Name: In Vivo trasfezione di siRNA e Gene Knockdown in Spinal Cord via rapida non invasiva lombare spinale iniezioni nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 24 s
Description: Scopri la trasfezione di siRNA nel midollo spinale lombare di topi mediante iniezione intratecale rapida e non invasiva. Questa tecnica consente il silenziamento genico localizzato per studi di neuroscienza.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Tutte le procedure di utilizzo di animali erano in conformità con le linee guida etiche stabilite dal Consiglio di amministrazione locale (Regierungspräsidium Karlsruhe, Karlsruhe, Germania). 1. Preparazione di siRNA / PEI Complex La soluzione complesso siRNA / PEI viene preparato utilizzando le indicazioni del produttore come segue: <ol><li> Soluzione A: Diluire la quantità desiderata di siRNA con acqua sterile (se necessario) fino ad un quarto del volume finale e diluire ulteriormente con soluzione di glucosio al 10% fino a metà del volume di fine. Vortex delicatamente o mescolare pipettando su e giù. La quantità ottimale di siRNA deve essere determinato empiricamente, ma 1 mg siRNA in 10 microlitri soluzione complessa per animale è un buon punto di partenza per l&#39;ottimizzazione. </li><li> Soluzione B: Diluire il volume necessario di PEI reagente con acqua sterile fino a un quarto del volume finale e diluire ulteriormente con soluzione di glucosio al 10% fino a metà del volume finale. Vortex gente o mescolare pipettando su e giù. Nota: la quantità di PEI reagente determina l&#39;equilibrio ionico nel complesso che influenza l&#39;efficienza della trasfezione. Allo stesso modo la quantità ottimale di soluzione di PEI deve essere determinato empiricamente. Nelle nostre mani, la quantità ottimale è di 0.12 ml di soluzione di PEI per 1 mg siRNA. </li><li> Mescolare la soluzione A con soluzione B tutti in una volta, vortice delicatamente. </li><li> Incubare la soluzione mista per 15 minuti a temperatura ambiente prima dell&#39;uso. Questo complesso è stabile per 2 ore a temperatura ambiente e per 24 ore a 4 ° C. </li></ol> 2. Iniezione intratecale <ol><li> Anestetizzare il mouse con il 3% isoflurano, fino a che non mostra segni di riflesso di raddrizzamento. Inoltre, controllare la coda e / o zampa pizzico riflesso per garantire ulteriormente lo stato di anestesia. </li><li> Radere circa 2 cm 2 di pelliccia alla fine posteriore dell&#39;animale vicino alla base della coda per facilitare una migliore visualizzazione durante l&#39;inserimento dell&#39;ago. </li><li> Posizionare il mouse inun&#39;ogiva di una amministrazione isoflurano proseguito nel corso del procedimento, ridurre l&#39;isoflurano al 1,5%, e coprire gli occhi del mouse con lubrificante occhio. </li><li> Preparare la soluzione pronta all&#39;uso mista siRNA usando una siringa Hamilton 25 microlitri collegato a un 30 G 0.5 a spillo. </li><li> Individuare il processo spinoso della L6, che dovrebbe essere il più importante e fissare la colonna vertebrato intorno a questa zona premendo delicatamente. </li><li> Inserire con cautela l&#39;ago tra la scanalatura di L5 e L6 vertebre e osservare per un colpo di coda come questo segno indica un lancio di successo dell&#39;ago nello spazio intradurale. Suggerimento: Utilizzando unghia, si dovrebbe essere in grado di individuare la scanalatura pure. </li><li> Una volta tail flick si osserva, immediatamente, ma attenzione, fissare la posizione dell&#39;ago con una mano e iniettare il volume desiderato di sostanza con l&#39;altra mano lentamente. Suggerimento: un volume compreso tra 5-10 microlitri è ottimale in quanto il volume a meno di 5 &amp;# 181; l è inaffidabile e un maggior volume di 10 microlitri porta a troppa pressione. </li><li> Una volta eseguita l&#39;iniezione, spostare il mouse torna alla gabbia di recupero dall&#39;anestesia. </li><li> Ripetere questa iniezione più almeno 2 volte ogni 24 ore per raggiungere down-regulation ottimale del gene bersaglio. </li></ol>

