Name: Registrazione elettrofisiologica simultanea e imaging del calcio dei neuroni del nucleo soprachiasmatico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Impara la registrazione elettrofisiologica e l'imaging del calcio simultanei nei neuroni del nucleo soprachiasmatico utilizzando la tecnica patch clamp con bis-fura-2. Questo metodo permette di studiare l'interazione tra attività elettrica e dinamica del calcio intracellulare.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Il lavoro è stato finanziato da una sovvenzione dell'Istituto Nazionale di Scienze Mediche Generali (GM096972).

1. Preparazione di Fette di Cervello Ipotalamico
<ol>
	<li>Ottieni, in anticipo, l'approvazione del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) per qualsiasi procedura che coinvolga gli animali. Le procedure per gli animali qui descritte sono coerenti con le linee guida AVMA per l'eutanasia degli animali del 2013 e sono state approvate in anticipo dall'Oregon Health & Science University IACUC.</li>
	<li>Preparare 500 ml di tampone per affettare senza MgCl2 e CaCl2 (Tabella 1). Far bollire la soluzione con il 95% di O2 e il 5% di CO2 a temperatura ambiente, quindi aggiungere il MgCl2 e il CaCl2 continuando ad aerare. Regolare l'osmolarità a 300 mOsm con saccarosio. L'osmolarità viene misurata con un osmometro a pressione di vapore.</li>
	<li>Preparare 1 L di supporto di registrazione senza MgCl2 e CaCl2 (Tabella 2). Far bollire la soluzione con il 95% di O2 e il 5% di CO2, quindi aggiungere MgCl2 e CaCl2 continuando ad aerare. Regolare il pH a 7,2-7,4 con NaOH (10 N) e l'osmolarità a 300 mOsm con saccarosio. L'aggiunta del tampone HEPES è facoltativa ed è stata utilizzata per stabilizzare ulteriormente il pH.</li>
	<li>Le soluzioni per affettare e registrare possono essere conservate in frigorifero per diversi giorni prima dell'uso.</li>
	<li>Preparare l'agarosio al 3% e versarlo in una capsula di Petri sterile (6 mm di profondità) e conservare in frigorifero.</li>
	<li>Tagliate tre cubetti di agarosio di circa 6 mm x 6 mm x 6 mm.</li>
	<li>Anestetizzare profondamente un ratto Sprague-Dawley di quattro-otto settimane con isoflurano. Test per la profondità dell'anestesia. La profondità dell'anestesia è ritenuta appropriata quando non vi è alcun riflesso di ritiro dell'arto posteriore dopo aver pizzicato il poggiapiedi. Una volta opportunamente anestetizzato, il ratto viene soppresso mediante decapitazione rapida. </li>
	<li>Rimuovere rapidamente il cervello facendo attenzione a tagliare prima i nervi ottici, e metterlo in una soluzione di affettatura ghiacciata satura con il 5% di CO2 e il 95% di O2 e lasciare raffreddare per 2-3 minuti.</li>
	<li>Taglia il cervello. Posizionare il cervello con una pinza su una carta da filtro circolare inumidita (con soluzione per affettare) posta su una capsula di Petri di vetro appoggiata sul ghiaccio.</li>
	<li>Tagliare il cervello coronalmente per rimuovere il cervelletto rimanente e il tronco encefalico, quindi la corteccia rostrale e i lati, per lasciare un blocco di cervello contenente l'ipotalamo preservando accuratamente il lato contenente SCN, nervi ottici e chiasma ottico.</li>
	<li>Stendere un sottile strato di colla cianoacrilica abbastanza grande da attaccare il cervello e i blocchi di agarosio in una camera di taglio del microtomo ghiacciata ma asciutta.</li>
	<li>Trasferisci il blocco cerebrale ghiacciato con il lato caudale rivolto verso il basso sulla colla con il lato contenente l'SCN posizionato per il taglio per primo con i nervi ottici che formano una "V" rivolta verso l'alto.</li>
	<li>Posizionare i blocchi di agarosio sugli altri 3 lati. Riempire la camera con un tampone per affettare ghiacciato a bolle continue con il 5% di CO2 e il 95% di O2. La colla cianoacrilica si solidificherà con l'umidità mantenendo in posizione il cervello e i blocchi di agarosio.</li>
	<li>Tagliare fette ipotalamiche coronali (220-250 μm di spessore) contenenti l'SCN con il microtomo a lama vibrante. Tipicamente viene scelta una fetta in cui il chiasma ottico è di circa 2-4 mm di diametro, che appare come una banda bianca con SCN appena dorsale che appare come due piccole "rientranze" nel chiasma ottico su entrambi i lati del terzo ventricolo (Figura 1A).</li>
	<li>Posizionare le fette nella camera di registrazione (36 °C) montata sul tavolino di un microscopio Leica DMLFS. La camera è riempita con una soluzione di registrazione a flusso continuo (2 ml/min) aerata con il 95% di O2 e il 5% di CO2 e preriscaldata con un riscaldatore in linea.</li>
	<li>Eseguire registrazioni di patch clamp e imaging del calcio su cellule intere nei neuroni SCN 0,5-8 ore dopo la preparazione della fetta.</li>
</ol>
2. Registrazione con Patch Clamp
<ol>
	<li>Preparare la soluzione dell'elettrodo (intracellulare) in metà del volume finale totale di acqua.</li>
	<li>Regolare la soluzione a pH 7,3 con KOH (1 N).</li>
	<li>Aggiungere l'acqua rimanente. L'osmolarità finale della soluzione dovrebbe essere nell'intervallo 280-290 mOsm.</li>
