Drosophila melanogaster, comunemente noto come moscerini della frutta, sono un organismo modello frequentemente utilizzato per la ricerca sulle scienze della vita. Anche se iniziare una collezione di queste creature può sembrare facile come lasciare una banana sul bancone della cucina per troppo tempo, una colonia di mosche produttiva in laboratorio richiede un’attenta allevamento e manutenzione.
Questo video mostra i passaggi necessari per mantenere uno stock di mosche sano. La panoramica inizia con la preparazione e la conservazione del lievito e dei mezzi contenenti zucchero su cui si nutrono le mosche. Successivamente, vengono mostrati i vasi più comunemente usati per ospitare Drosophila, nonché come e quando spostare le mosche tra questi contenitori. Infine, la presentazione include anche esempi dei modi in cui le condizioni di alloggio e alimentazione sono manipolate per esperimenti biologici.
Il successo della ricerca sulla Drosophila melanogaster dipende dalla corretta manutenzione e allevamento di questo prezioso organismo modello. Il seguente video discuterà i passaggi necessari necessari per fornire una corretta alimentazione, alloggio e manipolazione della mosca.
Sebbene comunemente ciò sia conosciuto come il moscerino della frutta, Drosophila melanogaster in realtà sussiste sui microrganismi, come il lievito, che crescono sulla fermentazione della frutta. In laboratorio, la dieta della mosca viene modificata per scopi pratici. Sono disponibili diverse ricette, tutte contengono i componenti essenziali: zucchero e lievito. La seguente ricetta proviene dall’Università dell’Indiana a Bloomington, famosa per la sua vasta varietà di stock di mosche. Consiste di: acqua sterile, lievito, farina di soia, farina di mais gialla, agar per consistenza, sciroppo di mais e acido propionico per inibire la muffa e la crescita batterica. Questi ingredienti vengono combinati, riscaldati, mescolati e quindi distribuiti in flaconcini di plastica utilizzando una pompa. Dopo essere stati riempiti, i flaconcini vengono tappati con un tappo di cotone, avvolti e raffreddati a 4 °C. Una volta solidificato, il cibo viene sterilizzato tramite autoclave.
Ora che abbiamo imparato un po ‘su cosa mangiano le mosche, diamo un’occhiata a dove vivono e come vengono gestite.
Una varietà di contenitori viene utilizzata per ospitare le mosche. Le fiale sono utilizzate per la manutenzione delle mosche e contengono in modo ottimale 50-100 adulti. Le bottiglie sono utilizzate per culture più grandi e ospitano 300-600 mosche adulte. Gli incubatori controllano l’ambiente e sono in grado di contenere centinaia di fiale e bottiglie. Le normali condizioni di conservazione per le mosche sono 25 °C e 60-65% di umidità relativa.
Quando si lavora con le mosche, è importante praticare un’etichettatura e una documentazione adeguate e mantenere un ambiente pulito per mantenere l’integrità delle linee di volo e degli esperimenti. Un contenitore deve essere cambiato quando circa la metà delle pupe si è chiusa o ha lasciato l’involucro pupale. Gli involucri appariranno chiari.
A proposito, lo stadio pupale si verifica tra gli stadi larvale e adulto, ed è il momento in cui le larve incubano e si sviluppano in un adulto. Per identificare gli involucri pupali come chiari, tenere il contenitore fino a una fonte di luce e ispezionare la pupa.
Le mosche vengono trasferite in fiale con mezzi freschi – un nome di fantasia per il cibo volante – attraverso un processo noto come “mosche che girano”. Prima di lanciare le mosche, ispezionare il supporto per l’integrità. Le mosche non possono sopravvivere con cibo incrinato con secchezza o contaminato da muffe o batteri.
Per capovolgere le mosche, in primo luogo, toccare delicatamente la fiala della mosca sul bancone per far cadere le mosche dai lati della fiala. Quindi rimuovere rapidamente il tappo e invertire rapidamente le mosche dal vecchio contenitore in uno nuovo. Questo processo viene eseguito rapidamente, per evitare che le mosche fuoriesceno o vengano schiacciate dal tappo e per impedire alle mosche sciolte di entrare nella fiala durante il capovolgimento.