<ol><li>Hylden, J. L., Wilcox, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrathecal+morphine+in+mice%3A+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Intrathecal morphine in mice: a new technique.</a> Eur. J. Pharmacol. 67, 313-316 (1980).</li>
<li>Stokes, J. A., Corr, M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+tactile+allodynia+following+intrathecal+puncture+in+mouse%3A+contributions+of+Toll-like+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Transient tactile allodynia following intrathecal puncture in mouse: contributions of Toll-like receptor signaling.</a> Neurosci. Lett. 504, 215-218 (2011).</li>
<li>Goula, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyethylenimine-based+intravenous+delivery+of+transgenes+to+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Polyethylenimine-based intravenous delivery of transgenes to mouse lung.</a> Gene Ther. , 1291-1295 (1998).</li>
<li>Fairbanks, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+delivery+of+analgesics+in+experimental+models+of+pain+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Drug.+Deliv.+Rev%22%5BJournal%5D)">Spinal delivery of analgesics in experimental models of pain and analgesia.</a> Adv. Drug. Deliv. Rev. 55, 1007-1041 (2003).</li>
<li>Hohmann, A. G., Tsou, K., Walker, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoid+modulation+of+wide+dynamic+range+neurons+in+the+lumbar+dorsal+horn+of+the+rat+by+spinally+administered+WIN55%2C212-2%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Cannabinoid modulation of wide dynamic range neurons in the lumbar dorsal horn of the rat by spinally administered WIN55,212-2.</a> Neurosci. Lett. 257, 119-122 (1998).</li>
<li>Song, Z. H., Takemori, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+spinal+kappa+opioid+receptors+in+the+antinociception+produced+by+intrathecally+administered+corticotropin-releasing+factor+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Involvement of spinal kappa opioid receptors in the antinociception produced by intrathecally administered corticotropin-releasing factor in mice.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 254, 363-368 (1990).</li>
<li>Trang, T., Sutak, M., Jhamandas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+cannabinoid+%28CB1%29-receptors+in+the+development+and+maintenance+of+opioid+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Involvement of cannabinoid (CB1)-receptors in the development and maintenance of opioid tolerance.</a> Neuroscience. , 1275-1288 (2007).</li>
<li>Yaksh, T. L., Rudy, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+catheterization+of+the+spinal+subarachnoid+space%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space.</a> Physiol. Behav. 17, 1031-1036 (1976).</li>
<li>Tappe, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+scaffolding+protein+Homer1a+protects+against+chronic+inflammatory+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Synaptic scaffolding protein Homer1a protects against chronic inflammatory pain.</a> Nat. Med. , 677-681 (2006).</li>
<li>Bourinet, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silencing+of+the+Cav3.2+T-type+calcium+channel+gene+in+sensory+neurons+demonstrates+its+major+role+in+nociception%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Silencing of the Cav3.2 T-type calcium channel gene in sensory neurons demonstrates its major role in nociception.</a> EMBO J. 24, 315-324 (2005).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+to+dorsal+root+ganglia+by+intrathecal+injection%3A+effects+on+regeneration+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene transfer to dorsal root ganglia by intrathecal injection: effects on regeneration of peripheral nerves.</a> Mol. Ther. 12, 314-320 (2005).</li>
<li>Wigdor, S., Wilcox, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+and+systemic+morphine-induced+antinociception+in+mice%3A+contribution+of+descending+serotonergic+and+noradrenergic+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Central and systemic morphine-induced antinociception in mice: contribution of descending serotonergic and noradrenergic pathways.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 242, 90-95 (1987).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano interessi finanziari concorrenti.