	<li>Passare la soluzione dell'elettrodo attraverso un filtro da 0,2 μm, aliquotare (0,5 ml) in provette per microfusibili e conservare a -20 °C.</li>
	<li>Preparare la soluzione madre di sale esapotassico bis-fura-2 della sonda di calcio (10 mM) mescolando 1 mg di sale bis-fura-2 esapotassio con 99,29 μl di 0,2 μm di acqua filtrata.</li>
	<li>Aliquotare in provette separate (2-5 μl ciascuna) e congelare (-20 °C).</li>
	<li>Scongelare un'aliquota di soluzione interna e la sonda Ca2+ poco prima dell'uso. Aggiungere 2 μl della soluzione madre di bis-fura-2 a 400 μl della soluzione interna per una concentrazione finale di 50 μM nella sonda di calcio. Triturare brevemente per mescolare le soluzioni. La concentrazione della sonda di calcio (10-250 μM) varia a seconda del disegno sperimentale e del sistema di imaging. Si noti che la bis-fura-2 è composta da due molecole di fura-2 collegate.</li>
	<li>Estrarre gli elettrodi patch a cella intera, in due stadi, fino a un diametro esterno della punta di circa 1 μm e resistenze di 7-10 MΩ quando riempiti con la soluzione intracellulare.</li>
	<li>Riempire l'elettrodo con alcuni μl della soluzione interna contenente la sonda di calcio filtrata con un filtro a siringa da 4 mm (0,2 μm) per campioni a basso volume tramite una provetta Microfil.</li>
	<li>Applicare una piccola quantità di pressione positiva all'elettrodo mentre viene guidato nella camera di registrazione sotto l'illuminazione a luce rossa mentre viene visualizzato su un monitor video. </li>
	<li>Posizionare il microelettrodo sull'SCN utilizzando un obiettivo a bassa potenza (4X). L'SCN è identificato come le due aree traslucide su entrambi i lati del terzo ventricolo e dorsale al chiasma ottico (Figura 1A).</li>
	<li>Impostare il microscopio su un ingrandimento ad alta potenza (40X o 63X). Le sottoregioni del SCN e i singoli neuroni SCN possono essere presi di mira per la registrazione all'ingrandimento più elevato.</li>
	<li>Applicare una leggera pressione positiva al microelettrodo mentre avanza sulla superficie di un neurone.</li>
	<li>Applicare una leggera pressione negativa al microelettrodo per formare una tenuta con resistenze di 3-10 GΩ.</li>
	<li>Regolare la tensione della membrana a -60 mV con l'amplificatore controllato con il software di acquisizione.</li>
	<li>Applicare un'ulteriore pressione negativa all'elettrodo per rompere la membrana cellulare in modalità cella intera.</li>
	<li>Quando entrano in modalità cellula intera, il neurone SCN, il soma e i dendriti si riempiono con una sonda fluorescente.</li>
	<li>La tensione di membrana viene misurata in modalità pinza di corrente o corrente in modalità pinza di tensione mentre i dati dell'immagine della sonda di calcio vengono monitorati e memorizzati (descritti di seguito). Visualizza le immagini acquisite insieme a un grafico dei dati di fluorescenza del rapporto 340 nm/380 nm durante l'esperimento.</li>
</ol>
3. Misurazione del Ca2+ intracellulare
<ol>
	<li>Le misure quantitative di Ca2+ sono ottenute registrando una coppia di immagini eccitando rapidamente il tessuto con luce UV a 340 nm e 380 nm tramite un monocronometro con una larghezza di banda di 10 nm e fatte passare attraverso un filtro ottico UG11 per limitare le lunghezze d'onda armoniche superiori a 400 nm, un dicroico DCLP a 400 nm e la luce emessa attraverso un filtro di emissione da 510±40 nm.</li>
	<li>Le immagini vengono acquisite utilizzando una telecamera CCD raffreddata con tempo di acquisizione e binning regolati per ridurre al minimo il photobleaching e massimizzare la velocità di registrazione.</li>
	<li>Il software di imaging quantitativo viene utilizzato per acquisire e visualizzare le immagini.</li>
	<li>Selezionare le regioni di interesse dall'immagine iniziale da convertire in dati unitari di intensità di fluorescenza relativa (ad es. soma, dendrite, ecc.). Selezionare anche una regione per la misurazione della fluorescenza di fondo (Figura 1B).</li>
	<li>Le immagini grezze e i dati ottici quantificati vengono salvati continuamente durante l'esperimento. Dopo l'esperimento, le immagini salvate vengono generalmente rianalizzate quando è possibile dedicare più tempo a selezionare con maggiore precisione le regioni di interesse da quantificare.</li>
	<li>I dati possono essere presentati come la concentrazione intracellulare stimata di calcio (Est[Ca2+]i). Per calcolare la concentrazione di calcio 4 viene utilizzato il rapporto (R) della luce emessa a seguito di eccitazione e sottrazione di fondo a 340 nm diviso per 380 nm insieme alla fluorescenza massima e minima a 340 nm e380 nm. La sottrazione dello sfondo e altri calcoli vengono eseguiti utilizzando un software di analisi dei dati.</li>
	<li>Una determinazione in vitro della fluorescenza massima e minima della bis-fura-2 può essere eseguita utilizzando 10 mM di CaCl2 per le condizioni legate al Ca2+ e 10 mM di EGTA per le condizioni libere di Ca2+. La costante di dissociazione Ca2+, Kd della sonda è considerata 370 nM per bis-fura-2 (Invitrogen).</li>
</ol>

