Name: Analizzando craniofacciale morfogenesi in Zebrafish Uso 4D Microscopia confocale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Scopri la microscopia confocale time-lapse per analizzare la morfogenesi craniofaciale in embrioni di Danio rerio. Questo metodo consente di osservare in tempo reale i movimenti degli archi faringei e confrontare fenotipi wild-type e mutanti.

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Ringraziamo Melissa Griffin e Jenna Rozacky per la loro esperta cura dei pesci. PDM grazie EGN per la scrittura di assistenza, generosità e pazienza. Questo lavoro è stato sostenuto da NIH / NIDCR R01DE020884 a JKE.

1. Zootecnia e mutante alleli <ol><li> Sollevare e razza zebrafish come descritto 21. </li><li> Zebrafish alleli mutanti utilizzati in questo studio sono stati PDGFRA b1059 16, B1100 smad5 22, e SMO B577 23. Fonti per questi ceppi di zebrafish sono Zirc. </li></ol> 2. Preparazione di soluzioni e attrezzi Nota: Tutte le soluzioni e gli strumenti possono essere fatte in anticipo e conservati per uso futuro. <ol><li> Rendere i media embrione (EM), come descritto in precedenza 21. </li><li> Fai 4 g / L MS-222 (Tricaine). Sciogliere 4 g di fosfato di sodio (Na 2 HPO 4) in 450 ml di acqua sterile. Aggiungere 2 g MS-222 alla soluzione. Regolare il pH entro 7,0-7,2. Aggiungere acqua sterile fino ad un volume totale di 500 ml. </li><li> Optional: Marca 4 g / L di olio di chiodi di garofano. Pesare 0,2 g di olio di chiodi di garofano puro in una provetta da 50 ml. Aggiungere EM ad un volume totale di 50 ml. Conservare a 4 ° C. </li><li> Fai 3% methylcelluloSE. Portare a 50 ml di EM + 0,1 M HEPES a ebollizione. Togliere dal fuoco. Mescolare in 1,5 g di metilcellulosa ottenere una soluzione omogenea. Conservare a 4 ° C. </li><li> Fai 0,2% agarosio. Aggiungere 0,1 g di agarosio a 50 ml EM. Portare EM ad ebollizione nel forno a microonde o su una piastra e verificare che l&#39;agarosio si è dissolto. Aliquota in 500 volumi microlitri in tubi microcentrifuga e conservare a 4 ° C. Nota: I volumi possono essere regolati in base alle esigenze. </li><li> Fai mazze capillari. Mettere una goccia di colla super all&#39;interno di un tubo capillare 0,9 millimetri ID. Inserire una lunghezza 4-5 cm del 6 Prova Lb monofilamento lenza all&#39;interno del tubo capillare tale che circa 3-4 mm di linea si estende oltre l&#39;estremità del tubo. </li><li> Fare due lamelle a ponte per campione. Super-colla 22 x 22-1 vetro di copertura su ogni estremità di una copertura in vetro 24 x 60-1 lasciando il centro libero. Fai single (1 piccolo vetro di copertura per fine) per gli embrioni di meno di un giorno di vita, raddoppia (2 piccoli bicchieri di copertura sulla parte superiore di ogni altro per estremità) per gli embrioni 03:59 days vecchi, o triple (3 bicchierini di copertura sulla parte superiore di ogni altro per estremità) per gli embrioni cinque giorni o più. </li><li> Riempire una siringa da 10 ml con grasso alto vuoto. Nota: grasso per vuoto serve come sigillante per prevenire la disidratazione dei campioni per lunghi periodi di tempo ed ha un basso potenziale di tossicità rispetto ai sigillanti più volatili. </li></ol> 3. Montaggio embrioni di zebrafish per Microscopia confocale (vedi figura 1) <ol><li> Preparare mezzo anestetico. Sciogliere un&#39;aliquota dello 0,2% agarosio da forno a microonde in intervalli di 20 secondi fino a completo liquido. Mescolare 8 ml di MS-222 in 192 ml di 0,2% agarosio o 5 ml di 4 g / L di olio di chiodi di garofano in 195 ml di 0,2% agarosio. Mantenere in un blocco di riscaldamento 42 ° C. Nota: Lunga esposizione a MS-222 provoca ritardi nello sviluppo forte di olio di chiodi di garofano fa in zebrafish embrionale 24. </li><li> Se necessario: dechorionate manualmente gli embrioni transgenici non schiuse da analizzare solo prima dell&#39;analisi. Utilizzando pinze, lentamente tear il corion aperta fino l&#39;embrione viene liberato. </li><li> Anestetizzare gli embrioni di zebrafish. Aggiungere 1 ml di 4 g / L stock di MS-222-24 ml di mezzi di embrioni. In alternativa, aggiungere 390 ml di 4 g / L di olio di chiodi di garofano per 24 ml di acqua di pesce 24. Nota: gli atti di chiodi di garofano lentamente in modo da eseguire questo passaggio, almeno 15-20 minuti prima di microscopia time-lapse. </li><li> Mettere una goccia di grasso per vuoto attorno allo spazio centrale di un vetrino ponte rivolta verso l&#39;alto. Lentamente spingere il grasso per vuoto dalla siringa, rendendo un liscio, cordone continuo che è adiacente e all&#39;interno dei ponti e il bordo del vetrino. </li><li> Diffondere un cerchio di 4% di metilcellulosa al centro del vetrino a ponte con un applicatore di legno. </li><li> Trasferire l&#39;embrione deve essere ripreso. Quando l&#39;embrione è anestetizzato tirarla fino in una pipetta di vetro. Tenere la pipetta verticalmente per permettere l&#39;embrione a depositarsi sul fondo del liquido nella pipetta. Spostare la pipetta nella soluzione di agarosio e consentire l&#39;embrione a gocciain agarosio. Non espellere il liquido. </li><li> Posizionare il provino. Disegnare qualche soluzione di agarosio e l&#39;embrione nella pipetta. Espellere l&#39;embrione in una goccia di soluzione di agarosio in cima alla metilcellulosa. Utilizzare un poker capillare per spingere l&#39;embrione verso il basso sul metilcellulosa e orientare l&#39;embrione come desiderato per l&#39;imaging. </li><li> Sigillare il campione. <ol><li> Posizionare un vetrino ponte sopra l&#39;montati uno, rivolto verso il