Name: Studio della Migrazione cellulare in canali microfabbricati (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Scopri un metodo quantitativo per studiare la migrazione cellulare confinata in canali microfabbricati in PDMS. Questa tecnica consente di analizzare le dinamiche di motilità cellulare in ambienti controllati con microscopia e analisi delle immagini.

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Gli autori riconoscono notevolmente la piattaforma PICT IBiSA presso l&#39;Institut Curie (CNRS UMR144). Questo lavoro è stato finanziato da sovvenzioni dal: Consiglio europeo della ricerca per AM.LD (Strapacemi 243.103), l&#39;Associazione Nationale pour la Recherche (ANR-09-piri-0027-PCVI), la fondazione InnaBiosanté (Micemico) a MP e AM. LD e il giovane ricercatore sovvenzione CER Strapacemi a AM.LD.

Nota importante: Questo protocollo presuppone che lo stampo contenente la forma per i microcanali desiderato è stato già fatto. Ulteriori informazioni sulla preparazione dello stampo è stato già pubblicato 10. Questo protocollo presuppone inoltre che la cultura DC midollo osseo è noto. 1. Chip Fabrication <ol><li> Mescolare olio PDMS e l&#39;agente indurente in un rapporto in peso 10:1 in una tazza di plastica. Mescolare accuratamente entrambi i composti. </li><li> Gettate la miscela sopra microcanali cuscinetto stampo. L&#39;altezza totale deve essere compresa tra 0,5-1 cm. </li><li> Rimuovere le bolle d&#39;aria in una campana barattolo vuoto durante 1 ora. </li><li> PDMS indurisce in stampo ponendo quest&#39;ultimo in stufa per 2 ore a 65 ° C. </li><li> Una volta che il PDMS è a temperatura ambiente, tagliare un grosso pezzo attorno alla struttura con una lama chirurgica e sfilarlo dallo stampo (Figura 1A). </li><li> Praticare fori dove verranno iniettate cellule (in genere 2 millimetri) e ridimensionare il PDMScon una lama chirurgica per adattarsi alle dimensioni di piatti con fondo di vetro, in cui sarà valutata la migrazione (Figura 1B). Prima di procedere, rimuovere la polvere residua dal piatto utilizzando salviette per la pulizia. Ciò favorisce il legame di PDMS al vetro descritto nella fase 1.10. </li><li> Pulire il chip PDMS ridimensionata contenente i canali attaccando e peeling nastro adesivo sui lati del dispositivo. </li><li> Sonicare i pezzi PDMS 30 sec a 70% di etanolo per rimuovere polveri e PDMS piccole particelle. Asciugare rapidamente poi soffiando aria pulita. </li><li> Attivare i PDMS (strutture verso l&#39;alto) e piatti della cultura in aereo (o di ossigeno) durante il trattamento al plasma 30 sec a 300 mTorr. </li><li> Posizionare entrambe le superfici attivate in contatto per attaccare definitivamente i PDMS al substrato. Se necessario, utilizzare pinze metalliche per premere leggermente sopra le PDMS per forzare il contatto tra il polimero e il vetro del piatto (Figura 1C). </li><li> Incubare il chip in forno a 65 ° C for 1 hr per rafforzare l&#39;associazione. </li></ol> 2. Rivestimento di microcanali <ol><li> Attivare l&#39;intera struttura da plasma di aria a 300 mTorr per 1 min. Ciò promuove l&#39;ingresso di liquido nei canali al passaggio successivo. </li><li> Riempire rapidamente i fori di ingresso del chip con fibronectina a 10 mcg / ml in acqua. Altri substrati quali PEG possono essere utilizzati per modificare l&#39;aderenza delle cellule alle pareti del canale. Prestare attenzione che il liquido si diffonde in tutta la struttura. Questo può essere facilmente controllato da occhi sotto la luce normale o utilizzando un microscopio in campo chiaro regolare. NOTA: In molto piccole strutture, in cui la diffusione è più difficile, entrata di liquido nei canali può essere forzato