<ol><li>Bading, H., Ginty, D. D., Greenberg, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+gene+expression+in+hippocampal+neurons+by+distinct+calcium+signaling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of gene expression in hippocampal neurons by distinct calcium signaling pathways.</a> Science. 260, 181-186 (1993).</li>
<li>Ghosh, A., Ginty, D. D., Bading, H., Greenberg, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+regulation+of+gene+expression+in+neuronal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Calcium regulation of gene expression in neuronal cells.</a> J. Neurobiol. 25, 294-303 (1994).</li>
<li>Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+patch-clamp+techniques+for+high+resolution+current+recording+from+cells+and+cell-free+membrane+patches%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">Improved patch-clamp techniques for high resolution current recording from cells and cell-free membrane patches.</a> Pflugers Arch. 391, 85-100 (1981).</li>
<li>Grynkiewicz, G., Poenie, M., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+generation+of+Ca2%2B+indicators+with+greatly+improved+fluorescence+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties.</a> J. Biol. Chem. 260, 3440-3450 (1985).</li>
<li>Higley, M. J., Sabatini, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+signaling+in+dendrites+and+spines%3A+practical+and+functional+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Calcium signaling in dendrites and spines: practical and functional considerations.</a> Neuron. 59, 902-913 (2008).</li>
<li>Colwell, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+modulation+of+calcium+levels+in+cells+in+the+suprachiasmatic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Circadian modulation of calcium levels in cells in the suprachiasmatic nucleus.</a> Eur. J. Neurosci. 12, 571-576 (2000).</li>
<li>Ikeda, M., Yoshioka, T., Allen, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+and+circadian+changes+in+Ca2%2B+mobilization+mediated+by+GABAA+and+NMDA+receptors+in+the+suprachiasmatic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Developmental and circadian changes in Ca2+ mobilization mediated by GABAA and NMDA receptors in the suprachiasmatic nucleus.</a> Eur. J. Neurosci. 17, 58-70 (2003).</li>
<li>Irwin, R. P., Allen, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABAergic+signaling+induces+divergent+neuronal+Ca2%2B+responses+in+the+suprachiasmatic+nucleus+network%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">GABAergic signaling induces divergent neuronal Ca2+ responses in the suprachiasmatic nucleus network.</a> Eur. J. Neurosci. 30, 1462-1475 (2009).</li>
<li>Berson, D. M., Dunn, F. A., Takao, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototransduction+by+retinal+ganglion+cells+that+set+the+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Phototransduction by retinal ganglion cells that set the circadian clock.</a> Science. 295, 1070-1073 (2002).</li>
<li>Hattar, S., Liao, H. W., Takao, M., Berson, D. M., Yau, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanopsin-containing+retinal+ganglion+cells%3A+architecture%2C+projections%2C+and+intrinsic+photosensitivity%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Melanopsin-containing retinal ganglion cells: architecture, projections, and intrinsic photosensitivity.</a> Science. 295, 1065-1070 (2002).</li>
<li>Hartwick, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-Evoked+Calcium+Responses+of+Isolated+Melanopsin-Expressing+Retinal+Ganglion+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Light-Evoked Calcium Responses of Isolated Melanopsin-Expressing Retinal Ganglion Cells.</a> J. Neurosci. 27, 13468-13480 (2007).</li>
<li>Castel, M., Belenky, M., Cohen, S., Ottersen, O. P., Storm-Mathisen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate-like+immunoreactivity+in+retinal+terminals+of+the+mouse+suprachiasmatic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Glutamate-like immunoreactivity in retinal terminals of the mouse suprachiasmatic nucleus.</a> Eur. J. Neurosci. 5, 368-381 (1993).</li>
<li>Card, J. P., Moore, R. Y. The organization of visual circuits influencing the circadian activity of the suprachiasmatic nucleus. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCard%2C+JP+%22In+Suprachiasmatic+Nucleus+-+The+Mind%27s+Clock%22">In Suprachiasmatic Nucleus - The Mind's Clock</a>. Reppert, S. M., Klein, D. C., Moore, R. Y. , Oxford University Press. Oxford. 51-76 (1991).</li>
<li>Shigeyoshi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-induced+resetting+of+a+mammalian+circadian+clock+is+associated+with+rapid+induction+of+the+mPer1+transcript%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Light-induced resetting of a mammalian circadian clock is associated with rapid induction of the mPer1 transcript.</a> Cell. 91, 1043-1053 (1997).</li>
<li>Albrecht, U., Sun, Z. S., Eichele, G., Lee, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+differential+response+of+two+putative+mammalian+circadian+regulators%2C+mper1+and+mper2%2C+to+light%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A differential response of two putative mammalian circadian regulators, mper1 and mper2, to light.</a> Cell. 91, 1055-1064 (1997).</li>
