Name: Tecnica per lo Studio artropodi e comunità microbiche allinterno Albero tessuti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 30 s
Description: Impara a costruire un sandwich di floema per studiare artropodi e microrganismi nei tessuti dell'albero. Questa tecnica versatile permette di osservare comportamenti come tunneling e riproduzione in laboratorio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ringraziamo Eli Jensen, Stefano Padilla e Kasey Yturralde per l'assistenza, e Karen London e i revisori anonimi del manoscritto. Ringraziamo Jake Baker e Karla Torres per le riprese video. Il finanziamento è stato fornito a R.W.H dalla NAU School of Forestry e dal NAU Technology and Research Initiative Fund (TRIF).

1. Floema Selezione e Cancellazione dal albero <ol><li> Selezionare un albero con caratteristiche particolari. Raccogliere floema da pini (vale a dire, gli alberi del genere Pinus) in quanto hanno un livello caratteristico floema che ha uno spessore di qualche millimetro. 18,27 Una volta che un albero si trova che ha pochi rami più bassi, verificare l&#39;assenza di eventuali altri difetti come gli attacchi di insetti e / o agenti patogeni. In alternativa, utilizzare floema da altri alberi di conifere come abeti panini floema. 9 Altri alberi specie possono essere adatti per la rimozione floema come legni duri. NOTA: Conifere con grandi corone in genere hanno il tessuto floema più spessa. Per massimizzare la quantità di floema, è meglio tagliare alberi che hanno pochi difetti e rami sul tronco (tronco). Specie di pino che sono il lavoro di auto-potatura migliore. Floema è in genere più spesso durante la stagione di crescita ed è spesso più in alto il tronco che in prossimità del suolo. Floema è a volte difficile da Remove dagli alberi durante l&#39;autunno o inverno. </li><li> Tagliare un albero verso il basso o utilizzare i registri di recente tagliati a ottenere tessuto floema. Scegliere una direzione che cade che ridurrà al minimo i danni per l&#39;albero e alberi vicini. Rami tagliati fuori dal tronco per consentire un più facile accesso ai materiali di corteccia durante la rimozione floema. </li><li> Una volta che un albero viene tagliato (abbattuti, caduto a terra) iniziano raschiando la corteccia del tronco con una lama affilata pareggio (Fig 1A.). Raschiare una zona della corteccia fino a raggiungere lo strato floema. NOTA: Lo strato floema è in genere di colore più chiaro (ad esempio, color crema) e umido, mentre la corteccia esterna è più secco e di colore più scuro (Fig 1B.). Fare attenzione a non raschiare il floema. L&#39;area di corteccia raschiata dipende dalla dimensione del pezzo floema (s). </li><li> Dopo la corteccia viene rimossa, tagliare un contorno del pezzo floema con un coltello affilato. Assicurarsi che la lama taglia fino al xilema (Fig. 2A). </li><li> Per rimuovere il floema, partono da un angolo del pezzo floema con le dita per rimuovere con cautela indietro il floema. Utilizzare un coltello per aiutare a raschiare il floema fuori dal xilema. Continuare a tirare il floema spento fino l&#39;intero pezzo viene rimosso. NOTA: Floema bucce in genere fuori della struttura più semplice in estate. Per floema che è estremamente difficile da rimuovere, uno strumento a forma di spatola può aiutare nello sforzo. </li><li> Posizionare immediatamente il pezzo floema in un sacchetto sterile. Per ottenere i migliori risultati, vuoto sigillare il sacchetto (Fig. 2B) o, se si usa sacchetti ziploc, rimuovere tutta l&#39;aria dal sacchetto. Questo aumenta la longevità del floema. Facoltativamente, inserire più pezzi di floema in un sacchetto. Conservare floema in sacchetti ermetici leggermente sopra zero (tra 1 e 10C) per mantenere la freschezza. </li></ol> 2. Creazione del Sandwich floema <ol><li> Tagliate due pezzi uguali di acrilico trasparente, in policarbonato, o un disco, materiale trasparente simile (ad esempio, vetro) un po &#39;di grandi dimensionir rispetto al pezzo di floema (Fig. 2C). Attorno ai bordi del acrilica per evitare angoli strappi la guarnizione Parafilm. Questo protocollo utilizza un 1/8 in. Di spessore acrilico trasparente. NOTA: La dimensione dei pezzi tagliati dipende dalle esigenze dell&#39;organismo soggetto e la durata dello studio. Per esempio, una coppia di scolitidi utilizza 4 dm 2 del floema un periodo mese, ma solo bisogno di 1 dm 2 se lo studio ha luogo entro alcuni giorni. </li><li> Realizzare un foro in uno dei pezzi acrilici per consentire l&#39;ingresso di organismo studio (s). La dimensione e il numero dei fori dipende obiettivi (Fig. 2D). </li><li> Prima di mettere il floema tra i pezzi in acrilico, sterilizzare la superficie acrilica (con&gt; 70% di etanolo) o, se si utilizza nuovo acrilico, rimuovere la pellicola protettiva. </li><li> Posizionare il nuovo pezzo di floema tra i pezzi in acrilico sterili. Orient pezzo acrilico con il foro (s) sul lato interno o esterno del floema, whicheveOccorre r. Tipicamente, rivolto verso il lato esterno del floema (lato che aveva corteccia su di esso) verso i fori di ingresso. </li></ol> 3. tenuta Sandwich floema <ol><li> Per creare un sigillo temporaneo intorno panino floema, utilizzare 2. Parafilm strisce larghe tirato attorno ai bordi del sandwich floema (Fig. 2C). In alternativa, utilizzare un involucro di cloruro di polivinilidene per sigillare i bordi. 6 Avanti, posizionare un morsetto su ogni lato del sandwich renda al acrilica al floema. Assicurarsi che l&#39;intera superficie è un giro di vite per evitare che lo spazio d&#39;aria tra l&#39;acrilico e floema (Figura 2C). Se non è bloccato correttamente, i campioni possono muoversi in tra l&#39;acrilico e il floema. </li><li> Per creare una tenuta semipermanente aggiungere una gelatina epossidica o petrolio non incollaggio intorno floema. Assicurarsi che il materiale circonda completamente il floema. Successivamente, utilizzare morsetti o le viti con bulloni (potrebbe essere necessario praticare dei fori in anticipo) per contenere l&#39;acrilico stretto al floema.I panini rimangono solo valida per un massimo di uno o due mesi. </li><li> A seconda delle esigenze di ossigeno degli organismi di studio, aggiungere un filtro dell&#39;aria su uno o più lati del sandwich. Questo permetterà all&#39;aria di entrare nel panino floema, ma limita la perdita di acqua dal floema. Usiamo semplici filtri a carbone che riducono anche il rischio di contaminazione batterica e fungina. </li><li> Per i campioni di studio che richiedono l&#39;entrata e l&#39;uscita a volontà, sostituire uno dei pezzi in acrilico con legno o materiale simile che un insetto in grado di scavare. Ciò è particolarmente importante per l&#39;osservazione di tarli del legno, perché dopo il loro stato larvale si completa nello strato floema, che poi portavano nella xilema. </li><li> Per evitare che i soggetti di prova di uscire i fori di ingresso, posizionare piccole piastre di Petri (o altri oggetti, nastro) sui fori, fuga di blocco. Dal momento che gli organismi che si trovano in questi spazi sono abituare a bassi livelli di luce, può essere necessario posizionare i panini in una stanza buia o scatola, o luogo omateriale paque in alto per bloccare la luce. </li></ol> 4. di osservare i microrganismi presenti nel floema Sandwich <ol><li> Introdurre esemplari studio in ammissione foro del sandwich floema (Fig. 2D). Osservare i campioni utilizzando un microscopio dissezione sotto una luce rossa o luce bianca fissato a un livello basso (Fig. 2E). </li><li> Per registrare le attività o la crescita di esemplari all&#39;interno del panino floema collegare una fotocamera o una videocamera per il microscopio. Attaccare telecamere speciali all&#39;oculare del microscopio (Fig. 2E &amp; F). Per molto piccoli organismi come gli acari, nematodi, e pseudoscorpioni, utilizzare una telecamera ad alta definizione collegata al microscopio. </li><li> Per registrare suoni, inserire i microfoni nel foro di entrata del sandwich floema o attraverso il lato del sandwich floema. Poiché il foro di ingresso è piccolo, utilizzare un piccolo microfono, come un microfono a condensatore a elettrete. </li><li> Per registrare dal lato o la superficie diil panino floema utilizzare un elemento piezoelettrico (Fig. 3B). Per riprodurre il suono, utilizzare lo stesso elemento piezoelettrico o collegare un trasduttore tattile (Excitor) alla superficie della parte superiore o inferiore della acrilico. </li></ol>