inserendo la struttura in una campana vaso vuoto per almeno 15 min. Per verificare l&#39;efficienza del rivestimento substrati fluorescenti possono essere utilizzati (Figura 2). </li><li> Incubare 1 ora a temperatura ambiente per permettere adsorbimento della fibronectina o qualsiasi altro rivestimento substrate alle pareti dei canali. </li><li> Lavare le strutture 3x con PBS per rimuovere il substrato nonbound. </li><li> Dopo il lavaggio, procedere al protocollo 3 o conservare il chip a 4 ° C per un uso successivo (24 ore al massimo). </li></ol> 3. Cella di carico <ol><li> Rimuovere la PBS dalla piastra e riempire il microsistema con mezzo cella. Lasciare incubare per 1 ora a saturare i canali con il mezzo. NOTA: Per gli esperimenti che coinvolgono farmaci come gli inibitori della molecola, si consiglia di Preincubare i canali con un mezzo contenente il farmaco alla giusta concentrazione. Inoltre, alcuni farmaci tendono a solubilizzare nella struttura PDMS che riduce la concentrazione efficace. Alcune soluzioni sono state proposte per contrastare questo problema 11-12. </li><li> Togliere DC galleggianti e recuperare cellule semi-aderenti mediante flussaggio con terreno di coltura. Contare le cellule utilizzando un emocitometro. NOTA: Per l&#39;imaging nucleo, un Hoechst 33342 colorazione può essere raggiunto in precedenza dalla incubating 2 x 10 6 cellule durante 30 min con il colorante a 200 ng / ml in terreno completo. Lavare due volte mediante centrifugazione per rimuovere l&#39;eccesso di colorante prima di proseguire il protocollo. </li><li> Centrifugare le cellule a 300 xg per 5 min (tempo e velocità possono essere diverse a seconda del tipo di cellula) e scartare il mezzo. Diluire il pellet per raggiungere una concentrazione di 20 x 10 6 cellule / ml. </li><li> Rimuovere l&#39;eccesso di mezzo dalla piastra e vuotare i fori di ingresso nella struttura PDMS utilizzando una micropipetta. Riempire le voci con 5 ml di soluzione di cellule per raggiungere un ammontare di 1 x 10 5 cellule in ogni foro di entrata. NOTA: elevata densità cellulare è necessario per favorire il contatto delle cellule con i canali. Bassa densità cellulare può risultare basso numero di cellule all&#39;interno canali e fallimento dell&#39;esperimento. </li><li> Incubare il microchip per 30 min a 37 ° C in incubatore. Aggiungere 2 ml di terreno completo al piatto esperimento. NOTA: L&#39;intera struttura PDMS deve be coperti per evitare l&#39;essiccazione delle cellule durante l&#39;esperimento. Se 2 ml non è sufficiente, aggiungere altro mezzo per coprire completamente la struttura PDMS. </li></ol> 4. Imaging <ol><li> Pulire la superficie inferiore esterna dei piatti con le salviettine prima di posizionare le piastre al microscopio. </li><li> Per analizzare la migrazione in gran numero di celle, utilizzare ingrandimento 10X e largo illuminazione in un campo di CO 2 e temperatura dotate di video-microscopio (Figura 3). Per facilitare il monitoraggio delle cellule, Hoechst colorazione e ai raggi UV può essere utilizzato (vedi punto 3.2). La migrazione può essere analizzata anche con microscopia confocale al fine di ottenere una maggiore risoluzione di strutture cellulari durante la migrazione. </li><li> Per microscopia time-lapse a 10X, scegliere una frequenza di tempo in funzione della velocità di cella attesi (tipicamente 2 min per cellule dendritiche migrano con una velocità di 5 micron / min). Nota: Il protocollo qui descritto fa not comprendono l&#39;analisi dei parametri di migrazione cellulare. Alcuni punti sono elencati nella discussione per consigliare i lettori su come procedere per estrarre informazioni da filmati time-lapse. </li></ol>