basso. Applicare una pressione uniforme su entrambi i lati i coprioggetti sandwich fino a quando i ponti in contatto diretto e le guarnizioni goccia di agarosio ad entrambe le lamelle. Verificare che l&#39;embrione sia orientata correttamente. </li><li> Strofinare un applicatore di legno lungo il vetro per appianare le crepe e lacune nella tallone grasso per vuoto. Eliminare il grasso in eccesso dai bordi. </li></ol></li></ol> 4. Time-lapse confocale Imaging di transgenici embrioni di zebrafish (Questo protocollo è stato ottimizzato per un microscopio confocale Zeiss LSM 710 cizione software di imaging ZEN, e possono essere modificati per essere utilizzati con altri sistemi.) <ol><li> Attiva attrezzature. Accendere il microscopio confocale e tutti i dispositivi laser esterni. Accendere il computer collegato al microscopio confocale. Software di imaging Aprire confocale e selezionare &quot;Start System&quot; per attivare i comandi di acquisizione di immagini. </li><li> Preparare palco riscaldato. Abbassare la piattaforma messa in scena del microscopio confocale e spostare le lenti dell&#39;obiettivo fuori posizione. Sostituire il palco di default con uno stadio elettronico riscaldata. Accendere il controller per la fase riscaldato e impostare la temperatura di 29,5 ° C. </li><li> Posizionare il campione nel campo visivo. Porre il campione montati sul palco. Spostare la lente obiettivo 20X in posizione e sollevare la piattaforma messa in scena. Attivare l&#39;emettitore di luce visibile e guardare attraverso gli oculari. Centro della testa dell&#39;embrione nel campo visivo. </li><li> Definire le impostazioni dell&#39;esperimento. <ol><li> Attivare canali di fluorescenza selezionandola lunghezza d&#39;onda fluorescente per essere rilevato e scegli tabelle di colore lookup (LUT) per ogni canale. Se necessario, utilizzare i controlli manuali del software per accendere i laser necessarie (ad esempio 561 nm per RFP). Per ogni canale di fluorescenza, impostare l&#39;intensità del laser a 10.0 e la tensione fotomoltiplicatore (HV o guadagno) tra 600-700. Impostare la media a 4 e la profondità di bit a 16 bit. </li><li> Attivare i moduli della serie Z-stack e di tempo. Impostare la pinhole di Z-risoluzione 5 micron o più piccolo, e impostare l&#39;intervallo Z alla distanza ottimale suggerito. Nota: Generalmente, 5 micron Z-risoluzione consente ogni immagine Z-stack da raccogliere abbastanza rapidamente per un &#39;&quot;istantanea&quot; dell&#39;embrione in un punto particolare tempo, mentre anche la risoluzione singole celle. Abbassando la media riduce anche la quantità di tempo per immagine. </li><li> Definire l&#39;intervallo desiderato di tempo tra le immagini (di solito 10-20 min) e la lunghezza totale dell&#39;esperimento. </li></ol></li><li> Impostare posizionaleinformazioni. <ol><li> Accendere la fotocamera in modalità live. Regolare la messa a fuoco e aumentare l&#39;intensità del laser, se necessario vedere fluorescenza. Impostare lo zoom digitale a 0.6 per una visione più ampia, se lo si desidera. </li><li> Posizionare la fase così che tutte le strutture di interesse siano visibili e c&#39;è spazio nel campo di vista per dorsalmente escrescenza ed anteriormente. Concentrarsi attraverso l&#39;embrione ai limiti superiore e inferiore della fluorescenza. Impostare la prima e l&#39;ultima fetta Z-stack almeno 100 micron o più al di là di questi limiti. </li></ol></li><li> Ottimizzare intensità di fluorescenza. <ol><li> Impostare la LUT visualizzazione di spaziare indicatore. Strutture fluorescenti dovrebbero ora appaiono bianche, e il resto del campo visivo dovrebbe essere blu (nessun rilevamento) o nero. </li><li> Aumenta HV / guadagno a un livello appena al di sotto dove saturo (rosso) pixel visualizzati. Se necessario, regolare compensare così la maggior parte dello sfondo non viene rilevato (blu). Nota: Più piccolo diametro pinhole e una maggiore intensità del laser sia per migliorare l&#39;immagine definizione, ma l&#39;intensità del laser deve essere mantenuta bassa per conservare tessuti viventi. Aumento HV / guadagno e del diametro pinhole (&lt;5 micron) sono generalmente preferibile una maggiore intensità del laser. </li><li> Tenere il diametro del foro abbastanza largo per raccogliere le immagini in modo tempestivo, con una media set a 4. La Z-intervallo deve essere sempre impostato sulla distanza ottimale suggerito per il diametro pinhole. Eseguire scansioni brevi (media = 1) con diverse impostazioni, e utilizzare l&#39;intensità minima laser che raggiunge la risoluzione desiderata. </li></ol></li><li> Esegui l&#39;esperimento per il tempo desiderato. In seguito, rimuovere embrione dal palco riscaldato e lentamente separare le lamelle. Immergere il vetrino ed embrione in EM in una capsula di Petri 30 millimetri. Usando una pipetta di vetro lavare delicatamente l&#39;embrione fuori del vetrino e rimuovere il vetrino dalla piastra di Petri. Posizionare l&#39;embrione in un incubatore 28,5 ° C di continuare a sviluppare. </li><li> Confronta crescita. Alla fine dell&#39;esperimento, prendere individuale Zsimmagini virata di embrioni fratelli montato agarosio che analogamente sono stati in scena al provino all&#39;inizio dell&#39;esperimento, ma sono state sollevate in EM in un incubatore 28,5 ° C. </li><li> Misurare archi faringei, se necessario. Le misurazioni possono essere eseguite in alcune suite software confocale. Misure trovati qui sono stati eseguiti utilizzando Fiji25 importando e Z-proiezione di file. LSM di singoli fotogrammi. </li></ol>