Pertanto, la tecnica di iniezioni intratecale aghi sopra descritta è efficace, veloce, specificamente localizzate, e non distruttivo. Tecnicamente, l&#39;aspetto più critico di questa procedura è il punto di inserimento dell&#39;ago nella scanalatura. E &#39;fondamentale che questa procedura è fatta con le mani molto calma e pazienza. Come molte procedure chirurgiche, la formazione migliora la velocità di iniezione di successo. Questo è importante anche perché durante un esperimento reale, questa tecnica non fornisce un...

Il midollo spinale è un centro molto importante in una varietà di processi biologici chiave e funzioni fisiologiche, tra cui l&#39;elaborazione e la trasmissione di dolorose (nocicettivi) ingressi 4-7. Sono state sviluppate varie tecniche sperimentali per facilitare modulazione farmacologica del midollo spinale, come impianto cronica di cateteri intratecali 8, microiniezione del midollo spinale, e intratecale ago di iniezione 9. Ogni tecnica ha i suoi vantaggi e svantaggi, e in funzione del paradigma esperimento una tecnica potrebbe essere più adatto rispetto agli altri. Considerando impianto cronica di cateteri intratecali è facilmente realizzabile in ratto, questo metodo è molto difficile nel topo, dato restrizioni di dimensione. Tasso di successo è molto bassa e deficit motori spesso si verificano a causa della presenza ingombrante di un catetere nello spazio subdurale fortemente confinato nel topo. Inoltre, la consegna a lungo termine di farmaci è resa a causa di frequenti coagulazionedi cronicamente impiantati cateteri. Infine, reazioni immunitarie sono comuni. Questi problemi possono essere aggirate utilizzando il metodo di iniezione intratecale acuta tramite un ago in assenza di un catetere preimplanted, che permette un facile e anatomicamente limitata applicazione di farmaci e reagenti per midolli spinali di topi. Questo metodo mantiene pienamente i vantaggi della somministrazione intratecale su altri percorsi di consegna sistemici (per esempio orale, endovenosa, intraperitoneale, ecc) come specificità di modulazione spinale, che permette dosaggi ridotti ed effetti collaterali limite, così come la capacità di fornire sostanze non fanno normalmente non attraversa la barriera ematoencefalica in quanto durante l&#39;iniezione intratecale, l&#39;ago viene inserito tra la dura madre e il midollo spinale. Importante, tuttavia, in confronto ad altri metodi di somministrazione intratecale, il metodo di iniezione dell&#39;ago intratecale è la meno invasiva, consentendo numerose applicazioni nelstesso animale senza causare notevoli danni ai tessuti o evocando reazione immunitaria a causa di impianto di materiale estraneo. Tuttavia, esso richiede competenze tecniche per una targeting preciso dell&#39;ago per permettere efficacia. Qui, dimostriamo visivamente il metodo per raggiungere un tasso ottimale di successo per specificamente rivolti midollo spinale lombare. Il sito di iniezione che viene scelto in questo esperimento è il solco tra L5 e L6 colonna vertebrato, vicino a dove termina il midollo spinale, per minimizzare la possibilità di danneggiare il dorso. Inoltre, dimostriamo l&#39;uso di questa tecnica per abbattere i geni nel midollo spinale con siRNA.

<table><tbody><tr><td>In Vivo-jetPEI</td><td>Polyplus</td><td>201-10G</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>WAVE1 siRNA</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-36832</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Controllo siRNA-A</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-37007</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Anticorpo anti-tubulina III</td><td>Sigma</td><td>T2200</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Anticorpo anti-WAVE1</td><td>R& D Systems</td><td>AF5514</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Colorante verde veloce</td><td>Sigma</td><td>F-7252</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Installazione dell'isoflurano</td><td>Dr&auml; ger L&uuml; beck</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Rasoio</td><td>Wella</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Siringa Hamilton A tenuta di gas 1702</td><td>Hamilton</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G 1/2 in 13 mm Ago</td><td>BD Microlancia</td><td>304000</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio Leica MS5</td><td>Leica</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Primer diretto WAVE1 per qRT-PCR</td><td>Sigma</td><td></td><td>cacagagcctcaggagg</td></tr><tr><td>Primer invertito WAVE1 per qRT-PCR</td><td>Sigma</td><td></td><td>cttttcaccaacggcatctt</td></tr><tr><td>FastStart Essential DNA Green Master</td><td>Roche</td><td>6402712001</td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