<ol><li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration%3A+a+physically+integrated+molecular+process%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li>
<li>Lämmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres%3A+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li>
<li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decisions+about+dendritic+cells%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li>
<li>Faure-André, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74%2C+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li>
<li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li>
<li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li>
<li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li>
<li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li>
<li>Heuzé, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Duménil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+in+confinement%3A+a+micro-channel-based+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li>
<li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convenient+method+for+modifying+poly%28dimethylsiloxane%29+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li>
<li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-Teflon+microfluidic+chips%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li>
<li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+first+World+Cell+Race%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui si descrive un dispositivo composto di microcanali come metodo per studiare le proprietà migratorie di gran numero di cellule in singoli esperimenti. Questo sistema sperimentale imita i vincoli ambientali confinati trovati nei tessuti da cellule migranti endogene. Tuttavia, forzando la migrazione in una sola dimensione, facilita inseguimento cella automatica e l&#39;estrazione di measurables (Figura 5). Mostriamo anche che il nostro dispositivo è compatibile con microscopia a fluorescenza e può pert...

La migrazione è una funzione cellulare complessa che è importante per molti processi fisiologici negli organismi multicellulari, incluso lo sviluppo, le risposte immunitarie e la rigenerazione dei tessuti. Inoltre, alcune situazioni patologiche come invasione tumorale e metastasi basano sulla motilità cellulare 1. Per queste ragioni, la migrazione cellulare è diventato un importante campo di studio nell&#39;ambito della ricerca sia fondamentale e traslazionale. In vivo, la maggior parte dei tessuti sono caratterizzati da una ricca matrice extracellulare ed elevata densità cellulare. La migrazione cellulare quindi, in condizioni fisiologiche, avviene in un ambiente confinato complesso. Classicamente, molto probabilmente a causa di ragioni storiche e limiti tecnici, la migrazione delle cellule è stato studiato in sistemi 2D piatte che non riproducono molte delle proprietà ambientali presenti nei tessuti, come ad esempio confinamento. Inoltre, fattori come l&#39;adesione cellulare, che sono essenziali per la motilità in 2D, sono stati recentemente dimostrato di non essere necessapalmente necessari per la migrazione in vivo o all&#39;interno gel, suggerendo che i meccanismi che regolano la locomozione cella in 2D e in altri ambienti sono distinti 2. Diversi sistemi sono stati sviluppati per imitare le proprietà complesse dei tessuti, i più noti gel dell&#39;essere collagene, che mirano a ricapitolare le proprietà della composizione della matrice extracellulare 3. Qui proponiamo microcanali come metodo semplice complementare che permette la migrazione delle cellule studio in una dimensione in un ambiente confinato. In questo sistema le cellule migrano lungo microcanali in cui essi entrano spontaneamente. Cellule migranti poi acquisire la forma dei canali, adottando una geometria tubolare che molto probabilmente rafforza il loro polarità. Il movimento lineare delle cellule nei canali permette inseguimento cella automatica e l&#39;estrazione di parametri quantitativi da esperimenti. Dal punto di vista tecnico, questo sistema è facile e flessibile. Il coating delle pareti dei canali può essere manipolato, la dimensione e la forma dei canali possono essere adattati, e un gran numero di cellule può essere analizzato in singoli esperimenti. Questo sistema può essere anche in scala ingrandita effettuare medio analisi schermata gamma di molecole coinvolte nella motilità cellulare. Il protocollo qui descritto è stato standardizzato usando cellule dendritiche (DC) come modello cellulare. Queste cellule sono fondamentali per il sistema immunitario come partecipare al procedimento e la manutenzione di risposte immunitarie specifiche 4. In vitro, cellule dendritiche hanno dimostrato di migrare spontaneamente in ambienti confinati e sono quindi un buon modello per studiare la motilità cellulare in microcanali 5,6 . È importante sottolineare che questo sistema può essere esteso per analizzare la migrazione di qualsiasi altro tipo di cellula mobili come T linfociti, neutrofili, o cellule tumorali 7-9.