<li>Yan, L., Silver, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+induction+and+localization+of+mPer1+and+mPer2+during+advancing+and+delaying+phase+shifts%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Differential induction and localization of mPer1 and mPer2 during advancing and delaying phase shifts.</a> Eur. J. Neurosci. 16, 1531-1540 (2002).</li>
<li>Lowrey, P. L., Takahashi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetics+of+the+mammalian+circadian+system%3A+Photic+entrainment%2C+circadian+pacemaker+mechanisms%2C+and+posttranslational+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Genetics of the mammalian circadian system: Photic entrainment, circadian pacemaker mechanisms, and posttranslational regulation.</a> Annu. Rev. Genet. 34, 533-562 (2000).</li>
<li>Ding, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resetting+the+biological+clock%3A+Mediation+of+nocturnal+circadian+shifts+by+glutamate+and+NO%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Resetting the biological clock: Mediation of nocturnal circadian shifts by glutamate and NO.</a> Science. 266, 1713-1717 (1994).</li>
<li>Ding, J. M., Fairman, L. E., Hurst, W. J., Kuriashkina, L. R., Gillette, M. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resetting+the+biological+clock%3A+mediation+of+nocturnal+CREB+phosphorylation+via+light%2C+glutamate%2C+and+nitric+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Resetting the biological clock: mediation of nocturnal CREB phosphorylation via light, glutamate, and nitric oxide.</a> J. Neurosci. 17, 667-675 (1997).</li>
<li>Ding, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neuronal+ryanodine+receptor+mediates+light-induced+phase+delays+of+the+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A neuronal ryanodine receptor mediates light-induced phase delays of the circadian clock.</a> Nature. 394, 381-384 (1998).</li>
<li>Bollmann, J. H., Helmchen, F., Borst, J. G., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postsynaptic+Ca2%2B+influx+mediated+by+three+different+pathways+during+synaptic+transmission+at+a+calyx-type+synapse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Postsynaptic Ca2+ influx mediated by three different pathways during synaptic transmission at a calyx-type synapse.</a> J. Neurosci. 18, 10409-10419 (1998).</li>
<li>Irwin, R. P., Allen, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+Response+to+Retinohypothalamic+Tract+Synaptic+Transmission+in+Suprachiasmatic+Nucleus+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Calcium Response to Retinohypothalamic Tract Synaptic Transmission in Suprachiasmatic Nucleus Neurons.</a> J. Neurosci. 27, 11748-11757 (2007).</li>
<li>Smetters, D., Majewska, A., Yuste, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+action+potentials+in+neuronal+populations+with+calcium+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Detecting action potentials in neuronal populations with calcium imaging.</a> Methods. 18, 215-221 (1999).</li>
<li>Spruston, N., Johnston, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforated+patch-clamp+analysis+of+the+passive+membrane+properties+of+three+classes+of+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Perforated patch-clamp analysis of the passive membrane properties of three classes of hippocampal neurons.</a> J. Neurophysiol. 67, 508-528 (1992).</li>
<li>Horn, R., Marty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscarinic+activation+of+ionic+currents+measured+by+a+new+whole-cell+recording+method%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method.</a> J. Gen. Physiol. 92, 145-159 (1988).</li>
<li>Marty, A., Neher, E. Tight-seal whole-cell recording. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMarty%2C+A+%22Single-channel+recording%22">Single-channel recording</a>. Sakmann, B., Neher, E. 2, Plenum Press. New York. 31-52 (1995).</li>
<li>Sarantopoulos, C., McCallum, J. B., Kwok, W. M., Hogan, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-escin+diminishes+voltage-gated+calcium+current+rundown+in+perforated+patch-clamp+recordings+from+rat+primary+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Beta-escin diminishes voltage-gated calcium current rundown in perforated patch-clamp recordings from rat primary afferent neurons.</a> J. Neurosci. Methods. 139, 61-68 (2004).</li>
<li>Hatae, J., Fujishiro, N., Kawata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectroscopic+properties+of+fluorescence+dye+fura-2+with+various+divalent+cations%5BTitle%5D)+AND+%22Jap.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Spectroscopic properties of fluorescence dye fura-2 with various divalent cations.</a> Jap. J. Physiol. 46, 423-429 (1996).</li>
<li>Poenie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alteration+of+intracellular+Fura-2+fluorescence+by+viscosity%3A+a+simple+correction%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Calcium%22%5BJournal%5D)">Alteration of intracellular Fura-2 fluorescence by viscosity: a simple correction.</a> Cell Calcium. 11, 85-91 (1990).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