<ol><li>Aukema, B. H., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+adult+and+larval+Platysoma+cylindrical.+%28Coleoptera%3A+Histeridae%29+and+larval+Medetera+bistriata.+%28Diptera%3A+Dolichopodidae%29+during+subcortical+predation+of+Ips+pini+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).</li>
<li>Bedard, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+number+of+larval+instars+and+the+appropriate+length+of+the+larval+stadia+of+Dendroctonus+pseudotsugae.+Hopk.%2C+with+a+method+for+their+determination+in+relation+to+other+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle.</a> J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).</li>
<li>Bridges, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrogen-fixing+bacteria+associated+with+bark+beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Microb+Ecol%22%5BJournal%5D)">Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles.</a> Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria+in+oral+secretions+of+an+endophytic+insect+inhibit+antagonistic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Entomol%22%5BJournal%5D)">Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi.</a> Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipartite+symbioses+among+fungi%2C+mites%2C+nematodes%2C+and+the+spruce+beetle%2C+Dendroctonus+rufipennis%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis.</a> Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).</li>
<li>Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+mate+choice+by+chemical+cues+leads+to+higher+reproductive+success+in+a+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behavior%22%5BJournal%5D)">Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle.</a> Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).</li>
<li>Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facultative+intra+guild+predation+by+larval+Cerambycidae+%28Coleoptera%29+on+bark+beetle+larvae+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).</li>
<li>Franklin, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+studying+the+insect+parasites+of+Dendroctonus+frontalis.+and+other+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).</li>
<li>Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+techniques+for+capturing+and+analyzing+semiochemicals+for+Scolytid+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+of+the+mite+Schizosthetus+lyriformis.+%28Acari%3A+Parasitidae%29+preying+on+bark+beetle+eggs+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Entomology.+News%22%5BJournal%5D)">Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae.</a> Entomology. News. 120, 397-400 (2009).</li>
<li>Hofstetter, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+11%3A+Mutualists+and+Phoronts+of+the+Southern+Pine+Beetle%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Dept.+of+Agriculture+Forest+Service%2C+Southern+Research+Station+General+Technical+Report+SRS-140%22%5BJournal%5D)">Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle.</a> United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+acoustic+technology+to+reduce+bark+beetle+reproduction%29%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag+Sci%22%5BJournal%5D)">Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction).</a> Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).</li>
<li>Hopping, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+rearing+Ips%5BTitle%5D)+AND+%22De+Geer+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Techniques for rearing Ips.</a> De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).</li>
<li>Hougardy, E., Gregoire, J. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleptoparasitism+increases+the+host+finding+ability+of+a+polyphagous+parasitoid+species%2C+Rhopalicus+tutela+%28Hymenoptera%3A+Pteromalidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Ecol+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae).</a> Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).</li>
<li>Kaston, B. J., Riggs, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+larvae+of+the+native+elm+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Studies on the larvae of the native elm bark beetle.</a> J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).</li>
<li>Kinn, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Dendrolaelaps+neodisetus.+%28Mesostigmata%3A+Digamasellidae%29%2C+a+nematophagous+mite+associated+with+pine+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).</li>
<li>Kinn, D. N., Miller, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+unit+for+observing+bark+beetles%2C+associated+predators%2C+and+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22USDA+FS+Res.+Notes+SO-269%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites.</a> USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).</li>
<li>Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLieutier%2C+F+%22Bark+and+wood+boring+insects+in+living+trees+in+Europe%2C+a+synthesis%22">Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis</a>. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).</li>
<li>Massey, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+nematode+parasites+and+associates+on+bark+beetles+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+Entomology+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States.</a> Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).</li>
<li>Moser, J. C., Roton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mites+associated+with+southern+pine+bark+beetles+in%5BTitle%5D)+AND+%22Allen+Parish%2C+Louisiana.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Mites associated with southern pine bark beetles in.</a> Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+enemies+of+scolytids+infesting+conifer+bark+in+Europe+in+relation+to+the+biological+control+of+Dendroctonus.+spp+in+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+News+Information%22%5BJournal%5D)">The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada.</a> Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).</li>
<li>Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medetera+aldrichii.+larval+feeding+behavior+and+prey+consumption+%5BDipt.%3A+Dolichopodidae%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Entomophaga%22%5BJournal%5D)">Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae].</a> Entomophaga. 20, 121-127 (1975).</li>
<li>Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+among+scolytid+bark+beetles%2C+their+associated+fungi%2C+and+live+host+conifers%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers.</a> Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).</li>
<li>Reeve, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predators+of+the+southern+pine+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Southern+Pine+Beetle+II%22%5BJournal%5D)">Predators of the southern pine beetle.</a> Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.</li>
<li>Reid, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behavior+of+the+mountain+pine+beetle%2C+Dendroctonus+monticolae.+Hopkins%2C+during+mating%2C+egg+laying+and+gallery+construction%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction.</a> Can Entomol. 90, 505-509 (1958).</li>
<li>Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+allowing+attack+and+colonization+by+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29+and+associates%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Entomol.+Soc.+Amer%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates.</a> J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).</li>
<li>Yu, C. C., Tsao, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gallery+construction+and+sexual+behavior+in+the+southern+pine+beetle%2C+Dendroctonus+frontalis.+Zimm.+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae).</a> Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).</li>
<li>Yturralde, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Acoustic+Ecology+of+Bark+Beetles+and+Bed+Bugs%5BTitle%5D)+AND+%22PhD.+Dissertation%22%5BJournal%5D)">The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs.</a> PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).</li>
<li>Wermelinger, B., Seifert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+temperature+dependent+development+of+the+spruce+bark+beetle+Ips+typographus+%28L.%29+%28Col.%2C+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae).</a> Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).</li>
<li>Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhitney%2C+HS+%22Bark+Beetles+in+North+American+Conifers%22">Bark Beetles in North American Conifers</a>. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).</li>
<li>Wood, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bark+and+ambrosia+beetles+of+North+and+Central+America+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%2C+a+taxonomic+monograph%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph.</a> , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarato

Il panino floema permette l&#39;introduzione e l&#39;osservazione degli artropodi, microbi, e altri piccoli organismi che popolano i tessuti floema. 1,7,8,9,17,18 Questa tecnica ha portato a nuove scoperte e una migliore comprensione dei comportamenti, vita tratti la storia, lo sviluppo, e le interazioni degli organismi all&#39;interno dell&#39;albero floema. 1,5,10 Il protocollo panino qui descritto è un ibrido di disegni del passato, e fornirà un panino economico che può essere facilmente costruito con attrezzatura minima e materiali. I pezzi di vetro, acrilico o policarbonato possono essere riutilizzati, e gli unici materiali di consumo sono il Parafilm e floema. Anche se tutte le fasi del protocollo sono importanti, alcuni passaggi devono essere seguiti rigorosamente al fine di garantire il più alto grado di successo. In primo luogo, un albero deve essere situato che ha una porzione di tronco gratuito, o relativamente libera, di rami. Gli alberi che hanno molti rami sono difficili da radere e volontà yield pochi pezzi floema vitali, come ogni ramo deve essere tagliato attorno durante la rimozione del floema. Quindi, è importante minimizzare l&#39;esposizione all&#39;aria del floema. Abbiamo posto rapidamente ogni pezzo floema in un sacchetto al momento della rimozione. Dopo 3-6 pezzi vengono rimossi, vengono trasferiti in un sacchetto sottovuoto; usiamo un inverter di potenza per eseguire il sigillante fuori una batteria del veicolo nel campo. Ultimo, sanificazione i pezzi in acrilico e la pulizia generale durante l&#39;esecuzione di questo protocollo consentirà di ridurre la crescita di funghi nel panino. Questo è particolarmente importante per le osservazioni estese. Come accennato in precedenza, vi sono limitazioni dell&#39;apparato panino floema. Poiché lo strato floema è sottile, solo piccole organismi che tipicamente rimangono nel floema possono essere introdotti nel panino. Insetti più grandi come tarli del legno (ad esempio, Buprestid, Cerambycidae specie) possono essere introdotti e osservati per le prime fasi del loro ciclo di vita. Questo lasso di tempo è di solito limitata a due atre settimane; dopo questo punto le larve richiede legno xilema annoiarvi in ​​per impupamento. Al contrario, per gli scolitidi, in particolare quelli nel genere Ips, un ciclo di vita completo può essere osservato, tra cui l&#39;accoppiamento, uova da cova, alimentazione, pupating, e eclosion in un coleottero adulto. A questo punto, la fattibilità del sandwich è di solito esaurito a causa di essiccazione e la crescita fungina. 28 Inoltre, questo apparecchio non consente insetti liberamente e naturalmente colonizzano o uscire il panino floema. 27 Il nostro protocollo è flessibile in termini di dimensioni, forma e tipo di floema utilizzato. Studi brevi richiedono meno materiale floema e dimensioni panino possono essere scalati di conseguenza. Molte specie di conifere sono stati utilizzati come donatori floema in un panino floema (ad esempio, ponderosa pino 12, Douglas-abete 2, abete rosso 29, loblolly pino 27, longleaf pino 27). Materiali a sandwich possono essere modificati; esampie, lastre di vetro possono essere utilizzati al posto di acrilico e resina epossidica o nastro invece di Parafilm. La parte più difficile di questo protocollo è il processo di rimozione floema. Gli alberi accanto all&#39;altro possono differire in quanto sia difficile il loro floema è quello di rimuovere. Quando un albero è difficile floema, la pazienza è fondamentale. In questi casi, eseguire accuratamente il coltello tra xilema duro e il floema spugnosa. Questo processo si sente letteralmente come la scuoiatura l&#39;albero. Dopo aver imparato la tecnica di base panino, modifiche al protocollo possono aiutare a bisogni specifici in forma. Ad esempio, affinando le tecniche necessarie per rimuovere floema, pezzi più grandi possono essere rimossi e utilizzati per creare panini grandi. Inoltre, le modifiche possono essere fatte per ospitare strumenti specifici, ad esempio, fori supplementari per monitorare le emissioni chimiche (Fig. 3A), o di registrazione o riproduzione di suoni (Fig. 3B). Le modifiche possono essere apportate per consentire la conservazione semipermanente del floema e l&#39;organoismi, o per le osservazioni temporanee di organismi che possono poi essere lasciato libero.

