli occhi per mezzo delle orecchie. Assicurarsi che il bisturi sia essere tenuto ad un angolo di 45 ° e applicare una pressione sufficiente a tagliare la fascia sottostante, ma non attraverso il cranio come che causare sanguinamento eccessivo. </li><li> Usare tamponi di cotone per separare la fascia ed esporre il cranio. Skull attrazioni bregma e lambda deve essere chiaramente visibile (Figura 1A). Assicurarsi che l&#39;animale è in posizione cranio piatto regolando la barra naso / dente tale che bregma e lambda punti di riferimento sono allo stesso la dorsoventral posizione (DV) (+0,1 mm). </li><li> Applicare una piccola quantità di soluzione fisiologica sterile per l&#39;area esposta e utilizzare tamponi di cotone per pulire delicatamente il cranio. Poi aspettare 2-3 minuti per il cranio completamente aria seccaprima di procedere. </li><li> Montare un ago sul braccio stereotassico sinistra per misurare la posizione di DV bregma e lambda. Il posizionamento DV di questi due punti di riferimento dovrebbe essere di 0,1 mm tra loro. In caso contrario, la barra naso del telaio stereotassico può essere regolata su e giù per raggiungere questo obiettivo. </li><li> Posizionare l&#39;ago sulla bregma per registrare il suo antero-posteriore (AP), laterale (LAT) e dorsoventrale (DV) misurazioni. Assicurarsi che l&#39;ago tocchi appena il cranio e non penetra esso. </li><li> Utilizzare un mouse atlante del cervello, come ad esempio &quot;The Brain Mouse in Stereotassica Coordinate&quot; 1, per determinare le coordinate per le strutture di destinazione: mediale via perforante (MPP) in bundle angolare e giro dentato (DG) dell&#39;ippocampo, relativo alla lambda e bregma, rispettivamente (vedi anche tabella 1). Quindi, utilizzare una penna a punta fine o una matita per segnare questi punti sul cranio. </li><li> Inoltre, segnare altri due punti sul lato controlaterale del cranio. Questi punti which servirà da terra (GND) e di riferimento (REF) dovrebbe essere circa 3 mm dalla linea mediana e posizionato longitudinalmente rispetto all&#39;altro (Figura 1A, anche Tabella 1). </li><li> Rimuovere il marcatore ago dal braccio stereotassico sinistra e sostituirlo con un trapano dentale elettrico dotato di un supporto stereotassico. Posizionare il trapano sopra ogni punto segnato e fare piccoli fori radica di circa 0,5 mm di diametro. Quando foratura, utilizzare un movimento su e giù ripetitivo e controllare frequentemente se il trapano è penetrato il cranio per esporre la superficie del cervello. </li><li> Delicatamente ma con fermezza guidare un elettrodo vite (# 0-80 1/8 in macchina viti in acciaio inox, intaglio cilindrica testa) in ciascuno dei fori controlaterale (GND e REF) in modo tale che esse tocchino appena la superficie corticale senza penetrare (Figura 1A ). Questi due elettrodi a vite fungono da terra e di riferimento. </li><li> Mount stimolanti e registrazione elettrodi in elettrode titolari sulla sinistra e braccio destro stereotassica, rispettivamente. </li><li> Collegare i terminali degli elettrodi stimolanti ad uno stimolatore elettrofisiologico con attuale isolamento e il terminale di elettrodo di registrazione di un amplificatore differenziale elettrofisiologico (guadagno = 1.000, filtro passabanda = 1 Hz-3 kHz) e poi ad un oscilloscopio digitale per l&#39;ispezione visiva di risposte evocate. Inoltre, collegare GND e terminali di elettrodo REF all&#39;amplificatore differenziale. </li><li> Delicatamente e lentamente inferiore stimolante ed elettrodi di registrazione con incrementi di 0,5 millimetri, mentre il monitoraggio visivamente la risposta evocata ad uno shock stimolo di 600-800 uA. Continuare ad abbassare ciascun elettrodo fino alla loro rispettiva posizione DV obiettivo e un segnale stereotipo si osserva l&#39;oscilloscopio (Figura 1B). </li><li> In seguito, utilizzare cemento acrilico dentale per fare un tappo per contenere i terminali degli elettrodi in luogo, qualsiasi cemento dentale che tocca la pelle deve essere cancellatoimmediatamente. Una volta che il cemento dentale è completamente guarito trasferire l&#39;animale dal telaio stereotassico ad una gabbia roditori pulito. Utilizzare una lampada riscaldante o pad per mantenere la temperatura interna. </li><li> Monitorare l&#39;animale ogni ora fino a quando non riprende conoscenza. Un&#39;iniezione di flunixin può essere somministrato come analgesico. </li></ol> 2. LTP induzione <ol><li> Permettere all&#39;animale 5-7 giorni per recuperare da un intervento chirurgico. Posto l&#39;animale in ambiente di registrazione costituito da una gabbia di Faraday (122 centimetri x 43 centimetri x 43 cm) dotato di materiale fonoassorbente e un commutatore rotante 5-canale che collega l&#39;elettrodo porta alla configurazione stimolante / registrazione. </li><li> Lasciare che l&#39;animale si adatti per 1-2 ore in ambiente di registrazione prima di collegare gli elettrodi agli strumenti stimolanti e registrazione (fare riferimento al punto 1.17). </li><li> Impostare i controlli stimolatore di uscita 400 uA e registrare l&#39;ampiezza di una media del 10 evocato risposte assicurandosi thad almeno 10 sec trascorrere tra stimoli. Utilizzare il metodo illustrato nella Figura 1C per quantificare la risposta evocata. Ripetere questa procedura per 600, 800, 1.000, 1.200, e 1.400 uA. </li><li> Costruire una curva di ingresso / uscita riportando l&#39;ampiezza media della risposta evocata contro intensità dello stimolo. Da questo grafico determinare l&#39;intensità dello stimolo che corrisponde al 50% dell&#39;ampiezza massima misurata. Utilizzare l&#39;intensità del 50% per il resto dell&#39;esperimento. </li><li> Poi, usando l&#39;intensità dello stimolo 50%, ottenere una linea di base registrando l&#39;ampiezza media di 5 risposte evocate ogni minuto per 15 min. Anche in questo caso assicurarsi che almeno 10 sec trascorrere tra stimoli. </li><li> Successivamente consegnare la stimolazione tetanica composta da 10 raffiche di 10 impulsi erogati a 400 Hz con una velocità di raffica di 5 Hz per la via perforante mediale. Monitorare l&#39;animale attentamente per i segni di sequestro, tra cui frullati di cane bagnato. Se l&#39;animale ha un sequestro della speriment deve essere chiuso e tutti i dati da tale animale deve essere escluso dai risultati dello studio. </li><li> Quindi, continuare a registrare l&#39;ampiezza media di 5 risposte evocate ogni minuto per 30 minuti posttetanization. Dopo di che, confrontare questa ampiezza all&#39;ampiezza basale ottenuto nella fase 2.5 calcolando la variazione percentuale rispetto al basale (Figura 2). </li><li> A seguito della conclusione degli esperimenti, l&#39;animale è eutanasia mediante inalazione di isoflurane, un metodo che è coerente con gli orientamenti in materia di eutanasia della American Veterinary Medical Association. </li></ol>