Mentre il lancio delle mosche è il metodo preferito per il trasferimento di massa di Drosophila, l’anestesia è necessaria per lo smistamento delle mosche. Due metodi di anestesia saranno discussi qui: il raffreddamento e l’uso di anidride carbonica. Per raffreddare le mosche mettere la coltura in un congelatore a -20 °C per 8-12 minuti. Quindi posiziona le mosche su uno spazio di lavoro refrigerato e piatto per la selezione. Le mosche possono anche essere anestetizzate usando il freddo raffreddandole direttamente su una superficie congelata.
L’anidride carbonica è un metodo preferito per l’anestesia perché non causa mortalità acuta nelle mosche o pericolo per il ricercatore. Il sistema di erogazione della CO2 è costituito da: un serbatoio di CO2; un tubo collegato a un ago, per anestetizzare le mosche in fiale e flaconi; e un tubo collegato a una piastra di CO2 per l’analisi al microscopio.
Per anestetizzare le mosche, inserire l’ago co2 attraverso il tappo. In alternativa, toccare il contenitore su una superficie, rimuovere l’arresto e invertire rapidamente le mosche su una piastra di CO2, mantenendo un sigillo chiuso fino a quando le mosche non sono immobili. Usando un pennello o una pinca, sposta delicatamente le mosche nel nuovo contenitore.
Per scartare le mosche indesiderate, scaricale in un obitorio di mosche, che consiste in una grande bottiglia piena di isopropanolo o etanolo e olio minerale sormontato da un imbuto.
Ora che abbiamo visto come le mosche vengono mantenute e gestite in laboratorio, diamo un’occhiata a come le condizioni di alloggiamento e alimentazione vengono modificate per diversi esperimenti.
Alcuni esperimenti richiedono un alloggiamento alternativo per contenere una maggiore quantità di mosche.
In questo esperimento, il ricercatore utilizza una gabbia di popolazione di mosche per raccogliere una grande quantità di embrioni. Una gabbia per la popolazione di mosche è una scatola di plastica chiara in grado di contenere migliaia di mosche. Il ricercatore rilascia le mosche desiderate da diverse bottiglie nella gabbia della popolazione di mosche, quindi posiziona piastre di agar nella gabbia per raccogliere gli embrioni.
Alcuni esperimenti richiedono la manipolazione della dieta della mosca.
In questo esperimento, il ricercatore vuole osservare la risposta di fuga delle mosche transgeniche che esprimono un canale ionico attivato dalla luce nei neuroni che regolano la risposta di fuga delle mosche. La dieta Drosophila è integrata con “all-trans-retinal”, che è un cofattore per questo canale e gli consente di funzionare. Questo viene fatto sciogliendo il cibo e aggiungendo il reagente. La mosca viene quindi esposta alla luce blu che attiva il canale e induce la risposta di fuga e il tempo impiegato per volare misurato.
Una varietà di condizioni di alloggiamento e movimentazione può essere manipolata per la sperimentazione.
In questo esperimento, viene creata un’elaborata “torre di potere” per studiare gli effetti dell’esercizio sulla Drosophila. La torre di potenza è una macchina che sale e scende continuamente, sfruttando la risposta naturale della mosca per muoversi verso l’alto, contro la gravità, che è nota come “geotaxi negativa”.
Le prestazioni delle mosche esercitate nella torre di potenza vengono misurate utilizzando un test rapid iterativo negativo Geotaxis, o test RING in breve. Le mosche in fiale vuote sono poste davanti a una telecamera. Le fiale vengono toccate e le distanze scalate vengono registrate. Questo esperimento mostra che rispetto a un gruppo di controllo l’esercizio ha avuto un impatto positivo sull’attività nel tempo.
Questo video Di JoVE ha coperto la manutenzione e l’allevamento di Drosophila melanogaster. Dopo aver visto questo video dovresti essere in grado di preparare supporti per il cibo delle mosche, identificare correttamente l’alloggiamento appropriato, capovolgere le mosche ed eseguire semplici esperimenti. Grazie per l’attenzione!
Successful Drosophila melanogaster research hinges upon correct maintenance and husbandry of this valuable model organism. The following video will discuss the necessary steps required to provide proper nutrition, housing, and handling of the fly.
Though commonly know as the fruit fly, Drosophila melanogaster actually subsists on the microorganisms, such as yeast, that grow on fermenting fruit. In the lab, the fly’s diet is modified for practical purposes. Several recipes are available, and all contain the essential components: sugar and yeast. The following recipe is from the University of Indiana in Bloomington, famous for its vast variety of fly stocks. It consists of: sterile water, yeast, soy flour, yellow cornmeal, agar for texture, corn syrup, and propionic acid to inhibit mold and bacterial growth. These ingredients are combined, heated, stirred, and then distributed into plastic housing vials using a pump. After they are filled, the vials are plugged with a cotton top, wrapped, and cooled at 4 °C. Once solidified, food is sterilized via autoclaving.
