Name: Analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila /i (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-19T16:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Scopri l'analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila melanogaster. Questo metodo combina saggi comportamentali e microscopia a immunofluorescenza per correlare l'architettura neurale con i cambiamenti comportamentali.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Gli autori desiderano ringraziare Research Fund del Presidente da Saint Louis University assegnato a WSN

1. Manutenzione delle Gabbie Popolazione <ol><li> Mantenere gabbie popolazione a 25 ° C con un ciclo luce-buio 12 hr. Fintanto che i gruppi di controllo e sperimentali sono esposti alle stesse condizioni di illuminazione, allora questa tecnica può essere eseguita in un ambiente di laboratorio standard. </li><li> Consentire femmine depongono le uova durante la notte su piastre di agar succo di mela. </li><li> Raccogliere le larve neonate mantenendo piatti con le uova appena depositate a 25 ° C per 24 ore. Mettere un piccolo ciuffo di lievito nel centro della piastra per attirare le larve tratteggiata. </li><li> Raccogliere 1 ° instar larve che hanno migrato nel lievito in pasta nel centro della piastra di succo di mela. Utilizzare una spatola metallica per trasferirla a un piatto di succo di mela fresco. Ulteriori lievito in pasta può essere aggiunto a garantire il cibo adeguato finché vengono eseguiti i test. Piastre di succo d&#39;uva possono essere utilizzati anche al posto delle lastre di succo di mela. </li><li> Ottenere in ritardo 2 °-inizio 3 ° instar larvae consentendo il 1 ° stadi di età per 40-48 ore. All&#39;interno di questo campo le tariffe di alimentazione sono costanti 13. Età può essere confermata con l&#39;esame dei ganci bocca in quanto vi sono cambiamenti distinti in questa struttura ad ogni muta larvale. </li><li> Tardo 2 °-inizio 3 ° instar larve vengono raccolti per analisi di comportamento delicatamente e ampiamente lavaggio piatti succo di mela con acqua e raccogliere le larve su un filtro a rete. Le larve sono poi trasferiti ad una piastra di agar. </li><li> Tutte le analisi vengono eseguite in parallelo utilizzando controllo e animali da esperimento. </li></ol> 2. Paradigm Behavioral - Locomotion <ol><li> Posizionare un singolo 3 ° larva su un substrato di agar 2% in un piatto di coltura tissutale di 100 mm e consentono la larva acclimatare per 30 sec. Le larve usare i loro scleriti cephalopharyngeal (ganci bocca) per spingere i loro corpi attraverso la superficie del substrato agar. Questo viene fatto su un piatto a parte, perché it è più difficile da visualizzare le contrazioni del corpo nella soluzione lievito come l&#39;animale è quasi lo stesso colore del lievito. </li><li> Osservare e registrare ogni posteriormente al movimento anteriore sopra il substrato per un periodo di 1 min. n = 20 per ogni genotipo. Non più di 10 animali dovrebbero essere testati per piastra. </li></ol> 3. Comportamento Paradigm - Alimentazione <ol><li> Uso blunt Inox # 5 pinzette, trasferire accuratamente il 3 ° larva dalla piastra locomotore agar al centro di una piastra di agar-riempite sovrapposti con 5 ml di soluzione di lievito 2% del panettiere attivato. Assicurarsi che la soluzione sia omogenea come il lievito si depositerà nel tempo. Quando nella soluzione di lievito, larve in gran parte mantenute e mangimi, facilitando l&#39;osservazione del comportamento. Il tasso di bocca contrazioni gancio direttamente correlata con la quantità di cibo ingerito 14. </li><li> Lasciare larva di ambientarsi per 30 sec. </li><li> Osservare e registrare il numero dibocca contrazioni