<ol><li>Trainor, P. A., Melton, K. R., Manzanares, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origins+and+plasticity+of+neural+crest+cells+and+their+roles+in+jaw+and+craniofacial+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Origins and plasticity of neural crest cells and their roles in jaw and craniofacial evolution.</a> Int. J. Dev. Biol. 47, 541-553 (2003).</li>
<li>Eberhart, J. K., Swartz, M. E., Crump, J. G., Kimmel, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+Hedgehog+signaling+from+neural+to+oral+epithelium+organizes+anterior+craniofacial+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Early Hedgehog signaling from neural to oral epithelium organizes anterior craniofacial development.</a> Development. 133, 1069-1077 (2006).</li>
<li>Wada, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+signaling+is+required+for+cranial+neural+crest+morphogenesis+and+chondrogenesis+at+the+midline+in+the+zebrafish+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Hedgehog signaling is required for cranial neural crest morphogenesis and chondrogenesis at the midline in the zebrafish skull.</a> Development. 132, 3977-3988 (2005).</li>
<li>Roessler, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+the+human+sonic+hedgehog+gene+cause+holoprosencephaly%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Genet%22%5BJournal%5D)">Mutations in the human sonic hedgehog gene cause holoprosencephaly.</a> Nat. Genet. 14, 357-360 (1996).</li>
<li>Jeong, J., Mao, J., Tenzen, T., Kottmann, A. H., McMahon, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+signaling+in+the+neural+crest+cells+regulates+the+patterning+and+growth+of+facial+primordia%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Hedgehog signaling in the neural crest cells regulates the patterning and growth of facial primordia.</a> Genes Dev. 18, 937-951 (2004).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+SHH-responsive+signaling+center+in+the+forebrain+regulates+craniofacial+morphogenesis+via+the+facial+ectoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A SHH-responsive signaling center in the forebrain regulates craniofacial morphogenesis via the facial ectoderm.</a> Development. 136, 107-116 (2009).</li>
<li>Cordero, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+perturbations+in+sonic+hedgehog+signaling+elicit+the+spectrum+of+holoprosencephaly+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Temporal perturbations in sonic hedgehog signaling elicit the spectrum of holoprosencephaly phenotypes.</a> J. Clin. Invest. 114, 485-494 (2004).</li>
<li>Westphal, H., Beachyr, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclopia+and+defective+axial+patterning+in+mice+lacking+Sonic+hedgehog+gene+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cyclopia and defective axial patterning in mice lacking Sonic hedgehog gene function.</a> Nature. 383, 3(1996).</li>
<li>Moore-Scott, B. A., Manley, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+of+Sonic+hedgehog+along+the+anterior-posterior+axis+regulates+patterning+of+pharyngeal+pouch+endoderm+and+pharyngeal+endoderm-derived+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Differential expression of Sonic hedgehog along the anterior-posterior axis regulates patterning of pharyngeal pouch endoderm and pharyngeal endoderm-derived organs.</a> Dev. Biol. 278, 323-335 (2005).</li>
<li>Swartz, M. E., Nguyen, V., McCarthy, N. Q., Eberhart, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hh+signaling+regulates+patterning+and+morphogenesis+of+the+pharyngeal+arch-derived+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Hh signaling regulates patterning and morphogenesis of the pharyngeal arch-derived skeleton.</a> Dev. Biol. 369, 65-75 (2012).</li>
<li>Balczerski, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Sphingosine-1-phosphate+signaling+mutants+reveals+endodermal+requirements+for+the+growth+but+not+dorsoventral+patterning+of+jaw+skeletal+precursors%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of Sphingosine-1-phosphate signaling mutants reveals endodermal requirements for the growth but not dorsoventral patterning of jaw skeletal precursors.</a> Dev. Biol. , (2011).</li>
<li>Nie, X., Luukko, K., Kettunen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BMP+signalling+in+craniofacial+development%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">BMP signalling in craniofacial development.</a> Int. J. Dev. Biol. 50, 511-521 (2006).</li>
<li>Alexander, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatorial+roles+for+BMPs+and+Endothelin+1+in+patterning+the+dorsal-ventral+axis+of+the+craniofacial+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Combinatorial roles for BMPs and Endothelin 1 in patterning the dorsal-ventral axis of the craniofacial skeleton.</a> Development. 138, 5135-5146 (2011).</li>
<li>Zuniga, E., Rippen, M., Alexander, C., Schilling, T. F., Crump, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gremlin+2+regulates+distinct+roles+of+BMP+and+Endothelin+1+signaling+in+dorsoventral+patterning+of+the+facial+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Gremlin 2 regulates distinct roles of BMP and Endothelin 1 signaling in dorsoventral patterning of the facial skeleton.</a> Development. 138, 5147-5156 (2011).</li>
<li>Swartz, M. E., Sheehan-Rooney, K., Dixon, M. J., Eberhart, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Examination+of+a+palatogenic+gene+program+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Examination of a palatogenic gene program in zebrafish.</a> Dev. Dyn. 240, 2204-2220 (2011).</li>
<li>Eberhart, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA+Mirn140+modulates+Pdgf+signaling+during+palatogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Genet%22%5BJournal%5D)">MicroRNA Mirn140 modulates Pdgf signaling during palatogenesis.</a> Nat. Genet. 40, 290-298 (2008).</li>
<li>Soriano, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+PDGF+alpha+receptor+is+required+for+neural+crest+cell+development+and+for+normal+patterning+of+the+somites%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The PDGF alpha receptor is required for neural crest cell development and for normal patterning of the somites.</a> Development. 124, 2691-2700 (1997).</li>
<li>Tallquist, M. D., Soriano, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+autonomous+requirement+for+PDGFRalpha+in+populations+of+cranial+and+cardiac+neural+crest+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cell autonomous requirement for PDGFRalpha in populations of cranial and cardiac neural crest cells.</a> Development. 130, 507-518 (2003).</li>
<li>Ho, L., Symes, K., Yordan, C., Gudas, L. J., Mercola, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+PDGF+A+and+PDGFR+alpha+mRNA+in+Xenopus+embryos+suggests+signalling+from+neural+ectoderm+and+pharyngeal+endoderm+to+neural+crest+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Localization of PDGF A and PDGFR alpha mRNA in Xenopus embryos suggests signalling from neural ectoderm and pharyngeal endoderm to neural crest cells.</a> Mech. Dev. 48, 165-174 (1994).</li>
<li>Liu, L., Korzh, V., Balasubramaniyan, N. V., Ekker, M., Ge, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet-derived+growth+factor+A+%28pdgf-a%29+expression+during+zebrafish+embryonic+development%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Genes+Evol%22%5BJournal%5D)">Platelet-derived growth factor A (pdgf-a) expression during zebrafish embryonic development.</a> Dev. Genes Evol. 212, 298-301 (2002).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%3B+A+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+%28Brachydanio+rerio%29%22">The Zebrafish Book; A guide for the laboratory use of zebrafish (Brachydanio rerio)</a>. , (1993).</li>
<li>Sheehan-Rooney, K., Swartz, M. E., Lovely, C. B., Dixon, M. J., Eberhart, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bmp+and+Shh+Signaling+Mediate+the+Expression+of+satb2+in+the+Pharyngeal+Arches%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Bmp and Shh Signaling Mediate the Expression of satb2 in the Pharyngeal Arches.</a> PloS one. 8, e59533(2013).</li>
<li>Varga, Z. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+smoothened+functions+in+ventral+neural+tube+specification+and+axon+tract+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Zebrafish smoothened functions in ventral neural tube specification and axon tract formation.</a> Development. 128, 3497-3509 (2001).</li>
<li>Grush, J., Noakes, D. L. G., Moccia, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficacy+of+clove+oil+as+an+anesthetic+for+the+zebrafish%2C+Danio+rerio%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The efficacy of clove oil as an anesthetic for the zebrafish, Danio rerio.</a> 1, 46-53 (2004).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).</li>
<li>Crump, J. G., Maves, L., Lawson, N. D., Weinstein, B. M., Kimmel, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+essential+role+for+Fgfs+in+endodermal+pouch+formation+influences+later+craniofacial+skeletal+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">An essential role for Fgfs in endodermal pouch formation influences later craniofacial skeletal patterning.</a> Development. 131, 5703-5716 (2004).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Alexandre, P., Reugels, A. M., Barker, D., Blanc, E., Clarke, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurons+derive+from+the+more+apical+daughter+in+asymmetric+divisions+in+the+zebrafish+neural+tube%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neurons derive from the more apical daughter in asymmetric divisions in the zebrafish neural tube.</a> Nat. Neurosci. 13, 673-679 (2010).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Time-lapse microscopia confocale è un potente strumento per l&#39;analisi dello sviluppo. Qui, dimostriamo l&#39;utilità del metodo nello studio della faringe arco morfogenesi in zebrafish che sono mutante per vie di segnalazione importanti utilizzando un transgenici che le etichette cellule della cresta neurale. Oltre al livello del tessuto analisi, analisi lasso di tempo sono applicabili ad analisi su scala cellulare 28 anche. Molti metodi di zebrafish ampiamente utilizzati possono anche essere incorporati ...