Floema e corteccia di conifere tessuti ospitano migliaia di organismi. Phloeophagy, l&#39;alimentazione sui tessuti floema della corteccia interna, è un&#39;abitudine di solito associata a scolitidi, woodborers, e molti altri taxa di invertebrati e microrganismi che vivono entro 23 alberi di corteccia coleotteri. (Coleoptera: Curculionidae) sviluppare e vivere all&#39;interno di floema ad eccezione di brevi periodi quando gli adulti cercano nuovi alberi ospitanti. 31 Scolitidi sono stati ampiamente studiati per i loro effetti economici sugli alberi 18,19, ma osservazioni dirette del comportamento degli insetti all&#39;interno di materiali di alberi sono stati limitati. 4 Inoltre, le gallerie costruite da scolitidi diventare l&#39;habitat di una miriade di specie. 11 Un gran numero di funghi, batteri 30 3, acari e nematodi 10,21, 16,19 insieme ad altri artropodi predatori e parassiti 22,24 abitano il materiale floema. Le tecniche di cui quiconsentire l&#39;osservazione diretta di scolitidi, acari e tarli del legno che di solito vivono in ambienti sottocorticali. Lievi alterazioni del protocollo può essere fatto per studiare funghi e batteri. Scolitidi e organismi associati all&#39;interno dei tessuti degli alberi sono stati studiati con un &quot;sandwich floema.&quot; L&#39;uso precoce di questa tecnica può essere trovata nella datazione della letteratura indietro al 1933, quando è stato usato per osservare i stadi larvali di scarabeo Douglas-fir (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Il panino floema è passato attraverso molte derivazioni da materiali diversi si sono resi disponibili. Originariamente, questo dispositivo costituito da un pezzo di floema posto tra due lastre di vetro, pressate insieme da fasce elastiche. 2 Successivamente, morsetti, nastro, colla, plastica e altri materiali sono stati utilizzati nella costruzione del sandwich. 13,14 , 15,17,26,28 Il protocollo qui descritto offre miglioramenti rispetto alcuni dei disegni del passato. Per esempio, inpassato, specie di prova sono stati inseriti nel lato del sandwich, tra le lastre di vetro o di plastica. Questo limita la costruzione di gallerie in una direzione. L&#39;uso di fori di entrata nella piastra superiore permette una maggiore libertà per le specie di prova per avviare la costruzione della galleria naturale. Un altro vantaggio del protocollo presentato è il suo design semplificato, che può essere facilmente realizzato con pochi strumenti. L&#39;uso del sandwich floema ha permesso l&#39;osservazione diretta del comportamento alimentare, la riproduzione, lo sviluppo, e le interazioni di organismi che non sarebbe altrimenti stata possibile. 1,5, 22 Questo metodo è anche un ottimo strumento per la K-12 dell&#39;istruzione e della scienza programmi e le indicazioni. Ci sono diverse sfumature nella creazione di un panino floema che sono difficili da interpretare da o non riportate nei manoscritti. Crediamo che una visiva (cioè, video) descrizione della produzione di un panino floema è necessario e sarebbedi valore per gli scienziati e gli educatori interessati a studiare gli organismi phloeophagous. Il nostro protocollo fornisce un modo semplice e poco costoso per osservare artropodi, microbi e altri organismi che popolano i tessuti floema.

