Una nuova procedura per valutare le proprietà di rinforzo di Tastants nei ratti di laboratorio: operante intraorale autosomministrazione

L'obiettivo generale di questa procedura è applicare i principi dell'autosomministrazione operante per via endovenosa di sostanze stupefacenti allo studio dell'autosomministrazione operante di soluzioni dolci somministrate mediante infusione intraorale. Questo viene realizzato innanzitutto impiantando chirurgicamente nei ratti una cannula intraorale e un attacco cranico. Il secondo passaggio della procedura consiste nella selezione dello zucchero di interesse e nella preparazione delle concentrazioni adeguate della soluzione per l'autosomministrazione all'interno di camere operanti.

Il terzo passaggio della procedura consiste nel posizionare i ratti nelle camere operanti, collegare i loro cannuli IO al tubo appropriato e permettere agli animali di somministrarsi autonomamente infusioni IO della soluzione mediante diverse concentrazioni e diversi programmi di rinforzo. L'ultimo passaggio della procedura consiste nel rimuovere i ratti dalle camere operanti e sciacquare i loro cannuli con acqua in preparazione della successiva sessione di auto-somministrazione. In definitiva, si possono ottenere risultati che dimostrano come i ratti acquisiscano e mantengano l'auto-somministrazione di soluzioni dolci, e come il loro comportamento sia sensibile ai cambiamenti nella concentrazione della soluzione e nel programma di rinforzo impiegato attraverso l'auto-somministrazione IO.

Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come bere una soluzione da un beccuccio o rispondere attivamente per ottenere pellet solidi, è che questo dispositivo consente di testare qualsiasi concentrazione e qualsiasi volume di qualsiasi additivo alimentare solubile in acqua. Ancor più importante, possiamo somministrare infusioni passive a intervalli controllati di quantità precise delle soluzioni senza che l'animale debba compiere alcuna azione. Ciò rende possibile misurare risposte artificiali di gradimento mediante test di attività.

Qualsiasi studio sulle ricadute combinato con infusioni a intervalli può essere utilizzato per analizzare il recupero indotto da priming, nonché il potenziale recupero incrociato tra soluzioni Swiss e sostanze d'abuso. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nei settori della dipendenza alimentare e dell'obesità, come l'identificazione dei substrati neurologici responsabili dell'acquisizione, del mantenimento e della ricaduta nella ricerca compulsiva di cibi dolci, oltre all'individuazione dei fattori coinvolti nell'obesità indotta da dieta. Sarà inoltre possibile studiare i fattori genetici ed epigenetici implicati nello sviluppo della ricerca compulsiva del cibo.

Tutti gli esperimenti sono stati approvati dal Comitato per la Cura degli Animali dell'Università di Guelph e vengono eseguiti in conformità con le raccomandazioni del Consiglio Canadese per la Cura degli Animali. Per costruire la cannula IO, tagliare un pezzo di tubo in plastica di polietilene, lungo circa 130 millimetri, per creare un'estremità svasata di tipo F da fissare nella cavità orale. Utilizzare un saldatore per riscaldare l'estremità del tubo per due-cinque secondi, quindi appiattire immediatamente il bordo riscaldato del tubo contro una superficie piana.

Tagliare un disco di rete chirurgica di circa sei-sette millimetri di diametro e infilarlo lungo il tubo fino a farlo appoggiare contro la parte posteriore dell'estremità a flangia F della cannula. Per ogni cannula IO, tagliare un ulteriore disco di rete chirurgica di circa otto millimetri di diametro e tre quadrati di elastico di sei millimetri per sei millimetri almeno 24 ore prima dell'intervento chirurgico. Sterilizzare la cannula IO, i dischi di rete chirurgica e i quadrati di elastico in una soluzione antibatterica circa 30 minuti prima dell'intervento chirurgico.

Somministrare un'iniezione sottocutanea dell'antibiotico dein e del farmaco analgesico meloxicam. Dopo aver utilizzato l'isoflurano per indurre l'anestesia generale seguendo il protocollo descritto nel testo e aver verificato la sedazione mediante pinzatura del dito del piede, utilizzare un bastoncino di cotone per applicare un anestetico topico lungo la guancia interna sinistra, dove verrà impiantata la cannula. Successivamente, iniettare un anestetico locale, come lidocaina HCl, nel sito dell'incisione previsto per l'ago della biopsia e per il basamento cranico.

Applicare un unguento oculare lubrificante su entrambi gli occhi. Successivamente, rasare una zona di capelli di 10 per 10 millimetri alla base del collo. Utilizzare garza sterile per detergere la zona con sapone antibatterico, seguito da alcol al 70%.

E infine, Betadine. Quindi inserire un ago in acciaio inossidabile da 15 gauge alla base del collo e spostarlo sottocutaneamente intorno all'orecchio fino alla guancia sinistra. Posizionare la punta dell'ago e farla passare attraverso la guancia dietro il primo molare all'interno della cavità orale.

Fare passare la cannula IO attraverso la punta dell'ago sporgente, quindi rimuovere l'ago, lasciando solo la cannula. Infilare un disco di rete chirurgica seguito da tre dischi quadrati elastici sulla porzione esterna della cannula, e farli scivolare fino alla cute esposta sulla nuca per stabilizzarla. Successivamente, utilizzare un collutorio antibatterico per lavare la cannula IO prima dell'intervento chirurgico sulla sommità del capo. Modificare un bullone in nylon rimuovendone la testa, quindi intagliare una scanalatura di due millimetri lungo la filettatura.