in vivo trasfezione di sirna e gene knockdown in spinal cord via rapida non invasiva lombare spinale iniezioni nei topi

In Vivo SiRNA Transfection and Gene Knockdown in Spinal Cord via Rapid Noninvasive Lumbar Intrathecal Injections in Mice

Questo rapporto descrive una guida step-by-step per la tecnica di iniezioni ago intratecale acuti in maniera non invasiva, cioè indipendente catetere impianto. La limitazione tecnica di questa tecnica chirurgica consiste nella finezza delle mani. L&#39;iniezione è rapida, soprattutto per un sperimentatore addestrato, e poiché rottura dei tessuti con questa tecnica è minima, iniezioni ripetute sono possibili; reazione peraltro immune agli strumenti stranieri (. Es. catetere) non si verifica, dando così una migliore e più specifica leggere di modulazione del midollo spinale. Dato che l&#39;applicazione della sostanza è in gran parte limitata alla regione bersaglio del midollo spinale, farmaci non devono essere applicati in grandi dosi, e soprattutto effetti indesiderati su altri tessuti, come osservato con una consegna sistematica, potrebbero essere aggirate 1, 2. Inoltre, si combinano questa tecnica con transfezione in vivo di acido nucleico con l&#39;aiuto di polyethylenimine (PEI) reagente 3, che prevede la versatilità tremenda per studiare le funzioni spinali via la consegna di agenti farmacologici così come gene, RNA, proteine ​​e modulatori.

Al fine di illustrare una iniezione di successo, abbiamo eseguito questa tecnica usando rapidi colorante verde FCF in adulti C57BL6 topi (8-10 settimane di età). L&#39;animale è stato permesso di recuperare per pochi minuti dopo l&#39;iniezione di fornire tempo sufficiente per il colorante di diffondersi e poi ucciso con una overdose di CO 2. Successivamente, la colonna vertebrato stato dissezionato e il midollo spinale è stato esposto. Il puncta blu corrispondente alla tintura diffusa, ha segnato il sito di ...

Questo rapporto descrive una tecnica semplice e rapida di intratecale ago puntura per una trasfezione di siRNA localizzato nel midollo spinale lombare nel topo sotto breve anestesia leggera durata.

In Vivo trasfezione di siRNA e Gene Knockdown in Spinal Cord via rapida non invasiva lombare spinale iniezioni nei topi

This report describes a step-by-step guide to the technique of acute intrathecal needle injections in a noninvasive manner, i.e. independent of catheter ...

L'obiettivo generale di questa procedura è applicare localmente l'IRNA mediante somministrazione intratecale nel midollo spinale. Ciò si ottiene innanzitutto preparando il reagente ottimale del complesso I-R-N-A-P-E-I. Il secondo passaggio consiste nel preparare il topo per l'iniezione intratecale.Dopo un tempo di incubazione di almeno 15 minuti, la soluzione mista di RNAi viene aspirata in una siringa Hamilton. L'ultimo passaggio consiste nell'eseguire con attenzione l'iniezione intratecale, ripetendo le iniezioni una volta ogni 24 ore per garantire un'ottimale riduzione dell'espressione genica. Infine, immunoblotting e PCR quantitativa in tempo reale.La PCR viene utilizzata per dimostrare la corretta riduzione dei livelli di proteina e mRNA conseguente alla transfezione con INA. Il principale vantaggio di questa tecnica è che è meno invasiva rispetto a un'iniezione intracatetere o nel midollo spinale. In generale, chi si approccia per la prima volta a questo metodo deve acquisire la manualità necessaria per eseguire l'iniezione attraverso un piccolo solco presente tra le colonne vertebrali, senza danneggiare il midollo spiniale.Per preparare la soluzione di SIR A, iniziare diluen