Morfogenesi craniofacciale è un complesso processo multi-step che richiede interazioni coordinate tra più tipi di cellule. La maggior parte dello scheletro craniofacciale è derivato da cellule della cresta neurale, molti dei quali devono migrare dal tubo neurale dorsale in strutture transitori chiamati archi faringei 1. Come in molti tessuti, morfogenesi dello scheletro craniofacciale è più complicato che può essere compreso da immagini statiche di embrioni in punti temporali specifici dello sviluppo. Sebbene per funzionare richiede tempo, in vivo microscopia time-lapse fornisce un aspetto continuo a cellule e tessuti di un embrione di sviluppo. Ogni immagine in una serie di time-lapse presta contesto agli altri, e aiuta una mossa investigatore verso dedurre perché si verifica un fenomeno anziché dedurlo ciò che sta avvenendo in quel momento. Imaging in vivo è quindi un potente strumento descrittivo per approcci sperimentalidecostruire i percorsi che guidano la morfogenesi. Il Danio rerio zebrafish è un modello genetico popolare di sviluppo embrionale dei vertebrati, ed è particolarmente adatto per l&#39;imaging in vivo della morfogenesi. Moderno, comodi metodi di transgenesi e la modifica genomica stanno rapidamente avanzando il numero di strumenti a disposizione dei ricercatori di zebrafish. Questi strumenti permettono di migliorare metodi già robuste per la manipolazione genetica e la microscopia. Immagini in vivo di quasi tutti i tessuti in quasi ogni contesto genetico desiderato è più vicino alla realtà di quanto la fantasia. Movimenti morfogenetici degli archi faringei sono guidati da segnalare interazioni tra la cresta neurale e gli epiteli adiacente, sia ectoderma e endoderma. Numerose sono le molecole di segnalazione espresse dal epiteli che sono necessarie per guidare la morfogenesi di elementi scheletrici craniofacciali. Tra queste molecole di segnalazione, Sonic Hedgehog (Shh), è di fondamentale importanza fo sviluppo craniofacciale 2-8. Shh è espresso sia dalla ectoderma cavo orale e faringe endoderma 2,6,9,10. L&#39;espressione di Shh nel endoderma regola i movimenti morfogenetici degli archi 10, patterning di cresta neurale all&#39;interno degli archi 10, e la crescita dello scheletro craniofacciale 11. Segnalazione Bmp è anche di fondamentale importanza per lo sviluppo craniofacciale 12 e può alterare la morfogenesi degli archi faringei. Segnalazione Bmp regola dorsale / ventrale patterning di cresta all&#39;interno degli archi faringei 13,14. Turbativa di smad5 in zebrafish causa gravi difetti palatali e un fallimento della cartilagini del Meckel di fondere in modo appropriato sulla linea mediana 15. Inoltre, i mutanti mostrano anche riduzioni e fusione negli elementi cartilagine ventrale, con il 2 °, 3 °, e talvolta elementi arco 4 ° faringea fusi sulla linea mediana 15. Queste fusioni suggeriscono fortemente che la segnalazione Bmp dirige la morfogenesi di questi elementi faringee. Segnalazione PDGF è necessario per lo sviluppo cranio-facciale, ma ha ruoli sconosciuti in faringeo arch morfogenesi. Sia il mouse e zebrafish mutanti PDGFRA hanno profonda clefting mediofacciale 16-18. Almeno in zebrafish questo clefting mediofacciale è dovuta ad un imperfetto della migrazione delle cellule della cresta neurale 16. Cellule della cresta neurale continuano ad esprimere PDGFRA dopo essere entrati gli archi faringei. Inoltre, leganti PDGF sono espresse da epiteli facciale e all&#39;interno degli archi faringei 16,19,20, così segnalazione PDGF potrebbero anche svolgere un ruolo nella morfogenesi degli archi faringei seguenti migrazione. Tuttavia, le analisi della morfogenesi degli archi faringei in mutanti PDGFRA non sono stati eseguiti. Qui, dimostriamo in vivo microscopia confocale di pharynguluna fase zebrafish transgenico e descrivere la morfogenesi degli archi faringei entro questo periodo. Dimostriamo inoltre i comportamenti dei tessuti che sono affetti da mutazioni che interrompono la Bmp, PDGF, e vie di segnalazione Shh.