I metodi sopra descritti forniscono un potente strumento per registrare simultaneamente il legame tra l'attività elettrica della membrana neuronale e la concentrazione intracellulare di calcio. Il metodo ha una serie di punti di forza in quanto combina due metodi molto ben caratterizzati: la registrazione del patch clamp di cellule intere e la misurazione del calcio intracellulare utilizzando coloranti fluorescenti. Il nostro approccio è simile a quelli descritti da altri ricercatori6,23.
<p cla...

È noto che i cambiamenti nell'espressione genica si verificano nei neuroni come conseguenza della segnalazione sinaptica. La segnalazione da parte del neurotrasmettitore eccitatorio glutammato può depolarizzare il potenziale della membrana neuronale portando infine alla trascrizione e traduzione genica1,2. L'attivazione dei recettori ionotropici da parte del glutammato consente agli ioni calcio extracellulari di entrare nella cellula, che si ritiene svolga un ruolo critico come secondo messaggero nell'attivazione della trascrizione genica. La valutazione della relazione tra l'attività elettrica della membrana, come la frequenza di attivazione del potenziale d'azione, e le variazioni della concentrazione intracellulare di calcio richiede la combinazione di due metodi: il clampaggio del patch dell'intera cellula e l'imaging quantitativo di sonde fluorescenti di calcio3-5, che consentono di studiare la relazione nei singoli neuroni. La tecnica di registrazione a singola cellula consente la registrazione dell'attività dei singoli neuroni in porzioni identificabili del cervello. La tecnica di registrazione dell'intera cellula consente di controllare la tensione o la corrente della membrana, consentendo la manipolazione sperimentale di specifiche correnti dei canali ionici. L'uso di micropipette riempite con sonde di calcio fluorescenti garantisce inoltre che il neurone sia ben riempito con sonda di calcio. Questa tecnica ha un chiaro vantaggio quando si lavora con preparazioni di fette di cervello da preparazioni di fette adulte, poiché questi neuroni sono particolarmente difficili da caricare utilizzando le più comuni sonde cellulari e riduce i potenziali problemi di fluorescenza di fondo6-8.
La luce è il modo principale in cui i mammiferi regolano il loro orologio circadiano, che si trova nel nucleo soprachiasmatico ipotalamico (SCN). L'informazione luminosa trasdotta nella retina viene trasmessa 9-11 attraverso il tratto retinoipotalamico (RHT) dove il glutammato viene rilasciato nel SCN12,13. Il glutammato apre i recettori ionotropici NMDA e AMPA situati sui neuroni SCN producendo un afflusso di calcio e sodio e avviando una cascata di segnalazione intracellulare che alla fine porta ad alterare l'espressione di una famiglia di geni dell'orologio14-17 e a spostarsi nella fase dell'orologio circadiano18-20. Tuttavia, il calcio può entrare nei neuroni direttamente attraverso i recettori ionotropici del glutammato o attraverso la depolarizzazione della membrana e l'attivazione dei canali del calcio voltaggio-dipendenti (VDCC)21. Abbiamo quindi sviluppato un protocollo sperimentale per studiare la relazione tra la concentrazione intracellulare di calcio e l'attività elettrica di membrana nei neuroni SCN, come avviene con l'attivazione del potenziale d'azione e dall'input sinaptico22.

<table><tbody><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>S271-3</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>P217-500</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4&bull; H2O</td><td>Sigma Chemical Co.</td><td>S-9638</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2&bull; 6H2O</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>M33-500</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2&bull; 2H2O</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>D-glucosio</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>D16-500</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>S233-500</td><td></td></tr><tr><td>Saccarosio</td><td>Fisher Scientific Co.</td><td>S5-500</td><td></td></tr><tr><td>D-gluconato di potassio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Adenosina 5&prime;-trifosfato sale dipotassico diidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8937</td><td></td></tr><tr><td>Guanosina 5&prime;-trifosfato tris sale</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G9002</td><td></td></tr><tr><td>Agarosio (ultrapuro)</td><td>Life Tecnologie</td><td>15510-027</td><td>Gel inserito in una piastra di Petri sterile Strato di 6 mm di spessore</td></tr><tr><td>KOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6310</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-5881</td><td></td></tr><tr><td>Bis-fura-2, sale esapotassico</td><td>Invitrogen</td><td>B6810</td><td>Cellula impoverita</td></tr><tr><td>Nome dell'apparecchiatura</td><td>Azienda</td><td>Numero di catalogo</td><td>Commenti</td></tr><tr><td>Microtomo</td><td>Leica</td><td>VT1000S</td><td>Affettatura di tessuti</td></tr><tr><td>Colla cianoacrilica (Roti-Coll1)</td><td>Carl Roth GmbH+Co</td><td>Art-Nr. 0258.1</td><td></td></tr><tr><td>Estrattore per microelettrodi</td><td>Narshige International USA</td><td>PP-83</td><td></td></tr><tr><td>Tubi capillari per microelettrodi</td><td>World Precision Instruments</td><td>1B150F-4</td><td></td></tr><tr><td>Microfil 34 g</td><td>World Precision Instruments</td><td>MF34G-5</td><td></td></tr><tr><td>Filtro per siringa</td><td>Corning</td><td>#431212</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>DM LFS</td><td>Con obiettivi UV 4X, 40X e 63X e telecamera CCD per epifluorescenza</td></tr><tr><td></td><td>Hamamatsu</td><td>ORCA ER</td><td>CCD a 12 bit</td></tr><tr><td>Fura-2 Filter Cube</td><td>Chroma</td><td>71500A</td><td>Set con filtro UG11</td></tr><tr><td>Polychrome IV</td><td>Till Photonics GmBH</td><td></td><td>Monochronometer</td></tr><tr><td>Occhiali di sicurezza che bloccano i raggi ultravioletti</td><td>Prodotti</td><td></td><td></td>ultravioletti</tr><tr><td>Amplificatore EPC-9</td><td>HEKA Eletronik</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metafluor</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Software di imaging</td></tr><tr><td>Patchmaster</td><td>HEKA Eletronik</td><td></td><td>Software di acquisizione dati</td></tr><tr><td>Igor versione 6</td><td>Wavemetrics</td><td></td><td>Elettrofisiologia e Ca2+ Analisi dei dati</td></tr><tr><td>VAPRO 5520</td><td>Westcor</td><td></td><td>Osmometro a pressione di vapore</td></tr></tbody></table>