<ol><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Compact 2nd edn, Elsevier Academic Press. (2004).</li>
<li>Bliss, T. V. P., Lomo, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-lasting+potentiation+of+synaptic+transmission+in+the+dentate+area+of+the+anesthetized+rabbit+following+stimulation+of+the+perforant+path%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anesthetized rabbit following stimulation of the perforant path.</a> J. Physiol. 232, 331-356 (1973).</li>
<li>Blaise, J. H., Bronzino, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+stimulus+frequency+and+age+on+bidirectional+synaptic+plasticity+in+the+dentate+gyrus+of+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effects of stimulus frequency and age on bidirectional synaptic plasticity in the dentate gyrus of freely moving rats.</a> Exp. Neurol. 182, 497-506 (2003).</li>
<li>Blaise, J. H., Koranda, J. L., Chow, U., Haines, K. E., Dorward, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+isolation+stress+alters+bidirectional+long-term+synaptic+plasticity+in+amygdalo-hippocampal+synapses+in+freely+behaving+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Neonatal isolation stress alters bidirectional long-term synaptic plasticity in amygdalo-hippocampal synapses in freely behaving adult rats.</a> Brain Res. 1193, 25-33 (2008).</li>
<li>Koranda, J. L., Masino, S. A., Blaise, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+synaptic+plasticity+in+the+dentate+gyrus+of+the+awake+freely+behaving+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Bidirectional synaptic plasticity in the dentate gyrus of the awake freely behaving mouse.</a> J. Neurosci. Methods. 167, 160-166 (2008).</li>
<li>Cooke, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophosphorylation+of+alphaCaMKII+is+not+a+general+requirement+for+NMDA+receptor-dependent+LTP+in+the+adult+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autophosphorylation of alphaCaMKII is not a general requirement for NMDA receptor-dependent LTP in the adult mouse.</a> J. Physiol. 574, 805-818 (2006).</li>
<li>Davis, S., Bliss, T. V., Dutrieux, G., Laroche, S., Errington, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+duration+of+long-term+potentiation+in+the+hippocampus+of+the+freely+moving+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Induction and duration of long-term potentiation in the hippocampus of the freely moving mouse.</a> J. Neurosci. Methods. 75, 75-80 (1997).</li>
<li>Jones, M. W., Peckham, H. M., Errington, M. L., Bliss, T. V., Routtenberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+plasticity+in+the+hippocampus+of+awake+C57BL%2F6+and+DBA%2F2+mice%3A+interstrain+differences+and+parallels+with+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Synaptic plasticity in the hippocampus of awake C57BL/6 and DBA/2 mice: interstrain differences and parallels with behavior.</a> Hippocampus. 11, 391-396 (2001).</li>
<li>Zhang, T. A., Tang, J., Pidoplichko, V. I., Dani, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addictive+nicotine+alters+local+circuit+inhibition+during+the+induction+of+in+vivo+hippocampal+synaptic+potentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Addictive nicotine alters local circuit inhibition during the induction of in vivo hippocampal synaptic potentiation.</a> J. Neurosci. 30, 6443-6453 (2010).</li>
<li>Tang, J., Dani, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+enables+in+vivo+synaptic+plasticity+associated+with+the+addictive+drug+nicotine%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Dopamine enables in vivo synaptic plasticity associated with the addictive drug nicotine.</a> Neuron. 63, 673-682 (2009).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

