Name: Iniezione intraduttale per Localizzato Drug Delivery per il mouse ghiandola mammaria (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-04T23:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 39 s
Description: Scopri la consegna intraduttale di reagenti acquosi nella ghiandola mammaria del topo. Questo metodo non invasivo consente di studiare il contributo genico nella tumorigenesi mammaria con precisione.

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Gli autori desiderano ringraziare Michael Goldberg per la preparazione della soluzione siRNA stabilizzato e Heather Tobin per la sua assistenza con gli animali. Questo studio è stato finanziato dal Dipartimento della Difesa Innovator Award W81XWH-08-1-0659 al DEI. La formazione post-dottorato di SK è stato sostenuto dalla Fondazione Susan G Komen (KG101329). Gli autori desiderano ringraziare Kristin Johnson per la preparazione dello schema.

1. Preparazione della soluzione per l&#39;iniezione <ol><li> Preparare 0,2% Evans blu colorante in tampone fosfato salino (PBS) o altra soluzione acquosa di interesse. Questo colorante vitale è utile per valutare il successo delle iniezioni intraduttali ed è consigliato come un aiuto di visualizzazione durante lo sviluppo di competenze nella tecnica. </li></ol> Il volume richiesto dipenderà dal numero e la posizione delle ghiandole da iniettare. Tutti 10 ghiandole mammarie di topi femmina possono essere iniettati ma a causa delle dimensioni della ghiandola minore, coppie ghiandola 1 e 5 sono tipicamente iniettati con 10 ml di soluzione. Tutte le altre coppie mammarie sono iniettati con 20 microlitri. Questi volumi sono sufficienti a riempire l&#39;intero albero duttale. 2. Preparazione preoperatoria <ol><li> Registrare il peso corporeo di ciascun topo. Come per tutti gli studi preclinici, i pesi degli animali devono essere controllati regolarmente (due volte alla settimana o più) per valutare la potenziale tossicità. </li><li> Anestetizzare il mOuse utilizzando una camera di isoflurano e applicare lubrificante occhio. Durante la procedura di topi continueranno ad essere anestetizzato con inalatoria concentrazione 2-4% di isoflurano in ossigeno attraverso un cono di naso. Monitorare attentamente il mouse per i cambiamenti nella frequenza respiratoria, regolando il livello di isoflurano conseguenza. </li><li> Iniettare meloxicam (5-10 mg / kg) per via sottocutanea prima della procedura come analgesia. </li><li> Applicare una crema di rimozione over-the-counter capelli per la zona del capezzolo. Aspettare 5 minuti e rimuovere delicatamente i capelli sciolti con un applicatore di cotone punta con un movimento circolare. Togliere la crema usando tovaglioli di carta umidi bagnate con acqua tiepida. Rasatura non è raccomandato a causa del rischio di danneggiare i capezzoli. </li><li> Fissare il mouse sotto lo stereoscopio con nastro adesivo dolcemente verso le estremità. </li><li> Siti di iniezione puliti con tamponi imbevuti di alcool. </li></ol> 3. Iniezione intraduttale <ol><li> Individuare capezzoli adeguate per essere iniettato sotto lo stereoscopio. Utilizzare multa micro-dissezione tweeZers per rimuovere tutta la pelle morta che copre l&#39;apertura capezzolo. </li><li> Carico 10-20 ml di soluzione iniettabile in una siringa da 50 ml con un 33 G hub metallo ago apposto. A volte, dopo l&#39;iniezione, piccole quantità (1 ml o meno) possono fuoriuscire dal capezzolo su estraendo l&#39;ago. Pertanto, si raccomanda di iniettare 11 o 21 ml rispettivamente per tenere conto della perdita potenziale. </li><li> Tenere il capezzolo delicatamente con le belle pinzette e sollevarlo leggermente per posizionarla per l&#39;iniezione. Non è necessario tagliare il capezzolo. </li><li> Iniettare la soluzione lentamente per ridurre al minimo i danni potenziali causati da rapido movimento fluido all&#39;interno dei lumi duttali. La velocità di iniezione deve essere mantenuta a circa 40 microlitri / min. </li></ol> 4. Cura postoperatoria <ol><li> Osservare il sito di iniezione. Non ci dovrebbero essere segni di trauma alla regione capezzolo o tessuto circostante. Gonfiore nella zona che circonda il capezzolo probabilmente indica un mammaria cuscinetto adiposo piuttosto c iniezioner che un&#39;iniezione intraduttale successo. </li><li> Rimuovere l&#39;animale dal cono e trasferirsi in una gabbia separata per il recupero. Posizionare la gabbia sotto una lampada di calore per prevenire l&#39;ipotermia e assistere nel recupero. I topi sono alloggiati singolarmente e saranno monitorati attentamente fino a che riprendano conoscenza e la mobilità. </li></ol> 5. Analisi della ghiandola mammaria Tissue <ol><li> Al termine dello studio, i topi sono sacrificati mediante dislocazione cervicale seguente CO 2 gas compresso in una camera di isolamento. Ghiandole mammarie vengono asportati e possono essere utilizzati per tutta la preparazione mount 11, istologia, o RNA e isolamento delle proteine. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno informazioni finanziarie.