registrazione elettrofisiologica simultanea e imaging del calcio dei neuroni del nucleo soprachiasmatico

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Sono stati utilizzati metodi di registrazione simultanea elettrofisiologica e fluorescente per studiare il ruolo dei cambiamenti del potenziale o della corrente di membrana nella regolazione della concentrazione intracellulare di calcio. Il cambiamento delle condizioni ambientali, come il ciclo luce-buio, può modificare l'attività della rete neuronale e neurale e l'espressione di una famiglia di geni dell'orologio circadiano all'interno del nucleo soprachiasmatico (SCN), la posizione dell'orologio circadiano principale nel cervello dei mammiferi. La trasmissione sinaptica eccitatoria porta ad un aumento della concentrazione postsinaptica di Ca2+ che si ritiene attivi le vie di segnalazione che spostano l'espressione ritmica dei geni dell'orologio circadiano. Le fette ipotalamiche contenenti l'SCN sono state bloccate con microelettrodi riempiti con una soluzione interna contenente l'indicatore di calcio bis-fura-2. Dopo che si è formato un sigillo tra il microelettrodo e la membrana neuronale SCN, la membrana è stata rotta utilizzando una leggera aspirazione e la sonda di calcio si è diffusa nel neurone riempiendo sia il soma che i dendriti. Le misurazioni raziometriche quantitative della concentrazione intracellulare di calcio sono state registrate simultaneamente al potenziale o alla corrente di membrana. Utilizzando questi metodi è possibile studiare il ruolo delle variazioni della concentrazione intracellulare di calcio prodotte dall'attività sinaptica e dall'attivazione del potenziale d'azione dei singoli neuroni. In questa presentazione dimostriamo i metodi per registrare simultaneamente l'attività elettrofisiologica insieme al calcio intracellulare da singoli neuroni SCN mantenuti in fette di cervello.

Utilizzando fettine cerebrali ipotalamiche, abbiamo registrato simultaneamente le variazioni del calcio intracellulare in modalità whole cell sia in condizioni di clampaggio del voltaggio che di clampaggio della corrente. L'elettrodo microscopico mostrato nella Figura 1A viene abbassato nella posizione desiderata sotto alta ingrandimento (obiettivi UV 40X o 63X) applicando una leggera pressione positiva. Dopo aver toccato il neurone, si forma una guida di resistenza nell'ordine del gigaohm mediante aspir...

Vengono descritte le procedure per eseguire registrazioni simultanee del potenziale o della corrente di membrana e delle variazioni della concentrazione intracellulare di calcio. I neuroni del nucleo soprachiasmatico vengono riempiti con l'indicatore di calcio bis-fura-2 utilizzando un elettrodo patch clamp nella configurazione patch clamp dell'intera cellula.

Registrazione elettrofisiologica simultanea e imaging del calcio dei neuroni del nucleo soprachiasmatico