<table><tbody><tr><td>Polidimetilsilossano (PDMS)</td><td>GE Silicones</td><td>RTV615</td><td>Confezione di 90% base siliconica e 10% agente indurente</td></tr><tr><td>Taglierina per campioni di anime</td><td>Ted Pella Int.</td><td>Harris Uni-Core</td><td>Diametro 2,5 mm</td></tr><tr><td>Piatto con fondo in vetro</td><td>WPI</td><td>Fluorodish FD 35-100</td><td></td></tr><tr><td>Pulitore ad ultrasuoni</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>Branson 200</td><td></td></tr><tr><td>Pulitore al plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC 32 G</td><td>Per piccoli campioni (35 piatti). È disponibile anche una versione più grande</td></tr><tr><td>Fibronectina da plasma bovino</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F0895</td><td></td></tr><tr><td>Polilisina innestata PEG (Pll-g-PEG)</td><td>Susos</td><td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Y27632</td><td>TOCRIS</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

studio della migrazione cellulare in canali microfabbricati

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

Il metodo qui descritto consente di studiare la migrazione delle cellule sotto confinamento in una dimensione. Si basa sull&#39;uso di canali microfabbricati, che impongono un fenotipo polarizzato a cellule da limitazioni fisiche. Una volta che i canali interni, le cellule hanno solo due possibilità: andare avanti o indietro. Questa migrazione semplificata in cui direzionalità è limitato facilita il tracciamento automatico delle celle e l&#39;estrazione di parametri quantitativi per descrivere il movimento delle cellule. Questi parametri includono la velocità delle cellule, cambi di direzione, e pause durante il movimento. Microcanali sono anche compatibili con l&#39;uso di marcatori fluorescenti e sono quindi adatti per studiare la localizzazione di organelli e strutture intracellulari durante la migrazione cellulare ad alta risoluzione. Infine, la superficie dei canali può essere funzionalizzato con substrati differenti, permettendo il controllo delle proprietà adesive dei canali o lo studio di haptotaxis. In sintesi, il sistema here descritto è destinato ad analizzare la migrazione di grandi numeri di cellule in condizioni in cui sia la geometria e la natura biochimica dell&#39;ambiente sono controllate, facilitando la normalizzazione e riproducibilità di esperimenti indipendenti.

In ogni esperimento la superficie del PDMS è rivestita con una molecola adattato all&#39;interesse dello studio. Figura 2 mostra canali rivestiti con una molecola fluorescente, PLL-g-PEG, prima e dopo il lavaggio (passo 2.4). Un simile esperimento permette di controllare l&#39;omogeneità del rivestimento nei canali. Dopo il caricamento delle cellule, microscopia video può essere eseguito per seguire la migrazione cellulare. Figura 3A mostra un esempio di DC ...

Un metodo quantitativo per studiare la migrazione spontanea di cellule in un microambiente confinato unidimensionale è descritto. Questo metodo sfrutta canali microfabbricati e può essere usato per studiare la migrazione di un gran numero di cellule in condizioni diverse in singoli esperimenti.