Transgenici e topi knockout sono strumenti preziosi per studiare il ruolo in vivo dei singoli geni nel cancro al seno. Tuttavia, è costoso e di generare questi animali richiede tempo e knockdown gene è solitamente onnipresente che a volte ci impedisce di riconoscere gli effetti specifici di tale gene sulla ghiandola mammaria. Pertanto, un atterramento mirata allevierebbe questioni di non-specifici effetti collaterali e tossicità in altri organi. L&#39;iniezione intraduttale di siRNA qui presentata consente knockdown gene localizzato nella ghiandola mammaria mouse. Si tratta di un metodo rapido per una somministrazione di farmaci mirati e localizzato alla ghiandola mammaria non limitato alla consegna siRNA. Tale somministrazione di farmaci specifici ghiandola mammaria evita aspecifiche effetti collaterali e la tossicità verso altri organi e consente lo studio di alterazioni geniche in punti temporali specifici durante lo sviluppo della ghiandola mammaria e formazione del tumore al seno. Non c&#39;è evidenza di SiParticelle di RNA in ghiandole non iniettati, fegato o di altri organi che forniscono ulteriore prova che questo metodo presenta un modo preferito per knockdown gene localizzato nella ghiandola mammaria. Inoltre, le iniezioni possono essere ripetute intraduttale settimanale o bisettimanale diversi mesi per permettere il monitoraggio a lungo termine degli agenti terapeutici. Questa tecnica apre la possibilità per saggiare la consegna intraduttale di vari reagenti ai dotti mammari del mouse. Advances in erogazione localizzata in modelli murini ben caratterizzati dovrebbero accelerare l&#39;applicazione di non invasiva, mirate strategie terapeutiche nell&#39;uomo.

La ghiandola mammaria mouse è composto da un albero duttale-alveolare complesso che converge in un condotto centrale al capezzolo. Nei topi che nell&#39;uomo, la maggior parte dei tumori al seno hanno origine nelle cellule epiteliali che rivestono i dotti galattofori. Trattamenti attualmente disponibili comprendono la chemioterapia endovenosa, radioterapia e chirurgia. Intraduttali trattamenti localizzati sono state esplorate 1-3 e offrono vantaggi significativi in termini di tossicità ed effetti collaterali ridotti. Tuttavia, molte sfide restano prima che queste possano essere applicate più ampiamente. La possibilità di eseguire procedure comparabili nella ghiandola mammaria topo facilita la caratterizzazione degli interventi intraduttale. Presentiamo qui un metodo non invasivo per la fornitura di reagenti direttamente nel condotto mammaria mouse. Consegna intraduttale di agenti chemioterapici in entrambe le pazienti con carcinoma mammario e modelli di topo è stato precedentemente dimostrato di essere altamente efficace senza evidenza ditossicità sistemica o istopatologico cambiamenti a lungo termine 3-6. Inoltre, l&#39;iniezione di cellule tumorali e consegna vettore lentivirale di oncogeni hanno dimostrato in precedenza di essere realizzabile tramite iniezione intraduttale 7-10. Oltre alla somministrazione di farmaci, questa procedura è utile per silenziamento locale di geni della ghiandola mammaria mediante iniezione intraduttale di siRNA. L&#39;iniezione di piccoli volumi di soluzione siRNA è efficace senza alterare l&#39;anatomia e la fisiologia della ghiandola mammaria. Nel nostro laboratorio abbiamo recentemente dimostrato con successo il silenziamento di geni mediatore chiave in topi transgenici che sviluppano spontaneamente tumori mammari con conseguente prevenzione della progressione tumorale (Brock et al., Inedito). Siamo stati in grado di ripetere le iniezioni bisettimanali negli stessi capezzoli fino a 7 volte a intervalli di 2 settimane, senza danni ai tessuti visibili o tossicità. Iniezioni intraduttali possono essere a tempo in un topo adulto per affrontare develeventi opmentally specifici rilevanti per lo sviluppo della ghiandola mammaria durante la gravidanza, l&#39;allattamento, e involuzione o di indirizzare fasi successive durante lo sviluppo e progressione tumorale. Femmine vergini giovani come 8 settimane di età sono state iniettate in modo non invasivo nel nostro laboratorio.