<table><tbody><tr><td>Lama di estrazione</td><td>Big Horn Brand&nbsp;</td><td>20265</td><td>11 "lama</td></tr><tr><td>coltello per filettare</td> American <td>Angler</td><td>30530</td><td>9 "lama</td></tr><tr><td>Policarbonato</td><td>Nexan</td><td>GE-33</td><td>0,093 pollici di spessore</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher Scientific</td><td>S37441</td><td>2" di larghezza</td></tr><tr><td>Morsetti</td><td>Pony Jaw Opening</td><td>3201-HT-K</td><td>4 "x 1"</td></tr><tr><td>Sigillatrice sottovuoto&nbsp; e sacchetti</td><td>FoodSaver</td><td>V2840; FSFSBF0742-015</td><td>Aspirapolvere VacLoc&nbsp; sacchetti in rotoli</td></tr></tbody></table>

tecnica per lo studio artropodi e comunità microbiche all&#39;interno albero tessuti

Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

I tessuti floematici del pino sono habitat per molte migliaia di organismi. Gli artropodi e i microbi usano il floema e i tessuti del cambio per cercare compagni, deporre le uova, allevare i piccoli, nutrirsi o nascondersi dai nemici naturali o dalle condizioni ambientali difficili al di fuori dell'albero. Gli organismi che persistono all'interno dell'habitat floematico sono difficili da osservare data la loro posizione sotto la corteccia. Forniamo una tecnica per conservare il floema intatto e prepararlo alla sperimentazione con invertebrati e microrganismi. L'apparato è chiamato "sandwich di floema" e consente l'introduzione e l'osservazione di artropodi, microbi e altri organismi. Questa tecnica ha portato a una migliore comprensione dei comportamenti alimentari, dei tratti della storia della vita, della riproduzione, dello sviluppo e delle interazioni degli organismi all'interno del floema arboreo. I punti di forza di questa tecnica includono l'uso di materiali poco costosi, la variabilità delle dimensioni del sandwich, la flessibilità di riaprire il sandwich o introdurre più organismi attraverso i fori praticati e la conservazione e il mantenimento dell'integrità del floema. Il sandwich floematico è un eccellente strumento educativo per la scoperta scientifica sia nei corsi di scienze K-12 che nei laboratori di ricerca universitari.