In questo protocollo, abbiamo dimostrato un metodo affidabile e semplice per lo studio LTP in DG nei topi banche si comportano. Mentre molti studi di LTP in ratti svegli sono stati effettuati 3,4, pochissimi sono stati condotti in topi svegli dovuto principalmente alla complessità tecnica rappresentata dalla limitata cranica immobiliare in topi e il peso di headstages elettrodi relativi al peso medio di 5 topi. I pochi studi che hanno dimostrato LTP in DG in banche comportarsi topi utilizzati sia s...

Lo sviluppo della tecnologia per manipolare i geni ha prodotto transgenici e knockout modelli murini di quasi tutte le malattie neurodegenerative e neurologiche. Ciò ha reso necessaria definizione di tecniche di ricerca elettrofisiologiche precedentemente utilizzati nelle più grandi specie di roditori al modello animale del mouse. Una di queste tecniche di indagine neurofisiologica è l&#39;uso potenziamento a lungo termine (LTP) per testare l&#39;efficacia di connessioni sinaptiche all&#39;interno delle reti neuronali coinvolti in vari disturbi neuropatologici. Questo protocollo descrive le tecniche per affidabile indagine elettrofisiologica della LTP in banche comportarsi topi. Il vantaggio di questo protocollo sugli altri è che è semplice e facile da implementare, ma è anche piuttosto meno costoso in quanto non richiede né l&#39;uso di costosi sistemi microdrive controllati dal computer nè effetto campo headstages transistor e, a nostra conoscenza, è il primo protocollo video di registrazioni elettrofisiologiche croniche to studiare LTP in banche comportarsi topi. A tal fine, descriviamo in questo articolo metodologie semplici per studiare potenziamento a lungo termine in topi banche si comportano. Queste metodologie possono essere facilmente tradotti in modelli murini transgenici e knockout di disturbi neuropatologici.