<table><tbody><tr><td>Linea monofilamento di prova da 6 libbre</td><td>Cortland Line Company</td><td>SLB16</td><td></td></tr><tr><td>Agarosio I</td><td>Amresco</td><td>0710</td><td></td></tr><tr><td>Laser ad argon</td><td>LASOS Lasertechnik GmbH</td><td>LGN 3001</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di calcio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8106</td><td></td></tr><tr><td>Tubo capillare, 100 mm, 0,9 mm ID</td><td>FHC</td><td>30-31-0</td><td></td></tr><tr><td>Olio di chiodi di garofano</td><td>Hilltech Canada, Inc.</td><td>HB-102</td><td></td></tr><tr><td>Grasso per alto vuoto</td><td>Dow Corning</td><td>2021846-0807</td><td></td></tr><tr><td>Incubatore a bagno secco Isotemp</td><td>Fisher Scientific</td><td>2050FS</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio a scansione laser</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>LSM 710</td><td></td></tr><tr><td>Solfato di magnesio esaidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>Vetro di copertura per microscopio, 22 x 22-1</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-542-B</td><td></td></tr><tr><td>Vetro di copertura per microscopio, 24 x 60-1</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-M</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di potassio</td><td>Fisher Scientific</td><td>M-11321</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato di potassio bibasico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3786</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di sodio</td><td>Fisher Scientific</td><td>M-11624</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato di sodio bibasico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7907</td><td></td></tr><tr><td>TempController 2000-2</td><td>PeCon GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tricaine-S</td><td>Western Chemical, Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