Studio della Migrazione cellulare in canali microfabbricati

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è preparare canali microfabbricati per studiare la migrazione cellulare confinata spontanea. Questo risultato si ottiene innanzitutto preparando il chip in poli dimetil silossano o PDMS contenente i canali. Come secondo passaggio, i canali vengono rivestiti con fibronectina o un altro substrato di rivestimento, che consente la funzionalizzazione del dispositivo.Dopo diversi lavaggi, le cellule dendritiche vengono caricate nel microsistema per studiare la migrazione cellulare. Si ottengono risultati che mostrano differenze di velocità per diversi tipi cellulari o trattamenti, in base all'analisi microscopica e delle immagini. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come la classica migrazione a due camere, è che si riproduce la geometria e il confinamento delle cellule.Generalmente, le persone nuove a questo metodo incontreranno difficoltà a causa della precisione necessaria per eseguire ogni passaggio. Per iniziare, mescolare in un bicchiere di plastica olio di PDMS e agente indurente in un rapporto ponderale di 10 a 1, quindi versare accuratamente la miscela sullo stampo contenente i microcanali. L'altezza totale deve essere compresa tra 0,5 e 1 centimetro.Rimuovere eventuali bolle d'aria in un barattolo a campana sotto vuoto per un'ora, quindi indurire il PDMS nello stampo ponendolo in forno per due ore a 65 gradi Celsius. Dopo che il PDMS si è raffreddato a temperatura ambiente, tagliare un pezzo grande intorno alla struttura con una lama chirurgica e staccarlo dallo stampo. Successivamente, praticare fori nei punti in cui le cellule verranno iniettate, quindi ridimensionare il PDMS con una lama chirurgica in modo che si adatti alle piastre con fondo in vetro in cui verrà valutata la migrazione.Il chip in PDMS ridimensionato contenente i canali viene trattato attaccando e rimuovendo del nastro adesivo sui lati della struttura e sottoponendo i pezzi di PDMS a sonificazione. Sonificare per 30 secondi in etanolo al 70% per rimuovere polvere e piccole particelle di PDMS prima di procedere. Rimuovere la polvere residua dalla piastra utilizzando carta per la pulizia di lenti.Attivare il PDMS e le piastre di coltura mediante trattamento al plasma d'aria per 30 secondi a 300 mW, quindi porre a contatto le due superfici attivate per fissare in modo permanente il PDMS al substrato, se necessario. Utilizzare pinze metalliche per premere leggermente sulla superficie del PDMS ed assicurare un buon contatto tra il polimero e il vetro della piastra. Incubare il chip in forno a 65 gradi Celsius per un'ora.Per rafforzare il legame, attivare l'intera struttura mediante plasma d'aria a 300 millitorr per un minuto. Questo favorirà l'ingresso del liquido nei canali al passaggio successivo. Successivamente, riempire rapidamente i fori di ingresso del chip con fibronectina a 10 microgrammi per millilitro in acqua.Altri substrati, come il polietilene glicole, possono essere utilizzati per modificare l'adesione cellulare alle pareti del canale. Prestare attenzione al fatto che il liquido si diffonda in tutta la struttura. Questo può essere facilmente verificato ad occhio nudo in luce normale o utilizzando un comune microscopio a campo chiaro.Quindi, incubare la struttura per un'ora a temperatura ambiente per consentire l'assorbimento della fibronectina o di qualsiasi altro substrato di rivestimento sulle pareti dei canali. Infine, lavare le strutture per rimuovere il substrato non legato, eliminando tutto il liquido dai canali e dalla piastra prima di immergere in soluzione salina fosfato tampone o PBS per cinque minuti. Rimuovere il PBS dalla piastra e riempire il microsistema con mezzo cellulare.Lasciare incubare la piastra per un'ora per saturare i canali con il mezzo, al fine di raccogliere le cellule per l'analisi mediante microscopia. Rimuovere le cellule dendritiche in sospensione e recuperare le cellule semi-adese lavando la piastra con mezzo di coltura. Prima del conteggio delle cellule.Utilizzando un citometro ematico, centrifugare le cellule a 300 ×g per cinque minuti e scartare il mezzo. Diluire il pellet per raggiungere una concentrazione di 20 milioni di cellule per millilitro. Rimuovere l'eccesso di mezzo dalla piastra e svuotare i fori di ingresso nella struttura in PDMS.Utilizzando una pipetta microlitrica, riempire quindi le camere con cinque microlitri di soluzione cellulare per raggiungere una quantità di uno per dieci alla quinta cellule in ciascun foro di ingresso. Dopo aver incubato il microchip per 30 minuti a 37 gradi Celsius nell'incubatrice, aggiungere due millilitri di mezzo completo alla piastra dell'esperimento per l'acquisizione delle immagini.Per prima cosa, pulire la superficie esterna inferiore delle piastre con un tessuto per la pulizia di lenti prima di posizionare le piastre sotto il microscopio. Per analizzare la migrazione in un elevato numero di cellule, utilizzare un ingrandimento 10x e un'illuminazione a campo ampio in un microscopio video dotato di CO2 e controllo della temperatura per facilitare il tracciamento cellulare. La colorazione di Hirsch e la luce UV possono essere utilizzate come descritto nel protocollo testuale per la microscopia a intervalli di tempo con ingrandimento 10x.Scegliere una frequenza temporale in base alla velocità cellulare prevista. Questa è tipicamente di due minuti per le cellule dendritiche che migrano alla velocità di cinque micron al minuto. In ogni esperimento, la superficie del PDMS è ricoperta con una molecola adattata all'interesse dello studio.In questa figura, i canali sono rivestiti con una molecola fluorescente. Polilisina grafted polietilene glicole prima e dopo il lavaggio. Un tale esperimento consente di controllare l'omogeneità del rivestimento nei canali; successivamente, può essere eseguita una microscopia video per seguire la migrazione cellulare.Di seguito è riportato un esempio di cellule dendritiche che migrano in microcanali a una densità adeguata per il tracciamento delle cellule. Sia il contrasto di fase che la colorazione di Hersch possono essere utilizzati a questo scopo. La tecnica è inoltre compatibile con la microscopia confocale a fluorescenza ad alta risoluzione e può essere impiegata per seguire organelli o strutture cellulari, come illustrato nella dinamica dell'actina polimerizzata in cellule dendritiche migranti che esprimono life act GFP.Di seguito è riportato un esempio di quantificazione della motilità cellulare analizzata in cellule dendritiche in migrazione. La forza generata da cellule dendritiche di tipo selvaggio o trattate con cloridrato di Y 27 632 mostra che il farmaco è un inibitore ben caratterizzato della contrattilità e della migrazione cellulare, ed è stato utilizzato per verificare la capacità del sistema di rilevare variazioni di velocità. Il kog può essere ulteriormente analizzato per ricavare posizione e dimensioni delle cellule in funzione del tempo, consentendo lo studio di diversi parametri descrittivi della migrazione cellulare.La velocità della migrazione è stata monitorata acquisendo la posizione del nucleo mediante un software sviluppato in proprio. Le cellule dendritiche presentano una velocità media prossima a sei micron al minuto. Il trattamento con il farmaco riduce significativamente la loro velocità.Questo esempio mostra la potenza della tecnica, che consente la quantificazione di un elevato numero di cellule in singoli esperimenti e l'utilità del sistema nel rilevare differenze indotte da trattamenti farmacologici. Una volta padroneggiata, la tecnica qui dimostrata può essere eseguita in tre ore, se svolta correttamente dopo il suo sviluppo. Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo della migrazione per studiare la locomozione cellulare in ambienti confinati controllati.