<table><tbody><tr><td>isoflurano</td><td></td><td></td><td>2-4%</td></tr><tr><td>meloxicam</td><td></td><td></td><td>5-10 mg/ml</td></tr><tr><td>colorante blu Evans</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129-10G</td><td>0,2% in PBS</td></tr><tr><td>crema depilatoria</td><td>Veet</td><td></td><td>Scegli l'opzione sensibile</td></tr><tr><td>stereoscopio</td><td>Zeiss</td><td>Stemi DV4</td><td></td></tr><tr><td>pinzetta per micro-dissezione</td><td>Roboz</td><td>rs-4976</td><td>Con una punta da 0,10 x 0,06 mm in siringa Dumostar</td></tr><tr><td>Hamilton</td><td>Hamilton</td><td>7637-01</td><td></td></tr><tr><td>Ago calibro 33</td><td>Hamilton</td><td>7803-05</td><td>stile a 4 punte, smusso di 12 gradi (standard)</td></tr><tr><td>siGLO ciclofilina B controllo siRNA</td><td>Dharmacon</td><td>D-001610-01-05</td><td></td></tr></tbody></table>

iniezione intraduttale per localizzato drug delivery per il mouse ghiandola mammaria

Intraductal Injection for Localized Drug Delivery to the Mouse Mammary Gland

Qui descriviamo un protocollo per consegnare vari reagenti al mouse ghiandola mammaria tramite iniezioni intraduttali. Consegna della droga localizzata e knock-down di geni all&#39;interno dell&#39;epitelio mammario è stato difficile da raggiungere a causa della mancanza di adeguati molecole di targeting che sono indipendenti di stadi di sviluppo come la gravidanza e l&#39;allattamento. Qui, descriviamo una tecnica per la consegna localizzata dei reagenti alla ghiandola mammaria in qualsiasi fase adulta mediante iniezione intraduttale nei capezzoli di topi. Le iniezioni possono essere eseguite su topi vivi, sotto anestesia, e consentono una consegna non invasiva e localizzata farmaco alla ghiandola mammaria. Inoltre, le iniezioni possono essere ripetute per diversi mesi senza danneggiare il capezzolo. Coloranti vitali come il Blu di Evans sono molto utili per imparare la tecnica. Una volta iniettato intraduttale del colorante blu, l&#39;intero albero duttale diventa visibile all&#39;occhio. Inoltre, reagenti fluorescente consentono anchevisualizzazione e distribuzione all&#39;interno della ghiandola mammaria. Questa tecnica è adattabile per una varietà di composti compresi siRNA, agenti chemioterapici, e piccole molecole.