gancio per un periodo di 1 min. n = 20 per ogni genotipo. </li></ol> 4. Dissezioni Gut larvali <ol><li> Fare una soluzione di fissaggio di formaldeide al 4% EM-grade in 1x tampone fosfato salino (PBS) e mettere in un bicchiere posto a 3-bene. </li><li> Sezionare con attenzione vagando tardi 3 ° instar budella larvali in un piatto di vetro 3-bene usando la soluzione 1x PBS, assicurandosi che ogni volta che proventricolo è lasciata intatta. Con una pinza, tenere l&#39;estremità posteriore, e con l&#39;altra, tenere i ganci bocca. Tenendo l&#39;immobile estremità posteriore, tirare delicatamente i ganci bocca per accedere alle budella. Rimuovere eventuali relativi tessuti (ghiandole salivari, al cervello, corpo grasso, ecc), quindi trasferire ogni intestino al piatto 3-pozzetto contenente la correzione di formaldeide. Vagando 3 ° instar larva vengono utilizzati perché in questa fase di sviluppo, la larva cessa di alimentazione in preparazione per pupariation, e proventricolo viene cancellata di lievito. </li> &lt;li&gt; Incubare coraggio a 4 ° C per una notte in una scatola di coltura di tessuti opachi. </li><li> Prima di rimuovere la soluzione di fissazione di formaldeide dai pozzi, rimuovere il caeca gastrica e agganciare il midgut ~ 150 micron 2 dal proventricolo in modo che le proiezioni possono essere chiaramente visualizzate senza impedimenti. </li><li> Rimuovere formaldeide correzione dai pozzetti e sostituirla con 1x PBT (1x PBS, 0,1% privo di proteasi albumina di siero bovino, 0,1% Triton X-100) soluzione tampone. Lavare accuratamente le budella 6x per 10 min in 1x PBT. Mettere campioni di tessuto su un rotatore meccanico, mentre facendo lavaggi. </li><li> Incubare a 4 ° C per 1 ora a 10 -6 M 5-HT che permettono di migliorare serotonina. Lavare accuratamente le budella 6x per 10 min in 1x PBT. Studi precedenti hanno dimostrato che questa concentrazione di esogeno 5-HT non influisce architettura neuronale o densità varici in analisi immunoistochimica e semplicemente migliora il rapporto segnale-rumore 15-16. </li><li> Incubare a 4 &amp;# 176; C durante la notte in anti-serotonina anticorpo primario (monoclonale cresciuto a mouse o policlonali in coniglio). Lavare accuratamente le budella 6x per 10 min in 1x PBT. Mettere campioni di tessuto su un rotatore meccanico, mentre facendo lavaggi. </li><li> Incubare a 4 ° C per 90 min in anticorpo secondario (Alexa Fluor 568 IgG di capra anti-topo o anti-coniglio; 1:400 diluizione). Lavare accuratamente le budella 6x per 10 min in 1x PBT. Mettere campioni di tessuto su un rotatore meccanico, mentre facendo lavaggi. </li><li> Incubare a 4 mM di carbonato di sodio per 10 minuti su un agitatore rotante, quindi montare in 4% n-propile gallate/20 mM di carbonato di sodio, e vista in fluorescenza. Carbonato di sodio è usato per convertire i campioni al tampone e pH utilizzato nei mezzi di montaggio. </li><li> Cattura immagini di campioni di tessuto immunostained a 400X per l&#39;analisi. </li></ol> 5. Analisi dei circuiti neurali <ol><li> Fibre neurite sono stati quantificati (numero e dimensioni delle varicie grado di ramificazione) utilizzando Neuroleucida e Neuroexplorer. Tuttavia, questo può anche essere effettuata manualmente o utilizzando semplici neuriti Tracer (una applicazione che può essere scaricato online gratuito). </li><li> Tracciare le singole proiezioni fibra dal cervello al proventricolo e quantificare il numero varici, le filiali e il numero di grandi varicosità per unità di lunghezza. Le fibre assonali sporgenti dal cervello vengono raggruppati nel nervo Recurrens e non sono accessibili per l&#39;analisi fino a raggiungere proventricolo dove si separano e fasciculate. </li></ol>