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La migrazione collettiva delle cellule nello sviluppo, nella guarigione delle ferite e nella metastasi del cancro è spesso guidata dai gradienti dei fattori di crescita o delle molecole di segnalazione. Descritto qui è un sistema sperimentale che combina la microscopia a trazione con un sistema microfluidico e una dimostrazione di come quantificare la meccanica della migrazione collettiva in gradiente biochimico.

Microscopia di trazione integrata con microfluidica per la migrazione collettiva chemiotattica

In questo protocollo, un test microfluido biomimetico, in grado di riprodurre un ambiente microvascolare fisiologicamente rilevante e riprodurre l'intera cascata di adesione/migrazione leucocitaria, viene impiegato per studiare le interazioni leucocitaria-cellula endoteliale nella malattia infiammatoria.

Un sistema microfisiologico per studiare l'interazione leucocitaria-cellula endoteliale durante l'infiammazione

Qui viene presentato un protocollo per la valutazione quantitativa della migrazione cellulare 3D all'interno e all'interno dell'interfaccia di idrogel granulari.

Quantificazione della migrazione cellulare tridimensionale all'interno e all'interno di biomateriali granulari in idrogel

Scopri un metodo quantitativo per studiare la migrazione cellulare confinata in canali microfabbricati in PDMS. Questa tecnica consente di analizzare le dinamiche di motilità cellulare in ambienti controllati con microscopia e analisi delle immagini.

Studio della Migrazione cellulare in canali microfabbricati

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