I capezzoli possono essere facilmente localizzati utilizzando uno stereomicroscopio, una volta di capelli è stato rimosso nella zona circostante (Figura 1A). Per padroneggiare la tecnica di iniezione, si raccomanda di iniettare Evans colorante blu e monitorare l'integrità della ghiandola (Figure 1B e C). Questo approccio permette anche per la determinazione dei volumi appropriati da iniettare in ogni ghiandola come si può valutare visivamente se il colorante raggiunge l'intero sistema duttale (Figure 1C e 2A). Un'immagine del Evans blu immagine iniettato può quindi essere confrontato a tutto montato ghiandola mammaria, in cui l'intero albero duttale è macchiato con Carmine allume colorante (Figura 2B). Si noti che la robustezza di questo metodo di iniezione è altamente dipendente dall'operatore. Ad esempio, perforando il condotto si tradurrà in una iniezione mammaria cuscinetto adiposo ed iniettare la soluzione troppo veloce potrebbe danneggiare il cel epiteliale duttaleLS e provocare una risposta infiammatoria. Iniezione intraduttale successo consente la somministrazione di farmaci localizzato alla ghiandola mammaria e riduce non specifici effetti collaterali spesso osservati diversamente. Un'immagine esempio di una ghiandola iniettato con fluorescente etichettato siRNA rivolti cyclophilin (un gene non essenziale) è mostrato in Figura 3. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50692/50692fig1.jpg"> Figura 1. Una ghiandola mammaria inguinale iniettato attraverso il capezzolo con Evans colorante blu. A) Aspetto del capezzolo prima dell'iniezione e B) dopo l'iniezione con 20 microlitri Evans colorante blu. Nessun gonfiore o danni ai tessuti si osserva. C) All'apertura della pelle, il colorante permette la visualizzazione dell'intero albero duttale mammario. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50692/50692fig2.jpg"> Figura 2. Whole-mount analisi di Evans blue-inghiandola proiettata. A) l'immagine rappresentativa di una ghiandola sezionato asportato dall'animale e si sviluppa su un vetrino immediatamente dopo l'iniezione. B) Tutta la montatura colorazione della stessa ghiandola con il carminio colorante dopo che il grasso era stato cancellato. Confronto con A) conferma che la soluzione iniettata riempie l'albero duttale e la ghiandola mammaria è anatomicamente intatto. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50692/50692fig3.jpg"> Figura 3. Consegna intraduttale di siRNA fluorescenti. Immagine rappresentativa del campione di tessuto fresco, asportato 48 ore dopo l'iniezione.

Un protocollo per la consegna intraduttale non invasiva di reagenti acquosi alla ghiandola mammaria topo è descritto. Il metodo si avvale di iniezione localizzato nei capezzoli delle ghiandole mammarie destinati dotti mammari in particolare. Questa tecnica è adattabile per una varietà di composti compresi siRNA, agenti chemioterapici e piccole molecole.

Iniezione intraduttale per Localizzato Drug Delivery per il mouse ghiandola mammaria