analizzando craniofacciale morfogenesi in zebrafish uso 4d microscopia confocale

Analyzing Craniofacial Morphogenesis in Zebrafish Using 4D Confocal Microscopy

Time-lapse imaging è una tecnica che permette l&#39;osservazione diretta del processo di morfogenesi, o la generazione di forma. Grazie alla loro chiarezza e la riconducibilità alla manipolazione genetica ottica, l&#39;embrione zebrafish è diventato un organismo modello popolare con cui eseguire l&#39;analisi time-lapse della morfogenesi in embrioni viventi. Confocale di un embrione zebrafish vivo richiede che un tessuto di interesse è persistentemente marcata con un marcatore fluorescente, quale un transgene o colorante iniettato. Il processo richiede che l&#39;embrione è anestetizzato e tenuto in posizione in modo tale che lo sviluppo sano procede normalmente. Parametri per l&#39;imaging devono essere impostati per spiegare la crescita tridimensionale e di bilanciare le esigenze di risolvere singole cellule mentre ottenere rapidi snapshot di sviluppo. I nostri risultati dimostrano la capacità di eseguire a lungo termine imaging in vivo di embrioni di zebrafish fluorescenza etichettati e per rilevare vari comportamenti dei tessuti incresta neurale cranica che causano anomalie cranio-facciali. Ritardi nello sviluppo causati da anestesia e montaggio sono minime, e gli embrioni sono illesi dal processo. Embrioni Time-lapse impressi possono essere restituiti a mezzo liquido e successivamente ripreso o fissati ai punti successivi dello sviluppo. Con l&#39;abbondanza crescente di linee di zebrafish transgenici e mappatura destino ben caratterizzato e tecniche di trapianto, l&#39;imaging qualsiasi tessuto desiderato è possibile. Come tale, time-lapse imaging in vivo coniuga potentemente con metodi genetici zebrafish, comprese le analisi di embrioni mutanti e microiniettati.

In wild-type embrioni, seguendo la popolazione cresta neurale, gli archi faringei allungano lungo gli assi ventrali anteriori / posteriori e dorsali / mentre si muove in una direzione rostrale (Movie 1). A 30 ore dopo la fecondazione (HPF), la lunghezza anteriore / posteriore del primo arco faringeo è compreso tra 1,8-1,9 volte la sua dorsale / ventrale altezza. Dorsale / allungamento ventrale procede costantemente, più veloce di estensione anteriore / posteriore fino a 36,5 hpf. Da qui, dorsale / ventr...

Time-lapse imaging confocale è una tecnica potente utile per caratterizzare sviluppo embrionale. Qui, descriviamo la metodologia e caratterizzare morfogenesi craniofacciale wild-type, così come PDGFRA, smad5, e SMO embrioni mutanti.

Analizzando craniofacciale morfogenesi in Zebrafish Uso 4D Microscopia confocale

Time-lapse imaging is a technique that allows for the direct observation of the process of morphogenesis, or the generation of shape. Due to their optical ...