Now that we’ve learned a bit about what flies eat, let’s have a look at where they live and how they’re handled.
A variety of containers are used for housing flies. Vials are used for fly maintenance and optimally contain 50-100 adults. Bottles are used for larger cultures and house 300-600 adult flies. Incubators control the environment and are capable of holding hundreds of vials and bottles. The normal storage conditions for flies are 25 °C and 60-65% relative humidity.
When working with flies, it is important to practice proper labeling and documentation, and to keep a clean environment to maintain the integrity of fly lines and experiments. A container must be changed when about half of the pupae have eclosed, or left the pupal casing. The casings will appear clear.
FYI, the pupal stage occurs between the larval and adult stages, and is the time when the larvae incubate and develop into an adult. To identify pupal casings as clear, hold the container up to a light source and inspect the pupa.
Flies are transferred to vials with fresh media — a fancy name for fly food — via a process known as “flipping flies.” Before flipping flies, inspect the media for integrity. Flies cannot survive on food cracked with dryness or contaminated with mold or bacteria.
To flip flies, first, tap the fly vial gently on the counter to knock flies off the sides of the vial. Then quickly remove the stopper, and invert the flies from the old container rapidly into a new one. This process is done rapidly, to prevent flies from escaping or being crushed by the stopper, and to prevent loose flies from entering the vial during flipping.
While flipping flies is the preferred method for the bulk transfer of Drosophila, anesthetization is required for sorting flies. Two methods of anesthetization will be discussed here: chilling, and using carbon dioxide. To chill flies place the culture in a -20 °C freezer for 8-12 minutes. Then place flies onto a chilled, flat workspace for selection. Flies can also be anesthetized using cold by chilling them directly on a frozen surface.
Carbon dioxide is a preferred method for anesthetization because it does not cause acute mortality in flies or danger to the researcher. The CO2 delivery system is made up: of a CO2 tank; a tube connected to a needle, to anesthetize flies in vials and bottles; and a tube connected to a CO2 plate for analysis under the microscope.
To anesthetize flies, insert the CO2 needle through the stopper. Alternatively, tap the container on a surface, remove the stop, and quickly invert the flies onto a CO2 plate, keeping a closed seal until the flies are immobile. Using a brush or forceps, gently move the flies into the new container.
To discard unwanted flies, dump them into a fly morgue, which consists of a large bottle filled with isopropanol or ethanol and mineral oil topped with a funnel.
Now that we’ve seen how flies are maintained and handled in the laboratory, let’s have a look at how housing and feeding conditions are modified for different experiments.
Some experiments require alternative housing in order to contain a greater amount of flies.
In this experiment, the researcher uses a fly population cage to collect a large quantity of embryos. A fly population cage is clear, plastic box capable of holding thousands of flies. The researcher releases the desired flies from several bottles into the fly population cage, then places agar plates into the cage to collect embryos.
Some experiments demand the manipulation of the fly diet.
In this experiment, the researcher wants to observe the escape response of transgenic flies that express a light-activated ion channel in neurons that regulate the flies’ escape response. The Drosophila diet is supplemented with “all-trans-retinal”, which is a cofactor for this channel and allows it to function. This is done by melting the food and adding the reagent. The fly is then exposed to blue light that activates the channel and induces the escape response, and the time taken to fly measured.
A variety of housing and handling conditions can be manipulated for experimentation.
In this experiment, an elaborate “power tower” is created to study the effects of exercise on Drosophila. The power tower is a machine that continually rises and drops, taking advantage of the fly’s natural response to move upward, against gravity, which is known as “negative geotaxis.”
The performance of the flies exercised in the power tower is measured using a Rapid Iterative Negative Geotaxis assay, or RING assay for short. Flies in empty vials are placed in front of a camera. The vials are tapped, and the distances climbed are recorded. This experiment shows that compared to a control group exercise had a positive impact on activity over time.
This JoVE video has covered the maintenance and husbandry of Drosophila melanogaster. After watching this video you should be able to prepare fly food media, properly identify appropriate housing, flip flies, and perform simple experiments. Thanks for watching!
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