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di fornire in modo non invasivo reagenti acquosi alla ghiandola mammaria del topo. Introduttivo. Ciò si ottiene anestetizzando prima il topo e rimuovendo i peli che circondano i capezzoli. Il secondo passo consiste nel rimuovere la pelle morta che copre la punta dei capezzoli utilizzando micro pinzette.Successivamente, una soluzione acquosa viene iniettata nel capezzolo utilizzando un ago calibro 33. Il passo finale è quello di assicurarsi che l'iniezione abbia avuto successo osservando il sito di iniezione per un potenziale gonfiore, il che suggerirebbe un'iniezione di cuscinetto adiposo mammario invece di un'iniezione nella ghiandola mammaria. In definitiva, il successo della procedura può essere determinato dalla visualizzazione dell'albero duttile dopo l'iniezione di blu di Evans.Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo del cancro al seno, come il contributo di geni specifici durante le varie fasi della tumorgenesi della memoria. Per iniziare, preparare 160 microlitri di colorante blu Evans allo 0,2% in soluzione salina sterile tamponata con fosfato per ogni topo da iniettare prima dell'iniezione. Pesa ogni topo e registra il suo peso corporeo.Quindi anestetizzare il topo uno alla volta, utilizzando una camera di fluoro isof e applicare un lubrificante per gli occhi. Una volta sedato, posizionare un naso isof al fluoro e iniettare meloxicam a una velocità compresa tra cinque e 10 milligrammi per chilogrammo per via sottocutanea prima della procedura Come analgesico durante la procedura, monitorare continuamente il topo per i cambiamenti nella frequenza respiratoria e regolare di conseguenza il livello di isof fluoro, soprattutto se la frequenza respiratoria del topo indica che il livello di anestesia deve essere ridotto. Successivamente, preparare l'area del capezzolo per l'iniezione applicando una crema depilatoria da banco.Attendere cinque minuti e poi rimuovere delicatamente i peli sciolti con l'applicatore a punta di cotone. Con un movimento circolare, rimuovere eventuali residui di crema utilizzando carta assorbente umida e condita con acqua tiepida. Quindi fissare il mouse sotto lo stereoscopio fissando delicatamente le estremità e pulire i siti di iniezione con tamponi imbevuti di alcol.Per iniziare, individuare i capezzoli da iniettare sotto lo stereoscopio. Quindi utilizzare una pinzetta da micro dissezione fine per rimuovere la pelle morta che copre l'apertura del capezzolo. Non è necessario tagliare il capezzolo per l'iniezione.Successivamente, caricare 11 microlitri di soluzione iniettabile in una siringa da 50 microlitri dotata di un ago con mozzo metallico calibro 33 fissato su di essa. Un microlitro di liquido per l'iniezione spesso fuoriesce dopo l'iniezione, con conseguente obiettivo finale di 10 microlitri di soluzioni iniettate con successo. Tenere delicatamente il capezzolo con le pinzette sottili e sollevarlo leggermente per posizionarlo per l'iniezione.Quindi iniettare 11 microlitri in ciascuna ghiandola nella prima e nell'ultima coppia di ghiandole mammarie poiché richiedono un volume inferiore rispetto alle coppie centrali per riempire completamente l'albero duttile della ghiandola. Quindi, iniettare 21 microlitri in ciascuna ghiandola dal secondo al quarto paio di ghiandole mammarie. La velocità di iniezione deve essere mantenuta a circa 40 microlitri al minuto al fine di ridurre al minimo eventuali danni potenziali causati dal rapido movimento del fluido all'interno dei lumi duttali.Dopo l'iniezione. Osservare il sito di iniezione. Non dovrebbero esserci segni di trauma nella regione del capezzolo o nel tessuto circostante.Gonfiore nell'area circostante il capezzolo. Probabilmente indica un'iniezione di cuscinetto adiposo mammario piuttosto che un'iniezione duttale di successo. Quindi rimuovere l'animale dal cono del naso e spostarlo in una gabbia separata per il recupero.Posiziona la gabbia sotto una lampada termica per prevenire l'ipotermia e favorire il recupero. Alloggia l'animale da solo e monitoralo attentamente fino a quando non riprende conoscenza e mobilità. Al termine dello studio, sopprimere i topi mediante lussazione cervicale a seguito di gas compresso CO2 in una camera isolata.Quindi asportare le ghiandole mammarie e continuare con la corretta manipolazione del campione per l'analisi di interesse. Qui è mostrata la ghiandola mammaria di un topo prima e dopo essere stata iniettata attraverso il capezzolo con il colorante blu di Evan. La regione del capezzolo non mostra gonfiore o danni ai tessuti, che sarebbero causati dall'iniezione del colorante nel cuscinetto adiposo che circonda i condotti.Il colorante blu diffuso visto nell'immagine a destra è un buon indicatore di una corretta iniezione. Questo può essere convalidato osservando l'intera ghiandola o una sezione trasversale dopo l'escissione della ghiandola. Nell'analisi dell'intera montatura mostrata qui, la ghiandola iniettata in blu di Evans mostra l'intera ghiandola piena di colorante senza danneggiare le strutture native dell'anatra.Ciò è confermato da Carmen Dye, che mette in risalto anche le strutture duttili. È anche possibile utilizzare questo metodo per la somministrazione di molecole terapeutiche come l'irna alle cellule duttali. Nell'immagine mostrata qui, è stato iniettato un irna marcato in fluorescenza che ha come bersaglio la fillina falciforme, un gene non essenziale e poi il tessuto è stato ripreso 48 ore dopo per mostrare la localizzazione delle molecole.Seguendo questa procedura. Altri metodi, come il knockdown di SRNA, possono essere eseguiti per rispondere a ulteriori domande relative al ruolo di un particolare gene nello sviluppo della memoria o nella tumorgenesi.