L'obiettivo generale di questa procedura è osservare e caratterizzare i movimenti degli archi faringei nella testa dello sviluppo del pesce zebra. Questo viene ottenuto innanzitutto incorporando un embrione di pesce zebra transgenico in un gel di acrost contenente anestetico. Il secondo passaggio consiste nel montare l'embrione incorporato in agarosio in una goccia di metilcellulosa su un vetrino per microscopio.Successivamente, l'embrione viene sigillato tra due vetrini con grasso da vuoto. Infine, si utilizza la microscopia confocale a tempo-lapse per mostrare le differenze tra zebrafish di tipo selvatico e mutanti e i movimenti morfogenetici degli archi faringei. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi di imaging statico è che consente di catturare lo sviluppo degli archi faringei in tempo reale, permettendo a un ricercatore di osservare direttamente i movimenti dei tessuti fondamentali per la morfogenesi.Per realizzare un'immersione con coprioggetto ponte, incollare con colla cianoacrilica un coprioggetto di 22 per 22 su ciascuna estremità di un coprioggetto di 24 per 60, lasciando libera la parte centrale. Preparare coprioggetti singoli per embrioni di età inferiore a un giorno.Raddoppiare per embrioni di età compresa tra uno e quattro giorni o triplicare per embrioni di cinque giorni o più. Per ogni campione, utilizzare due coprioggetti incrociati. Riempire ora una siringa da 10 millilitri con grasso ad alto vuoto.Preparare un anestetico fresco in aros liquido allo 0,2% e mantenerlo in un blocco riscaldante a 42 gradi Celsius. Per rimuovere manualmente la membrana dagli embrioni transgenici non schiusi, strappare lentamente la coriona fino a liberare l'embrione. Trasferire ora gli embrioni decorticati in un mezzo pulito contenente MS 2 22 e anestetico.Per preparare un coprioggetto con ponte, spingere lentamente la grassa da vuoto dalla siringa, formando un filo uniforme e continuo adiacente ai ponti e all'interno del bordo del coprioggetto. Spargere un cerchio di metilcellulosa al 4% al centro del ponte verso il coprioggetto. Quando l'embrione è anestetizzato, aspirarlo in una pipetta di vetro.Tenere la pipetta in posizione verticale per permettere all'embrione di affondare sul fondo del liquido nella pipetta. Successivamente, spostare la pipetta nella soluzione di agro e lasciare cadere l'embrione negli aros senza espellere il liquido. Aspirare un po' di soluzione di agro insieme all'embrione nella pipetta.Quindi espellere l'embrione in una goccia di soluzione aro, sopra il metilcellulosa. Spingere l'embrione verso il basso, sul metilcellulosa, e orientarlo come desiderato per l'acquisizione delle immagini, in modo da sigillare il campione.Posizionare un'ulteriore lamella ponticello sopra quella già montata, rivolta verso il basso. Applicare una pressione uniforme su entrambi i lati delle lamelle sovrapposte fino a quando i ponticelli entrano in contatto diretto e la goccia di agarosio sigilla entrambe le lamelle. Verificare che l'embrione sia correttamente orientato.Strofinare un applicatore di legno lungo il vetro per livellare crepe e fessure nella pellicola di grasso da vuoto. Rimuovere eventuali eccessi di grasso dai bordi. Attivare il microscopio confocale e tutti i dispositivi laser esterni.Accendere anche il computer collegato al microscopio confocale e selezionare l'avvio del sistema e il software di acquisizione immagini confocali. Successivamente, abbassare la piattaforma di staging del microscopio confocale e spostare le lenti obiettivo dalla posizione. Sostituire la piastra standard con una piastra riscaldata elettronicamente.Accendere il controller per lo stadio riscaldato e impostare la temperatura a 29,5 gradi Celsius. Posizionare il campione montato sullo stadio riscaldato. Portare l'obiettivo 20x in posizione e sollevare la piattaforma dello stadio.Quindi attivare l'emettitore di luce visibile e centrare la testa dell'embrione nel campo visivo. Per attivare i canali di fluorescenza, selezionare la lunghezza d'onda fluorescente da rilevare e scegliere le tabelle di corrispondenza colore per ciascun canale. Per ogni canale di fluorescenza, impostare l'intensità del laser a 10,0 e la tensione del fotomoltiplicatore tra 600 e 700.Per ridurre il rumore di fondo e aumentare l'informazione fluorescente raccolta, impostare la media su due o quattro e la profondità di bit a 16 bit. Attivare i moduli per lo stack ZS e la serie temporale. Regolare il diaframma se necessario.Impostare l'intervallo di tempo e la durata dell'esperimento. Passare la telecamera alla modalità live. Regolare la messa a fuoco e aumentare l'intensità del laser se necessario.Per osservare la fluorescenza. Impostare lo zoom digitale su 0,6 per una vista più ampia. Se desiderato.Posizionare la piastra in modo che tutte le strutture di interesse siano visibili e ci sia spazio nel campo visivo per la crescita. Mettere a fuoco dorsalmente e anteriormente attraverso l'embrione fino ai limiti superiore e inferiore della fluorescenza. Impostare le posizioni della prima e dell'ultima fetta Zack almeno a 100 micrometri o più oltre questi limiti.Successivamente, impostare la tabella di ricerca del display in modo che gli indicatori di intervallo mostrino le strutture fluorescenti in una tonalità di grigio e il resto del campo in blu o nero. Se necessario, aumentare la tensione del fotomoltiplicatore a un livello appena inferiore a quello in cui compaiono i pixel rossi saturi. Se le strutture fluorescenti appaiono rosse, ridurre l'intensità del laser e/o il guadagno finché non assumono una tonalità di grigio.Se necessario, regolare l'offset in modo che le aree esterne al campione risultino blu. Impostare il diametro più piccolo che consente di acquisire le immagini in tempi ragionevoli.L'intervallo Z deve essere sempre impostato alla distanza ottimale suggerita per il diametro del pinhole; eseguire scansioni brevi per verificare le impostazioni, utilizzando sempre l'intensità laser più bassa possibile. Avviare ora l'esperimento per il tempo desiderato. Successivamente, rimuovere l'embrione dal palco riscaldato e separare lentamente le coprioggetti, immergendo la coprioggetto, lo scivolamento e l'embrione in em in una piastra di Petri da 30 millimetri.Utilizzando una pipetta di vetro, lavare delicatamente l'embrione dalla lamellina e rimuovere la lamellina dalla piastra di Petri. Posizionare l'embrione in un incubatore a 28,5 gradi Celsius per continuare lo sviluppo. Al termine degli esperimenti, acquisire immagini singole di embrioni fratelli montati su Zack, stadiati in modo simile al campione all'inizio degli esperimenti, ma allevati in un ME e in un incubatore a 28,5 gradi Celsius.Misurare gli archi faringei secondo necessità utilizzando un software confocale o un altro software di elaborazione delle immagini in embrioni di tipo selvatico. Seguendo la popolazione di cresta neurale, gli archi faringei si allungano lungo gli assi anteriore-posteriore e dorsale-ventrale mentre si spostano in direzione rostrale. All'estremità anteriore, il primo arco faringeo forma domini mascellare e mandibolare separati dall'ectoderma orale; i principali movimenti morfogenetici sono fortemente alterati nei mutanti di smoothened.Qui il settimo arco faringeo non riesce a migrare in senso rostrale fino a sovrapporsi agli archi più anteriori entro 48 ore dalla fecondazione. I mutanti SM5 del pesce zebra presentano numerosi difetti craniofacciali. In queste immagini confocali statiche.Le fusioni nei domini ventrali del secondo e del terzo arco sono evidenti a 32 ore post-fecondazione. Mediante microscopia confocale a tempo-lapse, analizziamo la morfogenesi degli archi faringei. Nei mutanti di Smad five, le fusioni tra il secondo e il terzo arco appaiono per la prima volta a 32 ore post-fecondazione.Coerente con l'analisi statica. Sebbene l'espressione dei membri della famiglia PDGF suggerisca un coinvolgimento diffuso nei movimenti della morfogenesi degli archi faringei, il movimento degli archi posteriori appare normale. Nei mutanti P-D-G-F-R-A, è la morfogenesi del primo arco faringeo ad apparire specificamente alterata.Questa procedura è compatibile con altre tecniche comunemente utilizzate nei zebrafish, come l'iniezione morfologica o la generazione di mosaicismo genetico. Le analisi con acquisizione a intervalli consentono l'analisi diretta delle conseguenze di queste manipolazioni. Dopo aver visionato questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire l'acquisizione in vivo con acquisizione a intervalli di embrioni di zebrafish transgenici, anestetizzando e montando correttamente i campioni e impostando i parametri ideali per la microscopia confocale.