Il protocollo sopra descritto consentirà un ricercatore di osservare gli organismi che vivono nell&#39;ambiente criptico sotto la corteccia di un albero. Per illustrare l&#39;uso di questa tecnica si descrive uno studio rappresentativo dal nostro laboratorio che utilizza questa tecnica. 12 In questo esperimento, panini floema sono stati usati per osservare gli effetti dei trattamenti acustici su capacità riproduttiva, la distanza tunneling, e la sopravvivenza di scolitidi (Fig . 2E e 2F). Osservazione diretta di coleotteri, reso possibile dall&#39;utilizzo di un panino floema, ha rivelato diversi risultati interessanti. In primo luogo, abbiamo registrato le distanze di tunneling quotidiane contrassegnando posizione degli scarabei in acrilico con un pennarello ogni 24 ore. Questo processo ha rivelato differenze significative tra i trattamenti sonori che sarebbero stati nascosti, senza il panino floema. Successivamente, abbiamo osservato una riduzione della produzione di uova con particolari trattamenti del suono. La natura mobile del panino floema permesso eosservazioni gg da completare sotto un microscopio da dissezione senza disturbare i coleotteri. Durante queste osservazioni, abbiamo catturato scarabeo uova comportamento, che con una fotocamera ad alta definizione collegata al microscopio. Altre osservazioni importanti incluso l&#39;uccisione di compagni e l&#39;avvio di volo associata a particolari trattamenti acustici. Il test panino floema è stato fondamentale per il nostro studio di corteccia scarabeo risposte ai trattamenti acustici. Queste scoperte, che sarebbe impossibile osservare sotto la corteccia di un albero, sono preziosi contributi allo sviluppo di opzioni di gestione per la lotta contro i focolai bostrico. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" /> Figura 1. A) Strumenti necessari per rimuovere la corteccia da un albero. I punti 1 e 2 sono lame disegnare utilizzati per raschiare corteccia dell&#39;albero. Gli articoli 3 (ascia) e 4 (pull sega) sono utili per rimuovere ramizona nei pressi di rasatura. B) L&#39;uso della lama sorteggio per rimuovere la corteccia da un albero. Notate il colore della luce del floema sotto la corteccia rossastra. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" /> Figura 2. A) La rimozione del floema dopo la corteccia è stata raschiata di albero. B) floema fresco conservato in sottovuoto borsa. C) panino Floema con fascette tenendo i pezzi in acrilico insieme e Parafilm intorno ai bordi per evitare contaminazione e disseccamento del floema. D ) Scarabeo di corteccia vicino al foro perforato in acrilico. E) per mezzo del microscopio per osservare panino floema. Display F) Video scolitidi all&#39;interno panino floema. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" /> Figura 3. <strong&gt; A) acquisizione del feromone da coleotteri in sandwich di floema. L&#39;aria è di essere tirato attraverso provette contenenti Super-Q assorbente. B) Registrazione e riproduzione del suono tramite un trasduttore piezoelettrico (al centro nella foto) per coleotteri pino mugo nel panino floema.

Forniamo una tecnica per preservare il floema arboreo intatto e prepararlo per l'osservazione. Creiamo un apparato chiamato sandwich floematico che consente l'introduzione e l'osservazione di artropodi, microbi e altri organismi che abitano i tessuti floematici.

Tecnica per lo Studio artropodi e comunità microbiche all&#39;interno Albero tessuti