<table><tbody><tr><td>Ketamina (100 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>10177</td><td></td></tr><tr><td>Xilazina (20 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>33197</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazina (10 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>2177</td><td></td></tr><tr><td>Polvere acrilica dentale</td><td>Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>1330CLR</td><td></td></tr><tr><td>Liquido acrilico dentale</td><td>Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>1306CLR</td><td></td></tr><tr><td>Filo di tungsteno (0,127 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>TGW0515</td><td></td></tr><tr><td>Tubo ipodermico in acciaio inossidabile (0,286 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>832400</td><td></td></tr><tr><td>Flunixin (50 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>14165</td><td></td></tr><tr><td>Epoxilyte</td><td>Superior Essex</td><td>EP 6001-M</td><td></td></tr><tr><td>Inserto in filo di acciaio inossidabile (0,2 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>792900</td><td></td></tr><tr><td>Apparecchio a telaio stereotassico</td><td>Kopf Instruments</td><td>Modello 902</td><td></td></tr><tr><td>Ear cuffs (padiglioni auricolari)</td><td>Kopf Instruments</td><td>Modello 921</td><td></td></tr><tr><td>Stimolatore elettrofisiologico</td><td>Astro-Med, Inc.</td>Oscilloscopio digitale <td>S88</td><td></td></tr><tr><td></td><td>B K Precision Corp.</td><td>2542</td><td></td></tr><tr><td>Unità di isolamento di corrente</td><td>Astro-Med, Inc.</td><td>Amplificatore differenziale PSIU-6</td><td></td></tr><tr><td></td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>DAM-50</td><td></td></tr><tr><td>Commutatore</td><td>Plastica Uno</td><td>SLC6</td><td></td></tr><tr><td>Trapano dentale</td><td>Stoelting</td><td>58650</td><td></td></tr></tbody></table>

potenziamento a lungo termine di perforant pathway-giro dentato synapse in liberamente comportarsi mice

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studi di potenziamento a lungo termine dell&#39;efficacia sinaptica, un fenomeno sinaptica attività-dipendente avente proprietà che lo rendono interessante come potenziale meccanismo cellulare sottostante apprendimento e di memorizzazione, sono da tempo utilizzati per chiarire la fisiologia dei vari circuiti neuronali nell&#39;ippocampo, amigdala , e altre strutture limbiche e corticali. Con questo in mente, modelli transgenici murini di malattie neurologiche rappresentano piattaforme utili per condurre potenziamento a lungo termine (LTP) studi per sviluppare una maggiore comprensione del ruolo dei geni nella comunicazione sinaptica normale e anormale nelle reti neuronali coinvolti nell&#39;apprendimento, emozioni e informazioni trasformazione. Questo articolo descrive metodologie di affidabilità indurre LTP nel topo liberamente comportarsi. Queste metodologie possono essere utilizzate in studi di transgenici e knockout banche comportarsi modelli murini di malattie neurodegenerative.

La tabella 1 mostra le coordinate per la DG e mpp fini del presente protocollo figura 1A mostra i contrassegni per le strutture di destinazione sul cranio.. Mostrato anche sono la posizione degli elettrodi di terra e di riferimento Figura 1B illustra rappresentante risposta evocata traccia sia pre- e posttetanization nello stesso animale. Si noti che il posttetanization risposta evocata è maggiore della risposta pretetanization che è indicativo di LTP induzione 2.<...

Transgenici e knockout modelli murini di malattie neurologiche sono utili per studiare il ruolo dei geni in neurofisiologia normale e anormale. Questo articolo descrive metodologie che possono essere utilizzati per studiare potenziamento a lungo termine, un meccanismo cellulare che può essere alla base dell&#39;apprendimento e della memoria, in transgenici e knockout banche comportarsi modelli murini di neuropatologia.

Potenziamento a lungo termine di perforant Pathway-giro dentato Synapse in Liberamente Comportarsi Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