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In questo video, si dimostra un metodo con cui analizzare il cervello dei vertebrati sviluppo in embrioni di zebrafish dal vivo a una risoluzione singola cellula al microscopio confocale. Questo include il metodo con cui iniettare il unicellulare zebrafish e, successivamente, montare e immagine lo sviluppo del cervello.

Vivere Imaging of the Brain Zebrafish embrionali da microscopia confocale

Imaging di sviluppo cerebrovascolare in zebrafish larvale è descritto. Sono forniti anche tecniche per facilitare l'imaging 3D e modificare lo sviluppo cerebrale con trattamenti chimici.

Imaging 3D e ricostruzione di strutture cerebrovascolari in Zebrafish embrionali

Visualizzazione dei dati sperimentali è diventata un elemento chiave per la presentazione dei risultati alla comunità scientifica. Generazione di live time-lapse di embrioni in crescita contribuisce a una migliore presentazione e la comprensione dei processi di sviluppo complessi. Questo protocollo è una guida passo-passo per l'etichettatura cellulare tramite fotoconversione di proteine ​​Kaede in zebrafish.

Visualizzazione di sviluppo craniofacciale nei SOX10: Kaede transgenici Zebrafish line utilizzando Time-lapse Microscopia confocale

Organizzazione delle cellule di ossa cranio-facciali è stato a lungo ipotizzato ma mai visualizzato direttamente. Marcatura delle cellule Multi-spettrale e in vivo vivo   l'imaging consente di visualizzare il comportamento delle cellule dinamica mandibola zebrafish. Qui, abbiamo dettaglio il protocollo di manipolare Zebrabow pesci transgenici e osservare direttamente intercalazione cellulare e cambiamenti morfologici di condrociti nella cartilagine di Meckel.

Visualizzazione di condrociti intercalazione e direzionale proliferazione via Zebrabow Analisi cellulare clonale nella cartilagine del Embryonic Meckel

Qui, presentiamo un metodo di montaggio versatile che consente l'imaging time-lapse a lungo termine dello sviluppo posteriore del corpo di embrioni vivi di pesce zebra senza perturbare il normale sviluppo.

Un metodo di montaggio versatile per il lungo termine Imaging di sviluppo Zebrafish

Una combinazione delle tecniche ottiche avanzate di scansione microscopia con lungo l'eccitazione di fluorescenza multi-fotone lunghezza d'onda del laser è stata implementata per catturare immagini ad alta risoluzione, tridimensionale, in tempo reale della migrazione dalla cresta neurale in embrioni di zebrafish di Tg (foxd3:GFP) e Tg (sox10:EGFP).

Multi-fotone Time Lapse Imaging per visualizzare lo sviluppo in tempo reale: visualizzazione della migrazione di cellule neurali della cresta negli embrioni di Zebrafish

L'imaging in vivo è un potente strumento che può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari alla base dello sviluppo del sistema nervoso. Qui descriviamo una tecnica per l'utilizzo della microscopia confocale time-lapse per visualizzare un gran numero di cellule multicolore etichettate Brainbow in tempo reale all'interno del sistema nervoso del pesce zebra in via di sviluppo.

Visualizzare il cervello in via di sviluppo nel pesce zebra vivente utilizzando Brainbow e Time-lapse Confocal Imaging

Questo protocollo descrive un approccio per l'etichettatura in toto e l'imaging multidimensionale dello sviluppo precoce dell'occhio del pesce zebra. Descriviamo l'etichettatura, l'incorporamento e l'imaging quadridimensionale (4D) utilizzando la microscopia confocale a scansione laser e considerazioni per ottimizzare l'acquisizione di set di dati per sezionare i meccanismi della morfogenesi della coppa ottica.

Imaging a 4 dimensioni della morfogenesi della coppa ottica zebrafish

Il protocollo qui descritto presenta una procedura semplice e facile da seguire per la colorazione e la dissezione delle cartilagini craniofacciali in una larva di pesce zebra di 5 giorni. Può essere utilizzato per studiare l'anatomia, la forma e le dimensioni di queste strutture in varie condizioni di sviluppo.

Dissezione dei tessuti craniofacciali di pesce zebra dopo colorazione con blu di Alcian

Questo lavoro descrive un protocollo per quantificare la forma della cartilagine craniofacciale utilizzando software liberi (tpsDigs2, MorphoJ e PAST) per misurare i cambiamenti nella struttura facciale nelle larve di pesce zebra.

Analisi morfometriche della forma: il software di analisi per la quantificazione della forma craniofacciale nel pesce zebra

Scopri la microscopia confocale time-lapse per analizzare la morfogenesi craniofaciale in embrioni di Danio rerio. Questo metodo consente di osservare in tempo reale i movimenti degli archi faringei e confrontare fenotipi wild-type e mutanti.

Analizzando craniofacciale morfogenesi in Zebrafish Uso 4D Microscopia confocale

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