Dopo aver rasato una striscia di capelli di 10 per 20 millimetri lungo la linea mediana della testa, utilizzare una garza sterile per tamponare e pulire l'area rasata come mostrato in precedenza per la guancia; con un bisturi chirurgico, effettuare un'incisione lunga 20 millimetri lungo il piano sagittale. Successivamente, utilizzare un trapano manuale per praticare quattro fori, due per ciascun lato della sutura. Infine, dopo l'intervento chirurgico, fissare il bullone al cranio utilizzando viti da orologiaio e cemento dentale.

Alloggiare il ratto in una gabbia individuale e monitorare per 24 ore. Fare riferimento al protocollo scritto per le cure aggiuntive e la pulizia del cannula IO per esperimenti condotti nella camera operante. Descritto nel protocollo scritto.

Utilizzando acqua deionizzata ottenuta per osmosi inversa, preparare diluizioni all'8% e al 50% di sciroppo di mais ad alto contenuto di fruttosio (HFCS) al 55% dopo aver pesato il ratto e trasferito quest'ultimo nella sua gabbia domestica nella stanza dei test. Rimuovere il cibo o la lettiera che potrebbero accumularsi nel cannula IO utilizzando una siringa da 12 millilitri dotata di un ago da 16 gauge e 50 millimetri di tubo in polietilene per far passare aria attraverso il cannula nella camera operante. Utilizzare un ago da 20 gauge come supporto per collegare il cannula IO al tubo in teflon.

Fissare la parte inferiore del tubo nella scanalatura della cinghia e collegare la parte superiore a un giunto girevole protetto da un braccio oscillante. Quindi collegare la base della molla al filetto del bullone montato sulla testa del ratto. Lasciare che il ratto si abitui alla camera per cinque minuti, quindi iniziare la sessione di auto-somministrazione attivando la luce ambientale.

Introdurre le due leve retrattili e accendere lo stimolo luminoso sopra la leva attiva per 30 secondi. Per il test con rapporto progressivo, o PR, e tutti i successivi test PR, utilizzare il programma PR descritto da Richardson e Roberts, in cui l'aumento del rapporto di risposta è pari a cinque volte E elevato al numero di iniezioni moltiplicato per 0,2, meno cinque. Per le sessioni di acquisizione dalla prima alla decima, utilizzare un programma di rinforzo continuo, in base al quale ogni pressione sulla leva attiva determina la somministrazione di un'infusione di 80 microlitri della soluzione in esame della durata di 2,5 secondi, per consentire un tempo sufficiente per l'ingestione; impostare un periodo di timeout di 27,5 secondi, durante il quale la leva attiva viene ritratta e la luce dello stimolo viene attivata.

Non imporre un limite al numero di infusioni disponibili all'interno di ogni sessione di auto-somministrazione intraoperatoria. Se il ratto non risponde alla leva attiva per 20 minuti consecutivi, preparare il ratto facilitandone la pressione una volta sulla leva attiva. Al termine delle sessioni di auto-somministrazione, rimuovere il ratto dalla camera operante.

Utilizzare due millilitri di acqua per lavare il cannula IO e restituire il ratto alla sua gabbia nell'ambiente della colonia. Seguire il programma di alimentazione indicato nel protocollo testuale. Questa figura mostra la risposta operante sulle leve attiva e inattiva durante l'auto-somministrazione di 8, 25 o 50% di HFCS per 10 sessioni consecutive.

I ratti acquisiscono l'auto-somministrazione orale di HFCS entro le prime tre sessioni e mantengono una risposta stabile sulla leva attiva per il resto della fase di acquisizione. Sono evidenti anche differenze dipendenti dalla concentrazione nelle risposte alla leva attiva. Ad esempio, rispetto al 25% di HFCS, la risposta è significativamente inferiore nei ratti che auto-somministrano il 50% di HFCS.

I ratti mantengono un livello intermedio di risposta operante quando viene somministrato loro HFCS all'8% e mostrano una maggiore variabilità individuale nell'assunzione, nelle risposte alla leva attiva e nel breakpoint, definito come l'ultima infusione ricevuta a causa della mancata risposta sulla leva attiva per almeno un'ora; questi dati sono presentati rispettivamente in questi grafici. Nel test PR uno, si osserva una frequenza modesta di risposte per tutte le concentrazioni di HFCS. Tuttavia, emergono differenze tra i gruppi nel test due, in cui concentrazioni più elevate inducono un numero maggiore di risposte e breakpoint più elevati.

Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante controllare frequentemente gli animali per verificare l'accumulo di liquido sul tappo cranico e le perdite durante la sessione di somministrazione intraorale. Inoltre, il tasso di perdita in questi esperimenti dovrebbe essere minimo, poiché l'intervento chirurgico di cannullatura IO può essere eseguito una seconda volta qualora gli animali rimuovessero o rosicchiassero la cannula tra le sessioni di somministrazione intraorale. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come modificare le procedure chirurgiche e le camere aperte per condurre esperimenti di somministrazione intraorale in ratti da laboratorio.