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è quello di esaminare l'interazione tra i cambiamenti di tensione o corrente, come i cambiamenti nell'azione, la frequenza di attivazione potenziale e la concentrazione intracellulare di calcio nei neuroni del nucleo sopramatico. Ciò si ottiene preparando la fetta di cervello per la registrazione dei neuroni del nucleo della SMA utilizzando un microelettrodo riempito con la sonda sensibile al calcio. In una seconda fase, il microelettrodo viene sigillato con la membrana neuronale.Successivamente, la membrana neuronale sigillata con il micro elettrodo viene rotta per introdurre la sonda fluorescente di calcio nei singoli neuroni e per registrare insieme all'attività elettrica della membrana si ottengono risultati che mostrano misurazioni di tensione o corrente e immagini della fluorescenza della sonda di calcio a due lunghezze d'onda L'alterazione del rapporto di fluorescenza a queste lunghezze d'onda riflette il cambiamento del calcio intracellulare all'interno del neurone. È possibile eseguire analisi successive per determinare la concentrazione di calcio della cellula. Il vantaggio principale di questa tecnica è che i cambiamenti nell'attività elettrica della membrana e nel calcio intracellulare prodotti dall'attivazione sinaptica possono essere misurati simultaneamente nei singoli neuroni del nucleo sopracosmetico.A dimostrare questa tecnica sarà il mio collega Dr.Robert Irwin. Iniziare questa procedura posizionando il cervello di ratto su una carta da filtro circolare inumidita con soluzione di affettatura su una capsula di Petri di vetro, appoggiata sul ghiaccio, tagliare la corona cerebrale solo per rimuovere il cervelletto e il tronco encefalico e tagliare porzioni dei lati destro e sinistro della corteccia, lasciando un blocco di cervello contenente l'ipotalamo e preservando con cura il lato ventrale del cervello contenente i nervi ottici SCN e il chiasma ottico. Dopodiché, stendere un sottile strato di colla acrilica Sano, abbastanza grande da attaccare il cervello e i blocchi di aros in una camera di taglio del microtomo ghiacciata.Trasferisci il blocco cerebrale ghiacciato con il lato co rivolto verso il basso sulla colla con il lato contenente l'SCN posizionato per primo per il taglio e i nervi ottici che formano una v rivolta verso l'alto, posiziona i blocchi aros su altri tre lati. Successivamente riempire la camera con un tampone per affettare a freddo e bollire continuamente con carbogeno. La colla acrilica Sano si solidifica con l'umidità e mantiene in posizione i blocchi cerebrali e aros.Quindi tagliare le fette ipotalamiche coronali contenenti l'SCN a uno spessore compreso tra 220 e 250 micron. Si noti che il blocco sinistro si è staccato durante il taglio. Questo può accadere se viene applicata una colla insufficiente.Successivamente, identificare la sezione contenente il SCN. Tipicamente, viene scelta una fetta in cui il chiasma ottico è di circa due o quattro millimetri di diametro, che appare come una banda bianca con il SCN appena dorsale che appare come due piccole rientranze nel chiasma ottico su entrambi i lati del terzo ventricolo. Trasferire una fetta nella camera di registrazione a 36 gradi Celsius montata sul tavolino di un microscopio.La camera è riempita con una soluzione di registrazione a flusso continuo a due millilitri al minuto. Aerato con il 95% di carbogeno e preriscaldato con un riscaldatore in linea. Identificare l'SCN osservando i due nuclei traslucidi dell'SCN su entrambi i lati del terzo ventricolo, dorsali al chiasma ottico che appare come una banda nera quando illuminato dalla luce trasmessa.Per preparare il microelettrodo per la registrazione, riempirlo con la soluzione interna contenente la sonda di calcio filtrata con un filtro a siringa da quattro millimetri tramite un tubo di microriempimento. Quindi posizionare il microelettrodo nel supporto del microelettrodo. Quindi, applicare una piccola quantità di pressione positiva continua all'elettrodo.Abbassare il microelettrodo nella camera di registrazione con la guida dell'illuminazione a luce rossa. Quindi posizionare il microelettrodo sull'SCN utilizzando un obiettivo a bassa potenza. Successivamente, passare il microscopio a un ingrandimento ad alta potenza per selezionare una sottoregione di SCN e un singolo neurone SCN.Continuare ad applicare una leggera pressione positiva al microelettrodo mentre avanza sulla superficie della cella. Una volta che è sulla superficie, applicare una leggera pressione negativa per formare una tenuta con una resistenza da tre a 10 giga ohm. Successivamente, regolare la tensione della membrana a meno 60 millivolt.Quindi applicare un'ulteriore pressione negativa all'elettrodo per rompere la membrana cellulare al fine di formare il bloccaggio del cerotto dell'intera cellula. Dopo essere entrati nella modalità dell'intera cellula, il soma del neurone SCN e i dendriti verranno riempiti con la sonda fluorescente. Misurare la tensione della membrana in modalità pinza amperometrica o la corrente in modalità pinza amperometrica.Mentre i dati dell'immagine della sonda di calcio vengono monitorati e memorizzati, le immagini acquisite possono essere visualizzate insieme a un grafico di dati di fluorescenza con rapporto di 340 nanometri e 380 nanometri. Durante l'esperimento, un mono cronometro viene utilizzato per ottenere le misurazioni quantitative del calcio esponendo rapidamente l'SCN alla luce UV. A 340 nanometri e 380 nanometri, la luce di eccitazione passa attraverso un filtro ottico UG 11 per limitare le lunghezze d'onda armoniche sopra i 400 nanometri e uno specchio dicroico DCLP da 400 nanometri riflette la luce sul tessuto.La luce emessa passa attraverso un filtro di emissione a 510 nanometri e viene catturata dalla fotocamera. Per analizzare il risultato, selezionare una regione di interesse dall'immagine iniziale e una regione di sfondo da convertire in unità di intensità di fluorescenza relativa. I dati della regione di interesse vengono visualizzati in tempo reale durante l'esperimento.Lo sfondo viene utilizzato in seguito nella successiva analisi dei dati. Ecco un'immagine in campo chiaro di una fetta coronale di ipotalamo contenente il SCN e il chiasma ottico. Un micro elettrodo di vetro riempito con una soluzione interna contenente BISRA two viene sigillato su un singolo neurone.Qui sono mostrate le risposte del calcio a una serie di 50 passi di tensione registrati da un neurone SCN con tensione bloccata. Le correnti di sodio voltaggio-dipendenti sono state inibite con TTX 0,5 micromolari, e questa è un'immagine di cattura dello schermo delle regioni somatiche e dendritiche di interesse corrispondenti alle risposte del calcio. Questi sono gli esempi di risposte del calcio a un numero variabile di gradini di tensione.Questa figura mostra la registrazione simultanea del voltaggio di membrana e del calcio intracellulare. In un neurone SCN, l'esperimento del current clamp è stato eseguito in presenza di 50 ritossina micromolare. Una piccola depolarizzazione del potenziale di membrana ha innescato diversi periodi di azione, che si attivano con un corrispondente aumento e successiva diminuzione del calcio intracellulare.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come preparare fette sane di cervello del nucleo supracosmetico e di eseguire esperimenti elettrofisiologici e di imaging simultanei. Non dimenticare che lavorare con la luce ultravioletta può essere estremamente pericoloso e che durante l'esecuzione di questa procedura è necessario prendere sempre precauzioni come indossare un'adeguata protezione per gli occhi.