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

L'obiettivo generale di questo procedimento è creare un apparato chiamato sandwich AOL, che permette l'introduzione e l'osservazione di microbi artropodi e altri organismi che abitano il tessuto caduto. Il protocollo fornito, talvolta con lievi variazioni, si è dimostrato uno strumento efficace per ricercatori e educatori nello studio di coleotteri scortecciatori, acari, nematodi e funghi. Innanzitutto, si individua un albero adatto.Quindi la corteccia viene rimossa per esporre lo strato F flom. Una volta rimosso il flom, viene riportato in laboratorio oppure viene posizionato tra due pezzi di plexiglass. Dopo essere stato sigillato e fissato saldamente, si è pronti per introdurre l'organismo.Studiando i pini, si osserva uno strato di flusso distintivo che può raggiungere uno spessore di alcuni millimetri. L'organismo in esame determinerà quale specie di flusso F sia necessaria. Ci troviamo in una foresta di pini Ponderosa nell'Arizona settentrionale.Stiamo cercando un albero ideale di dimensioni modeste, con una chioma ampia e pochi rami inferiori. Qui abbiamo individuato un albero adatto. Queste caratteristiche probabilmente forniranno una linfa abbondante e più facile da rimuovere, poiché ogni ramo deve essere tagliato intorno durante la rimozione della linfa.Ecco un esempio dell'attrezzatura che utilizziamo per abbattere un albero. Ricordare che l'abbattimento di un albero è pericoloso e deve essere eseguito solo da una persona esperta dotata dell'adeguata attrezzatura di sicurezza. Una volta che l'albero è stato posizionato in sicurezza a terra, iniziare a rimuovere i rami.Quindi tagliare la zolla in pezzi maneggevoli, solitamente di circa sei-otto piedi, a seconda del diametro dell'albero. Ora è il momento di rimuovere la corteccia. Ecco un esempio degli strumenti che utilizziamo per eseguire questa operazione.John Ice sono indispensabili durante questo processo; raschiare con cura la corteccia fino a far apparire tracce di colore bianco o avorio chiaro che indicano il livello di flusso. È importante non danneggiare questo strato perché ciò ridurrebbe notevolmente la sua utilità successiva. Una volta che una porzione dell'albero è stata adeguatamente privata della corteccia, utilizzare un coltello per tagliare il pezzo di fullam.Estrarre con attenzione questo strato, tagliando sulla parte inferiore se necessario. Si noti che alcuni alberi sono più facili da rimuovere rispetto ad altri. La pazienza è fondamentale.Quando si lavora con un albero difficile, l'estate è generalmente il periodo dell'anno più adatto per rimuovere i frutti caduti. Una volta raccolti cinque o sette pezzi nel sacchetto di plastica, li trasferiamo in un sacchetto per sottovuoto che portiamo in campo. È preferibile conservare questi sacchetti leggermente al di sopra del punto di congelamento.Ora abbiamo completato la componente sul campo di questo Protocollo e torniamo in laboratorio per costruire il sandwich. Ecco cosa utilizziamo per costruire il sandwich. In basso ci sono diverse lastre di plexiglass e coppie.Il paraformo viene utilizzato per sigillare i bordi e le mollette servono a garantire che non ci sia spazio tra il plexiglass e il flusso. Una volta che i pezzi di plexiglass sono stati tagliati e forati, vengono sterilizzati con etanolo al 90% o superiore. Iniziare a costruire il sandwich rimuovendo un pezzo fresco di flusso e misurandolo.Adattarlo opportunamente al pezzo di plexiglass. Il vetro può essere utilizzato al posto del plexiglass. Possono essere realizzati anche panini di diverse dimensioni per adattarsi a diversi organismi e durate delle prove.Ad esempio, una coppia di coleotteri della corteccia potrebbe utilizzare un pezzo caduto di quattro metri quadrati nell'arco di un mese, ma avrebbe bisogno soltanto di un pezzo di un metro quadrato se lo studio avviene nell'arco di alcuni giorni. Si noti che è possibile modificare anche il numero di punti di ingresso nel plexiglass per introdurre più organismi contemporaneamente. Questo è utile per osservare la competizione o la predazione tra specie diverse.Ora, si utilizza del paraform da due pollici per sigillare i bordi. Altri materiali possono essere usati per sigillare, come ad esempio un'epoxy non conduttiva o vaselina. Successivamente, posizionare un numero sufficiente di morsetti lungo il bordo per tenere saldamente il plexiglass allo strato di flusso.Ora siamo pronti a presentare l'organismo in studio. Nel nostro laboratorio, utilizziamo spesso il protocollo fornito per osservare gli scolitidi e gli organismi associati. Ciò offre un'ottima opportunità per osservare aspetti come la lunghezza giornaliera di scavo dei tunnel e la produzione di uova, tra molte altre cose.È inoltre possibile estrarre le emissioni chimiche, i coleotteri scintillanti, produrli ed analizzarli successivamente, oppure avviare un trattamento e osservare la risposta. Qui, un coleottero della corteccia sta tentando di allontanarsi da un trattamento acustico. Abbiamo inoltre osservato acari, nematodi e predatori insettivori utilizzando questo protocollo.Dopo aver visionato questo video, si dovrebbe essere in grado di costruire un sandwich al volo e modificarlo per soddisfare le esigenze specifiche del proprio studio. Oltre a essere uno strumento di ricerca efficace, questa procedura è eccellente per scopi educativi e di scoperta per studenti che vanno dalla scuola elementare fino al livello universitario.

technique-for-studying-arthropod-microbial-communities-within-tree

Research

Ricerca

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Questo video illustra la tecnica per estrarre il DNA dalla specie di microbi residenti nel hindgut termite. La preparazione di un vetrino a fresco, che è utile per visualizzare la comunità microbica intestinale è anche illustrato, e un tour attraverso le specie di ambiente ricco di intestino è dato.