<ol><li>Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+do+neurotransmitters+act+like+growth+factors%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Perspect+Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Why do neurotransmitters act like growth factors?</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 Forthcoming.</li>
<li>Herlenius, E., Lagercrantz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotransmitters+and+neuromodulators+during+early+human+development%5BTitle%5D)+AND+%22Early+Hum.+Dev%22%5BJournal%5D)">Neurotransmitters and neuromodulators during early human development.</a> Early Hum. Dev. 65, 21-37 Forthcoming.</li>
<li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li>
<li>Sodhi, M., Sanders-Bush, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+and+brain+development%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Serotonin and brain development.</a> International Review of Neurobiol. 59, 111-174 (2004).</li>
<li>Goldberg, J., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+and+function+of+the+neurotransmitter+serotonin+during+development+of+the+Helisoma+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system.</a> Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).</li>
<li>Goldberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+regulation+of+neurite+outgrowth+in+identified+neurons+from+mature+and+embryonic+Helisoma+triyolvis%5BTitle%5D)+AND+%22Perspect+Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).</li>
<li>Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+selectively+inhibits+growth+cone+motility+and+synaptogenesis+of+specific+identified+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Sci%22%5BJournal%5D)">Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons.</a> Sci. 226, 561-564 (1984).</li>
<li>Neckameyer, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+trophic+role+for+serotonin+in+the+development+of+a+simple+feeding+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit.</a> Dev. Neurosci. 32, 217-237 Forthcoming.</li>
<li>De Vry, J., Schreiber, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+selected+serotonin+5-HT+1+and+5-HT+2+receptor+agonists+on+feeding+behavior%3A+possible+mechanisms+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Biobehav.+Rev%22%5BJournal%5D)">Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).</li>
<li>Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spieß, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+brain+can+eat%3A+Establishing+the+existence+of+a+central+pattern+generator+for+feeding+in+third+instar+larvae+of+Drosophila+virilis+and+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).</li>
<li>Spieß, R., Schoofs, A., Heinzel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+of+the+stomatogastric+nervous+system+associated+with+the+foregut+in+Drosophila+melanogaster+and+Calliphora+vicin+third+instar+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae.</a> J. Morphol. 269, 272-282 (2008).</li>
<li>Neckameyer, W. S., Bhatt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophic+actions+of+dopamine+on+the+development+of+a+serotonergic+feeding+circuit+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Cent+NeuroSci%22%5BJournal%5D)">Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster.</a> Biomed Cent NeuroSci. 13, 26(2012).</li>
<li>Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+larval+feeding+behavior+in+Drosophila+melanogaste%5BTitle%5D)+AND+%22Genet.+Res%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste.</a> Genet. Res. 24, 163-173 (1975).</li>
<li>Joshi, A., Mueller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+higher+feeding+rate+in+Drosophila+due+to+density-dependent+natural+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution%22%5BJournal%5D)">Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection.</a> Evolution. 42, 1090-1093 (1988).</li>
<li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li>
<li>Sykes, P., Condron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+sensitivity+to+serotonin+of+Drosophila+varicosities+in+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system.</a> Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).</li>
<li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Running+hot+and+cold%3A+behavioral+strategies%2C+neural+circuits%2C+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+inC.+elegansand+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila.</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li>
<li>McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+sensing+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Archives%22%5BJournal%5D)">Temperature sensing across species.</a> Pflugers Archives. 454, 777-791 (2007).</li>
</ol>

Non abbiamo nulla da rivelare.

Sviluppo aberrante del circuito stomatogastric serotoninergico, che si verifica durante la tarda embriogenesi, influenzerà la sua funzione maturo. Modifiche della struttura neurite innervano l&#39;intestino può essere correlato con l&#39;uscita funzionale del circuito, che sta alimentando tasso (misurato dalla bocca contrazioni gancio in una soluzione di lievito) (Figura 1). L&#39;utilizzo del sistema bipartito UAS-GAL4 in Drosophila permette di indirizzare specificamente up-o down-regolato esp...