L'obiettivo generale di questa procedura è dimostrare la registrazione della PTL in un modello di topo libero di comportarsi. Ciò viene ottenuto innanzitutto impiantando chirurgicamente microelettrodi nel percorso perforante e nel giro dentato. Il secondo passaggio consiste nel registrare le risposte evocate di base nel giro dentato in risposta a una stimolazione con impulsi singoli del percorso perforante.Successivamente, la PPL viene indotta mediante un protocollo di stimolazione specifico. L'ultimo passaggio consiste nel registrare le risposte postsinaptiche e nel confrontarle con i valori di base. Alla fine, si osserva un aumento dell'ampiezza dello spike di popolazione.Le misure della risposta evocata vengono utilizzate per mostrare l'induzione successiva di LTP. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come la preparazione di fette in vitro, è che il modello di topo libero di muoversi fornisce la piattaforma fisiologicamente più rilevante per testare gli effetti di farmaci neurofarmacologici o di manipolazioni genetiche su modelli murini di malattie neurologiche umane. Iniziare questa procedura raschiando il pelo sulla sommità della testa del topo, dalla zona appena sopra gli occhi fino appena davanti alle orecchie, facendo attenzione a non rasare i baffi poiché fanno parte del sistema sensoriale barillico del topo.Successivamente, pulire l'area rasata prima con alcol isopropilico, poi con Betadine, quindi applicare una piccola quantità di olio minerale con bastoncini di cotone sugli occhi per evitarne l'essiccazione. Trasferire il topo nell'apparato stereotassico. Utilizzare cuffie auricolari per ratto neonato al posto delle normali barre auricolari per fissare la testa dell'animale, montando innanzitutto l'orecchio sinistro sulla cuffia auricolare sinistra.Quindi, con una mano sostenere la testa dell'animale e con l'altra far scivolare delicatamente l'orecchio destro nella cuffia destra. Successivamente, posizionare una piastra riscaldante sotto il corpo dell'animale e impostarla a 86 gradi Fahrenheit per mantenere la temperatura corporea. Verificare quindi la rigidità bilaterale tentando di muovere la testa lateralmente: l'animale è correttamente posizionato nel telaio stereotassico quando la testa è rigida e non può essere spostata lateralmente, ma può ruotare agevolmente verso l'alto e verso il basso.Successivamente appoggiare il muso del topo sull'asse del morsetto dentale e assicurarsi che gli incisivi siano posizionati delicatamente ma saldamente all'interno dell'apertura per i denti del morsetto. Utilizzando un bisturi sterile, praticare un'incisione mediana a partire dal punto centrale tra gli occhi fino al centro delle orecchie. Assicurarsi che il bisturi sia tenuto a un angolo di 45 gradi e che venga applicata una pressione sufficiente per tagliare la fascia sottostante, ma non il cranio, poiché ciò causerebbe un sanguinamento eccessivo.Quindi utilizzare bastoncini di cotone per separare la fascia e pinze emostatiche curve per esporre il cranio. I punti di repère cranici, bgma e lambda, devono essere chiaramente visibili. Assicurarsi che il cranio dell'animale sia in posizione orizzontale regolando la barra dentale in modo che bgma e lambda si trovino alla stessa posizione DV.Successivamente, pulire il cranio esposto con una piccola quantità di soluzione salina sterile e attendere due o tre minuti affinché il cranio si asciughi completamente all'aria prima di procedere. Dopodiché, montare un ago sul braccio stereotassico sinistro. Per misurare le posizioni DV di bgma e lambda.Assicurarsi che siano distanti tra loro non più di 0,1 millimetro. In caso contrario, regolare la barra nasale del telaio stereotassico verso l'alto o verso il basso per ottenere questo risultato. Quindi posizionare l'ago su B bgma e registrare le misurazioni AP L-A-T-N-D-V.Assicurarsi che l'ago tocchi appena il cranio senza penetrarlo. Utilizzare un atlante del cervello del mouse per determinare le coordinate delle strutture bersaglio rispetto a lambda e bgma. Nel nostro caso, si tratta del percorso mediale perent nel fascio angolare e del giro dentato dell'ippocampo.Quindi utilizzare una penna o una matita con punta fine per segnare questi punti sul cranio. Successivamente, segnare altri due punti sul lato controlaterale del cranio. Questi punti, che fungeranno da riferimento di massa, devono trovarsi a circa tre millimetri dalla linea mediana e posizionati longitudinalmente l'uno rispetto all'altro.Successivamente, rimuovere il marcatore a ago dal braccio stereotassico sinistro e sostituirlo con un trapano dentale elettrico dotato di montatura stereotassica. Posizionare il trapano su ciascun punto marcato ed eseguire piccole cavità di circa 0,5 millimetri di diametro. Durante la foratura, utilizzare un movimento ripetitivo verso l'alto e verso il basso, controllando