simultaneous-electrophysiological-recording-calcium-imaging

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

La registrazione simultanea dei segnali di calcio da parte dei neuroni identificati e comportamento alimentare di Drosophila melanogaster</em

Comprensione della funzione del sistema nervoso centrale dei vertebrati richiede registrazioni da molti neuroni perché funzione corticale pone a livello di popolazioni di neuroni. Qui si descrive un metodo ottico per registrare l'attività neurale suprathreshold con risoluzione di singola cellula e single-spike, dithering casuale scansione in accesso. Questo metodo registra somatiche segnali di calcio di fluorescenza da un massimo a 100 neuroni con alta risoluzione temporale. Un algoritmo di...

Registrazione ottica di attività neurale suprathreshold con risoluzione singola cellula e single-picco

La preparazione di fettine cerebrali acute di ippocampo isolato, così come le registrazioni elettrofisiologiche simultanee di astrociti e neuroni...

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Descriviamo la preparazione di sottili fettine di retina da acquatico salamandre tigre...

Registrazioni simultanee a cellule di fotorecettori e dei neuroni di secondo ordine in un anfibio Retinal Fetta Preparazione

Registrazioni simultanee extracellulari lungo termine provenienti da due diversi neuropiles cerebrali o due diversi tratti anatomici sono stati stabiliti nelle api. Queste registrazioni permettono lo studio di aspetti temporali del trattamento neuronale attraverso diverse aree cerebrali del singolo neurone, così come a livello di complesso in un animale comportarsi.

Registrazioni simultanee a lungo termine in due fasi neuronale Processing in Comportarsi api

Questo protocollo descrive un metodo semplice per la registrazione simultanea di co-localizzato l'elettroencefalografia (EEG) e multi-laminare locale campo potenziale in un ratto anestetizzato. Un foro della bava nel cranio per l'inserimento di un microelettrodo è indicato per produrre distorsione trascurabile del segnale EEG.

Registrazione simultanea di co-localizzato elettroencefalografia e potenziali di campo locale nel roditore

Questo studio introduce un metodo per la registrazione simultanea di potenziali di campo locale nel cervello, elettrocardiogrammi, i electromyograms e segnali di un ratto liberamente commovente di respirazione. Questa tecnica, che riduce i costi di sperimentali e semplifica l'analisi dei dati, contribuirà alla comprensione delle interazioni tra il cervello e gli organi periferici.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Le protesi retiniche hanno la capacità di generare percezioni visive. Per far progredire lo sviluppo di nuove protesi, sono necessari metodi ex vivo per testare i dispositivi prima dell'impianto. Questo articolo fornisce un protocollo completo per studiare l'attività del calcio nello strato di cellule gangliari retiniche quando sottoposto a stimolazione elettrica.

Imaging del calcio nelle retine piatte stimolate elettricamente

Questo protocollo fornisce una descrizione completa di un metodo per la registrazione simultanea dei segnali di calcio provenienti da neuroni e astrociti attraverso molteplici regioni cerebrali legate alla memoria e ne dimostra l'applicazione durante un paradigma di apprendimento e comportamento della memoria.

Un metodo di fotometria a fibre a doppio colore per registrare l'attività degli astrociti-neuroni in più regioni cerebrali durante l'apprendimento e i comportamenti di memoria

Impara la registrazione elettrofisiologica e l'imaging del calcio simultanei nei neuroni del nucleo soprachiasmatico utilizzando la tecnica patch clamp con bis-fura-2. Questo metodo permette di studiare l'interazione tra attività elettrica e dinamica del calcio intracellulare.

Registrazione elettrofisiologica simultanea e imaging del calcio dei neuroni del nucleo soprachiasmatico

Esplora altri video