Drosophila è estremamente potente sistema modello per lo studio dello sviluppo del circuito neurale a causa di tempi rapidi generazione, a basso costo sperimentale, e la capacità di manipolare e controllare i fattori genetici e ambientali. Neurogenesi, constatazione percorso neuronale e la sinaptogenesi sono conservati tra l&#39;uomo e Drosophila, quindi i meccanismi di creazione, il mantenimento e la modifica dei circuiti neurali sono conservati pure. Neurotrasmettitori, come la serotonina (5-idrossitriptamina, o 5-HT) possono servire come fattori di crescita prima di adottare il loro ruolo di molecole di segnalazione nel maturo circuito neurale 1-3 Studi precedenti hanno dimostrato che perturbato livelli di 5-HT durante l&#39;embriogenesi alterare la connettività dei neuroni maturi 4. Altri hanno dimostrato che l&#39;applicazione ectopica di 5-HT a neuroni in coltura Helisoma reprimere neuriti e sinaptogenesi 5-7. In Drosophila, sviluppo livelli di 5-HT sono inversamente proporzionali al numero di varici e dimensione, nonché il grado di aborization, lungo la lunghezza dei neuriti sporgenti al foregut dal CNS 8. Neurotrasmissione serotoninergica ha dimostrato di modulare i comportamenti alimentari di specie diverse, tra cui Drosophila 8-9. Il circuito di alimentazione in Drosophila è relativamente semplice circuito che può essere utilizzato come modello per correlare l&#39;uscita funzionale (alimentazione) con alterazioni nello sviluppo delle proiezioni assonale dal cervello foregut. Schoofs et al. hanno dimostrato che larvale Drosophila è regolata da generatori di pattern centrali che influenzano la muscolatura 10. Mentre l&#39;anatomia muscolare specifico non è completamente compreso, è stato dimostrato che il nervo antenne, nervo mascellare, e prothoracic nervo accessorio sono responsabili dei bersagli muscolari coinvolte nellacomportamento alimentare. La maggior parte dei dati che coinvolgono la muscolatura e del nervo anatomia di alimentazione invertebrato è limitata a Calliphora larve. Il tasso di alimentazione del secondo larve instar può essere valutato retrazione delle scleriti cephalopharyngeal (ganci bocca), ed è riproducibile e high-throughput. Le piastre cephalopharyngeal sono innervati da fibre di centrali neuroni 5-HT attraverso il nervo frontale. Il proventricolo, o foregut, è innervato da fibre serotoninergici (Recurrens del nervo) che fasciculate nel midgut e sono responsabili per la contrazione del foregut (Figura 1), 11-12. Cambiamenti nella ramificazione assonale, e il numero e le dimensioni delle varici lungo la lunghezza dei neuriti, possono essere quantizzati utilizzando tecniche immunoistochimiche. Manipolazione neuronale 5-HT durante lo sviluppo, direttamente o indirettamente, può modificare la potenza funzionale di questo circuito di alimentazione, che può essere valutato e correlata con i cambiamenti nel morphology dell&#39;architettura neurite.

<table><tbody><tr><td>Eclipse E-800 Microscopio</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroleucida</td><td>MBF Biosciences</td><td>NL-15</td><td>Utilizzato per analizzare l'architettura delle fibre intestinali, non è necessario disporre del</td></tr><tr><td>software di imaging Northern Eclipse</td><td>Empix Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>G-2E/C TRITC EX 528-553</td><td>Nikon Instruments</td><td>96312</td><td>Filtro per anticorpi</td></tr> <tr><td>secondari specificiN.A. 0,75; L.D. 0,72 mm; Prisma DIC: 40xI, 40x I-C; </td><td>Nikon Instruments</td><td>caricato a molla MRH00400</td><td>Obiettivo utilizzato per l'imaging</td></tr><tr><td>Simple Neurite Tracer</td><td>NIH Immagine J</td><td></td><td><a href="http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer">http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer</a></td></tr></tbody></table>

analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in drosophila</i

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Il circuito di alimentazione serotoninergico in Drosophila melanogaster larve può essere usato per studiare substrati neuronali di importanza critica durante lo sviluppo del circuito. Utilizzando l&#39;uscita funzionale del circuito di alimentazione, modifiche della struttura neuronale del sistema stomatogastric può essere visualizzata. Comportamento alimentare può essere registrato osservando il tasso di retrazione dei ganci bocca, che ricevono innervazione dal cervello. Comportamento locomotorio viene utilizzato come controllo fisiologico per l&#39;alimentazione, poiché larve utilizzare loro bocca ganci attraversare le un substrato di agar. Cambiamenti nel comportamento alimentare possono essere correlati con l&#39;architettura assonale dei neuriti innervano l&#39;intestino. Usando immunoistochimica è possibile visualizzare e quantificare questi cambiamenti. L&#39;uso improprio delle larve durante paradigmi di comportamento in grado di alterare i dati in quanto sono molto sensibili alle manipolazioni. La corretta rappresentazione dell&#39;architettura neurite innervanol&#39;intestino è critico per la quantificazione precisa del numero e delle dimensioni delle varici nonché l&#39;entità di nodi ramo. Analisi della maggior parte dei circuiti consentono solo per la visualizzazione di architettura neurite o effetti comportamentali, tuttavia, questo modello permette di correlare l&#39;uscita funzionale del circuito con menomazioni dell&#39;architettura neuronale.

Il circuito di alimentazione serotoninergico nella larva Drosophila può servire come un modello estremamente efficace per osservare l&#39;influenza di fattori particolari sullo sviluppo del sistema nervoso. Con quantificazione tasso di alimentazione, è possibile collegare l&#39;architettura assonale del circuito di alimentazione con la sua uscita funzionale (Figura 1). Il dosaggio locomotore viene utilizzato come controllo fisiologico per le retrazioni dei ganci bocca, poiché larve utilizzare l...

Il circuito di alimentazione in Drosophila melanogaster larve propone un modello semplice ma potente che consente modifiche del tasso di alimentazione per essere correlati con alterazioni della circuiti neurali stomatogastric. Questo circuito è composto di neuroni serotoninergici centrali che inviano proiezioni ai ganci bocca e foregut.

Analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

L'obiettivo generale di questa procedura è utilizzare il sistema modello Drosophila per correlare gli output comportamentali ai cambiamenti nell'architettura neurale. Questo viene raggiunto innanzitutto preparando gabbie di popolazione contenenti Drosophila adulte per raccogliere le larve. Il passaggio successivo della procedura consiste nel valutare l'abilità locomotoria delle larve a fine del secondo stadio e all'inizio del terzo stadio larvale.Il terzo passaggio consiste nel valutare il comportamento alimentare delle larve osservando l'estensione e la retrazione dei loro uncini boccali. L'ultimo passaggio prevede la dissezione e la preparazione di campioni ventricolari certificati da larve di terzo stadio finale, utilizzando tecniche di immunohistochimica. In definitiva, i risultati possono mostrare come le alterazioni nell'architettura neurale durante lo sviluppo siano correlate ai cambiamenti comportamentali, grazie all'uso combinato di saggi comportamentali e microscopia a immunofluorescenza.Le implicazioni di questa tecnica si estendono verso una migliore comprensione dello sviluppo dell'architettura neurale, consentendo di comprendere meglio l'evoluzione delle malattie neur

functional-analysis-of-the-larval-feeding-circuit-in-drosophila

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

La registrazione simultanea dei segnali di calcio da parte dei neuroni identificati e comportamento alimentare di Drosophila melanogaster</em

Larve di Drosophila sono in grado di associare stimoli odore con la ricompensa gustativa. Qui descriviamo un semplice paradigma comportamentale che permette l'analisi di appetitivo apprendimento associativo olfattivo.