Estrazione del DNA da microbi intestinali della Termite (Zootermopsis Angusticollis) e visualizzare microbi intestinali

Jared Leadbetter spiega perché la termite-gut comunità microbica è un sistema eccellente per studiare le complesse interazioni tra microbi. Il rapporto simbiotico esistente tra l'insetto ospite e lignocellulosa-degradanti microbi intestinali si spiega, così come gli usi industriali di questi microbi per la biomassa vegetale degradante e biocarburanti di generazione.

Indagare la comunità microbica nel hindgut Termite - Intervista

Qui presentiamo un protocollo che delinea come campionare esemplari di legno per la valutazione complessiva delle loro strutture di crescita. Vengono descritte le tecniche di preparazione e visualizzazione macro e microscopiche necessarie per generare set di dati anatomici e dendroecologici del legno ben replicati e altamente risolti.

Un punto di vista tecnico in Modern Tree-Ring Research - Come superare Dendroecological e legno anatomiche sfide

Scavo delle radici delle piante dal campo e trattamento dei campioni in endosphere, rizosfera e suolo sono descritte in dettaglio, compresi i metodi di analisi di dati e di estrazione del DNA. Questa carta è progettata per consentire altri laboratori di utilizzare queste tecniche per lo studio del suolo, endosphere e rizosfera microbiomi.

Isolamento ed analisi di comunità microbiche nel suolo, rizosfera e radici negli esperimenti di erba perenne

Per osservare l'ultrastruttura della sensilla degli insetti, nello studio è stata presentata la microscopia elettronica di scansione e trasmissione (rispettivamente SEM e TEM). Tween 20 è stato aggiunto nel fissativo per evitare la deformazione del campione nella microscopia seM.

Esempio di metodo di preparazione del microscopio elettronico di scansione e trasmissione per le appendici di Woodboring Beetle

Descriviamo come quantificare gli artropodi delle abitazioni delle foglie sigillando le foglie e la fine dei rami in un sacchetto, tagliando e congelando il materiale insaccato e risciacquando il materiale precedentemente congelato in acqua per separare gli artropodi dal substrato per la quantificazione.

Un metodo per quantificare gli artropodi Foliage-Dwelling

Descriviamo un approccio semi-quantitativo di misurazione delle caratteristiche delle comunità di artropodi corticolous (bark-dwelling). Abbiamo piazzato trappole appiccicose fabbricate commercialmente sui boli degli alberi per stimare l'abbondanza, la lunghezza totale (un surrogato alla biomassa), la ricchezza e la diversità di Shannon per il confronto tra le specie arboree.

Quantificare gli artropodi di Corticolous usando trappole appiccicose

Micro-CT è uno strumento non distruttivo in grado di analizzare le strutture delle piante in tre dimensioni. Il presente protocollo descrive la preparazione del campione per sfruttare la micro-CT per analizzare la struttura e la funzione delle piante parassite. Diverse specie sono utilizzate per evidenziare i vantaggi di questo metodo se accoppiato con preparazioni specifiche.

Sfruttare la scansione micro-CT per analizzare le interazioni parassitarie pianta-ospite

Questo protocollo mira a fornire procedure dettagliate per la raccolta, la fissazione e il mantenimento di campioni di piante micoeterotrofiche, applicando diverse tecniche di microscopia come la microscopia elettronica a scansione e trasmissione, la microscopia ottica, confocale e a fluorescenza per studiare la colonizzazione fungina nei tessuti delle piante e nei semi germinati con funghi micorrizici.

Tecniche di microscopia per l'interpretazione della colonizzazione fungina nei tessuti delle piante micoeterotrofiche e della germinazione simbiotica dei semi

Questo protocollo presenta un flusso di lavoro affidabile ed efficiente dalla raccolta del campione all'analisi dei dati per la profilazione dei microbiomi batterici endofitici ed epifiti presenti nella corteccia di Populus trichocarpa.

Un flusso di lavoro per la valutazione quantitativa dei microbiomi batterici endofitici ed epifiti della corteccia di Populus trichocarpa

Proponiamo un protocollo ottimizzato di microscopia elettronica a scansione per la visualizzazione di campioni altamente eterogenei e delicati contenenti biomassa vegetale e fungina, insieme a microbiota e biofilm. Questo protocollo consente di descrivere le dimensioni spaziali dell'organizzazione del microbiota.

Microbiota dei giardini delle formiche di Attine: visualizzazione di un paesaggio microbico mediante microscopia elettronica a scansione

Impara a costruire un sandwich di floema per studiare artropodi e microrganismi nei tessuti dell'albero. Questa tecnica versatile permette di osservare comportamenti come tunneling e riproduzione in laboratorio.

Tecnica per lo Studio artropodi e comunità microbiche all'interno Albero tessuti

Esplora altri video