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Qui descritto è una tecnica in cui viene iniettato lipopolisaccaride nella ghiandola mammaria topo lattazione tramite il beccuccio per simulare mastite, una condizione comunemente causata da infezione batterica. Risultati lipopolisaccaride iniezione in una maggiore fattore nucleare kappa B (NF-kB) di segnalazione, visualizzato attraverso l'imaging bioluminescente di NF-kB topo reporter della luciferasi.

Iniezione intraduttale di LPS come un modello murino di mastite: Segnalazione Visualizzato tramite un NF-kB Reporter transgenico

In questo articolo discutiamo su come stabilire un modello di cancro al seno nei topi femmina iniettando cellule di cancro al seno nel cuscinetto adiposo mammario. Il protocollo di esempio illustra l'iniezione ortotopica.

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Questo video descrive una tecnica di iniezione intraduttale in cui forniamo una miscela per iniezione nei dotti delle ghiandole mammarie di topo.

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In questo video descriviamo una tecnica di somministrazione di una soluzione di interesse nel dotto mammario di un coniglio e confermiamo la somministrazione mediante imaging ecografico ad alta risoluzione di agenti di contrasto.

Iniezione intraduttale di coniglio: somministrazione localizzata di soluzione di interesse nella ghiandola mammaria del coniglio

Attivazione di mutazioni latenti con adenovirus-Cre nei risultati mammarie sistema duttale in un carcinoma mammario metastatico clinicamente rilevante. Incorporazione di un promotore YFP consente di tenere traccia di cellule tumorali metastatiche distali. Questo modello è utile per studiare metastasi latente, immunità anti-tumorale, e per la progettazione di nuove immunoterapie per trattare il cancro al seno.

Avvio del carcinoma metastatico della mammella dalla Targeting del duttale con Adenovirus-Cre: A Novel modello di topo transgenico di cancro al seno

Qui, descriviamo una tecnica per la somministrazione localizzata di reagenti alla ghiandola mammaria del coniglio tramite un'iniezione intraduttale. Inoltre, descriviamo un protocollo per la visualizzazione e la conferma della somministrazione mediante imaging ecografico ad alta risoluzione degli agenti di contrasto.

Consegna intraduttale al Coniglio ghiandola mammaria

L'obiettivo di questo protocollo è descrivere un nuovo approccio di modellazione del cancro al seno basato sull'iniezione intraduttiva di adenovirus che esprime Cre nelle ghiandole mammarie dei topi. Questo approccio consente la manipolazione sia di tipo cellulare che di un organo degli eventi oncogeni in modo controllato temporaneamente.

Modellare il cancro al seno tramite un'iniezione intraduttiva di adenovirus che esprime la creminazione nella ghiandola mammaria del topo

Viene descritto un metodo di iniezione intraduttale di reagenti per una soluzione ablativa a base di etanolo all'albero duttale mammario di topo per l'imaging in vivo e la prevenzione del cancro al seno. L'iniezione direttamente nell'apertura del capezzolo consente di colpire le cellule epiteliali mammarie con un danno tissutale collaterale minimo.

Somministrazione intraduttale e visualizzazione a raggi X della soluzione ablativa a base di etanolo per la prevenzione e il trattamento locale del cancro al seno in modelli murini

Viene descritta una procedura per la consegna di una soluzione ablativa chimica all'albero duttale mammario del ratto per il trattamento preventivo guidato da immagini del cancro al seno. Le cellule epiteliali mammarie possono essere mirate con danni tissutali collaterali minimi attraverso l'incannulamento direttamente nell'apertura del capezzolo e l'infusione intraduttale di una soluzione ablativa a base di etanolo al 70%.

Visualizzazione a raggi X del trattamento ablativo intraduttale a base di etanolo per la prevenzione del cancro al seno in modelli di ratto

Il presente protocollo descrive l'iniezione intraduttale di vettori virali attraverso la tettarella per fornire geni di interesse nelle cellule epiteliali mammarie.

In vivo Consegna genica nelle cellule epiteliali mammarie di topo attraverso l'iniezione intraduttale mammaria

Questo protocollo descrive un approccio scalabile di screening intraductale CRISPR che consente studi paralleli in vivo di knockout e attivazione genica nella ghiandola mammaria del topo.

Screening parallelo in vivo del knockout e attivazione genica nella ghiandola mammaria del topo

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