Appetitivo apprendimento associativo olfattiva in<em&gt; Drosophila</em&gt; Le larve

Questo video dimostra la visualizzazione delle interazioni proteina-proteina alla giunzione neuromuscolare di Drosophila (NMJ) utilizzando il Proximity Ligation Assay (PLA). Dopo aver isolato le pareti corporee, le proteine interagenti vengono sondate con anticorpi primari e anticorpi secondari coniugati con PLA. La vicinanza delle proteine interagenti facilita la legatura delle sonde con oligonucleotidi connettori, formando DNA circolare, che viene poi amplificato dall'amplificazione del...

Rilevamento delle interazioni proteina-proteina nelle larve di Drosophila utilizzando un saggio di legatura di prossimità

Il test CApillary FEeder (CAFE) è un metodo semplice, economico e altamente affidabile per studiare i meccanismi alla base dell'assunzione di cibo. Utilizzato con l'organismo modello genetico altamente versatile Drosophila melanogaster, fornisce un potente mezzo per acquisire nuove informazioni sui meccanismi di regolazione dell'assunzione di cibo.

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Analisi quantitativa di assunzione di cibo con cibo tinto forniscono un robusto e ad alta velocità significa valutare motivazione d'alimentazione. Combinando l'analisi del consumo di cibo con termogenetica e schermi optogenetica è un approccio potente per studiare i circuiti neurali sottostanti l'appetito in adulto Drosophila melanogaster.

Combinando le analisi quantitativa l'ingestione di cibo e forzatamente attivazione di neuroni per studiare l'appetito in Drosophila

L'obiettivo di questo protocollo è misurare la contrazione delle colture e quantificare la distribuzione degli alimenti nell'intestino della Drosophila.

Misurare la motilità delle colture e il passaggio di cibo in Drosophila

Qui descritto è un protocollo che consente la quantificazione colorimetrica della quantità di cibo mangiata entro un intervallo di tempo definito dalle larve di Drosophila melanogaster esposte a diete di diversa qualità macronutriente. Questi test sono condotti nel contesto di uno schermo termogenetico neuronale.

Quantificazione dell'assunzione di macronutrienti in uno schermo neuronale termogenetico usando larve di Drosophila

Presentiamo un protocollo per un saggio di alimentazione a due scelte per le mosche. Questo test di alimentazione è veloce e facile da eseguire ed è adatto non solo per la ricerca di laboratorio su piccola scala, ma anche per schermi comportamentali ad alta produttività nelle mosche.

Un saggio rapido di preferenza alimentare in Drosophila

Il test dell'alimentatore di micropiasche offre un metodo economico e ad alta produttività per quantificare il consumo di alimenti liquidi in Drosophila. Un dispositivo stampato in 3D collega una micropiastra a 96 pozzette in cui le mosche sono alloggiate a una micropiastra da 1536 pozzene da cui le mosche consumano una soluzione di alimentazione con un colorante tracciante. Il declino del volume della soluzione viene misurato spettrofotometricamente.

Un test di alimentazione a micropiasche ad alta produttività per la quantificazione del consumo in Drosophila

Qui, discutiamo di un flusso di lavoro per preparare, sezionare, montare e visualizzare cervelli di espianti vivi da larve di terzo stadio di Drosophila melanogaster per osservare le dinamiche cellulari e subcellulari in condizioni fisiologiche.

Imaging delle cellule vive di Drosophila melanogaster Terzo stadio Larvale Cervelli

Il protocollo presenta un metodo ad alto rendimento ed economico per valutare la neurotossicità nel moscerino della frutta attraverso la quantificazione della disfunzione locomotoria come alternativa ai modelli tradizionali di mammifero. Mira a valutare gli effetti neurotossici di composti farmaceutici, agenti ambientali o modificazioni genetiche utilizzando un modello sensibile, riproducibile ed eticamente favorevole.

Analisi comportamentale della disfunzione locomotoria in Drosophila melanogaster come lettura della neurotossicità

Scopri l'analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila melanogaster. Questo metodo combina saggi comportamentali e microscopia a immunofluorescenza per correlare l'architettura neurale con i cambiamenti comportamentali.

Analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila

Esplora altri video