frequentemente se il trapano ha perforato il cranio per esporre delicatamente ma con fermezza la superficie cerebrale; quindi, inserire con decisione un elettrodo a vite in ciascuno dei fori controlaterali in modo che tocchi appena la superficie corticale senza penetrarla.Questi due elettrodi a vite fungono da massa e riferimento. Successivamente, montare gli elettrodi di stimolazione e di registrazione nei supporti degli elettrodi sui bracci stereotassici sinistro e destro rispettivamente. In seguito, collegare i terminali dell'elettrodo di stimolazione a uno stimolatore elettrofisiologico con isolamento della corrente e il terminale dell'elettrodo di registrazione a un amplificatore differenziale elettrofisiologico, quindi a un oscilloscopio digitale per l'ispezione visiva delle risposte evocate.Successivamente, collegare i terminali dell'elettrodo di terra e di riferimento all'amplificatore differenziale e abbassare delicatamente e lentamente l'elettrodo stimolante lungo il percorso mediale perrano e l'elettrodo di registrazione nell'uncino dentato a incrementi di 0,5 millimetri; utilizzare l'oscilloscopio per monitorare la risposta evocata a uno stimolo singolo di tipo impulsivo. Ad ogni abbassamento incrementale degli elettrodi, continuare ad abbassarli finché non raggiungono le rispettive posizioni DV target e viene osservato un segnale tipico sull'oscilloscopio. Utilizzare il cemento acrilico dentale per realizzare un cappuccio che mantenga fissi i terminali degli elettrodi.Ogni cemento dentale che entra in contatto con la pelle deve essere rimosso immediatamente. Una volta che il cemento dentale è completamente polimerizzato, trasferire l'animale dal telaio stereotassico a una gabbia pulita per roditori e utilizzare una lampada riscaldante o un tappetino riscaldante per mantenere la temperatura corporea centrale. Monitorare l'animale ogni ora fino al ripristino della coscienza.Un'iniezione di fuxin può essere somministrata come analgesico dopo che all'animale è stato consentito di riprendersi dall'intervento chirurgico per cinque a sette giorni. Posizionarlo nell'ambiente di registrazione costituito da una gabbia di Faraday dotata di materiale fonoassorbente e un commutatore rotante a cinque canali che collega l'elettrodo all'apparato di stimolazione e registrazione. Consentire all'animale di ambientarsi per uno o due ore nell'ambiente di registrazione prima di collegare gli elettrodi agli strumenti di stimolazione e registrazione.Successivamente, impostare i controlli dello stimolatore per un'uscita di 400 microampere. Registrare l'ampiezza media di 10 risposte evocate, con un intervallo di almeno 10 secondi tra uno stimolo e l'altro, e ripetere questa procedura per 600, 800, 1000, 1200 e 1400 microampere. Quindi utilizzare il metodo illustrato in questa figura per quantificare l'ampiezza delle risposte evocate.Costruire una curva input-output riportando in grafico l'ampiezza media della risposta evocata in funzione dell'intensità dello stimolo. Successivamente, determinare l'intensità dello stimolo corrispondente al 50% dell'ampiezza massima misurata e utilizzare questa intensità per il resto dell'esperimento. Ora, ottenere una linea di base registrando l'ampiezza media di cinque risposte evocate ogni minuto per 15 minuti, con un intervallo di almeno 10 secondi tra uno stimolo e l'altro.Successivamente, somministrare la stimolazione Titanic al percorso mediale perirentinale. Nel frattempo, monitorare attentamente l'animale per segni di crisi epilettica, inclusi i tremori simili a quelli del "cane bagnato". Se l'animale ha una crisi, l'esperimento deve essere interrotto e tutti i dati provenienti da quell'animale devono essere esclusi dai risultati dello studio.Quindi continuare a registrare l'ampiezza media di cinque risposte evocate ogni minuto per 30 minuti. Dopo la post-izzazione, confrontare questa ampiezza con l'ampiezza di base ottenuta in precedenza calcolando la variazione percentuale rispetto al valore basale. Qui viene mostrata l'illustrazione schematica della posizione relativa degli elettrodi sul cranio del mouse, e queste sono le tracce tipiche delle risposte evocate sia prima che dopo la post-izzazione.Questa figura mostra l'induzione della PTL nella sinapsi del giro dentato del percorso periferico mediale di un topo liberamente comportante, una volta padroneggiata. Se eseguita correttamente, questa tecnica può essere completata in due ore. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di controllare frequentemente l'animale per assicurarsi che la profondità dell'anestesia sia mantenuta.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come eseguire un intervento stereotassico per impiantare cronicamente microelettrodi, che vengono successivamente utilizzati per registrare la potenziamento a lungo termine (LTP) in un topo liberamente mobile.

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Questo articolo descrive le procedure per la preparazione di fettine di ippocampo di ratti e topi transgenici per lo studio delle alterazioni sinaptiche associate con l'invecchiamento cerebrale e le malattie neurodegenerative legate all'età, come la malattia di Alzheimer.

Preparazione di acuta fettine di ippocampo di ratti e topi transgenici per lo studio delle alterazioni sinaptiche durante l&#39;invecchiamento e Amiloide Patologia

Fonte: Zhao, Z. et al. Un metodo invasivo per l'attivazione del giro dentato del topo mediante stimolazione ad alta frequenza. J. Vis. Exp. (2018)Questo video mostra il protocollo per fornire una stimolazione cerebrale profonda ad alta frequenza a un giro dentato dell'ippocampo di topo, descrivendo in dettaglio i suoi effetti sull'attivazione neuronale, sulla plasticità sinaptica e sulla neurogenesi.

Stimolazione ad alta frequenza per migliorare l'attivazione neuronale e la neurogenesi nel giro dentato di topo

Questo articolo presenta una metodologia completa per preparare e...

Miglioramento della preparazione e la conservazione di fette mouse ippocampo per una registrazione molto stabile e riproducibile di potenziamento a lungo termine

La tecnica del patch clamp fetta è un metodo efficace per analizzare i cambiamenti indotti dall'apprendimento nella proprietà intrinseche e plasticità delle sinapsi eccitatorie o inibitorie.

Sezione tecnica del Patch Clamp per l'analisi di plasticità indotta su apprendimento

Questo protocollo viene illustrato come impostare un metodo affidabile di HFS in topi. Neuroni nel giro dentato dell'ippocampo sono stimolati elettricamente da HFS direttamente e indirettamente in vivo. Attività neuronale e induzione di segnali molecolari sono esaminate dal c-fos e macchiatura immunofluorescente Notch1, rispettivamente; neurogenesi è quantificata mediante analisi di etichettatura della bromodeossiuridina.

Un metodo invasivo per l'attivazione della circonvoluzione dentata del Mouse dalla stimolazione ad alta frequenza

Questo metodo descrive una preparazione cronica che consente l'accesso ottico all'ippocampo di topi viventi. Questa preparazione può essere utilizzata per eseguire l'imaging ottico longitudinale della plasticità strutturale neuronale e della plasticità cellulare evocata dall'attività per un periodo di diverse settimane.

Imaging longitudinale a due fotoni dell'ippocampo dorsale CA1 in topi vivi

Abbiamo usato elettrodi di registrazione e stimolazione in fette di cervello ippocampali longitudinali e elettrodi di registrazione e stimolazione longitudinalmente posizionati nell'ippocampo dorsale in vivo per evocare potenziali post-ynaptici extracellulari e dimostrare plasticità sinaptica a lungo termine lungo l'interlamellar longitudinale CA1.

Studiare la plasticità sinaptica a lungo termine nell'Ippocampo Interlamellar CA1 di Electrophysiological Field Recording

Questo articolo ha lo scopo di descrivere un protocollo sistematico per ottenere fette orizzontali del cervello ippocampale nei topi. L'obiettivo di questa metodologia è preservare l'integrità delle vie della fibra ippocampale, come il percorso perforante e il tratto di fibra muschiata per valutare i processi neurologici correlati al giro dentato.

Fette ippocampali orizzontali del cervello del topo

Qui, descriviamo un protocollo per indurre la plasticità a lungo termine dell'eccitabilità intrinseca neuronale nei neuroni relè dal nucleo genicolato laterale dorsale mantenuto in fette di cervello ex vivo.

Induzione della plasticità a lungo termine dell'eccitabilità neuronale intrinseca nei neuroni del nucleo genicolato laterale dorsale

Attività locomotoria (LMA) è una misura semplice e di facile esecuzione di comportamento nei topi. Accoppiamento di software di video tracking (VTS) e LMA permette il miglioramento della specificità e sensibilità, soprattutto se confrontato con il manuale, linea metodo di attraversamento LMA analisi. Inoltre VTS permette il monitoraggio a lungo termine di topo LMA.

Mouse a breve e lungo termine di attività locomotoria analizzati da Tracking Software Video

Impara a registrare la potenziazione a lungo termine (LTP) nella via perforante e nel giro dentato di topi in libera attività. Questo metodo neurofisiologico consente di studiare i meccanismi della memoria e dell'apprendimento in modelli animali comportamentali.

Potenziamento a lungo termine di perforant Pathway-giro dentato Synapse in Liberamente Comportarsi Mice

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