in-vivo-sirna-transfection-gene-knockdown-spinal-cord-via-rapid

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Un protocollo minimamente invasiva per stabilizzare la colonna vertebrale del mouse ed eseguire...

Imaging in vivo del midollo spinale di topo Utilizzo di due fotoni Microscopia

Fonte: Tadokoro, T., et al. Consegna del vettore del virus adeno-associato subpial 9 (AAV9) in topi adulti. J. Vis. Exp. (2017)Questo video mostra una tecnica di iniezione subpial per la consegna di geni al midollo spinale nei topi. La procedura prevede l'esposizione della dura madre, la perforazione della pia madre e l'iniezione di un virus adeno-associato ricombinante (rAAV) che trasporta un gene che esprime una proteina fluorescente nello spazio subpiale. Dopo l'iniezione e il recupero, il...

Consegna del gene subpiale nel midollo spinale del topo per valutare l'espressione genica

Fonte: Li, D., et al. Iniezione intratecale diretta di virus adeno-associati ricombinanti in topi adulti. J. Vis. Exp. (2019)Questo video mostra la procedura per l'iniezione intratecale di virus adeno-associati (AAV) nel liquido cerebrospinale (CSF) di un topo sveglio, coprendo la preparazione della siringa, l'allineamento spinale e l'inserimento preciso dell'ago. Questo metodo convalida la somministrazione genica mirata, supportando il suo potenziale per le terapie del SNC.

Somministrazione intratecale di virus in un modello murino per il trattamento delle malattie del sistema nervoso centrale

Vettori virali per consentire la manipolazione genica mirata. Abbiamo dimostrato un metodo per l'espressione genica condizionale o ablazione nel midollo spinale topo, utilizzando iniezione stereotassica di un vettore virale nel corno dorsale, un luogo di rilievo di contatto sinaptico tra afferenze somatosensoriali primarie e neuroni del sistema nervoso centrale.

Iniezione stereotassica di un vettore virale per la manipolazione del gene condizionale nel midollo spinale del mouse

Qui, presentiamo una tecnica in vivo per il trasferimento genico alle cellule di Schwann (SC) nel nervo sciatico del roditore. Questa semplice tecnica è utile per studiare i meccanismi di segnalazione coinvolti nello sviluppo e nel mantenimento delle SC mielinizzanti.

In Vivo Gene Transfer di cellule di Schwann nel nervo sciatico roditori da elettroporazione

L'iniezione intraspinal di recombinase dipendente ricombinanti virus adeno-associato (rAAV) può essere utilizzato per manipolare qualsiasi tipo di cellula geneticamente etichettati nel midollo spinale. Qui descriviamo come trasduce neuroni nel corno dorsale del midollo spinale lombare. Questa tecnica consente funzionale interrogatorio del sottotipo del neurone manipolati.

Espressione del Transgene di mediata da Virus adeno-associato in neuroni geneticamente definiti del midollo spinale

Qui presentiamo una tecnica di iniezione intratecale diretto utilizzo 1% lidocaina cloridrato in una soluzione virale per garantire una consegna efficiente virus adeno-associato ai piccoli animali e stabilire un sistema di scoring per predire l'efficienza di trasduzione in zona centrale sistema nervoso secondo il grado della debolezza transitoria indotta da lidocaina.

Diretto iniezione intratecale di ricombinanti Virus Adeno-associato in topi adulti

Qui, descriviamo un metodo per fornire farmaci al sistema nervoso centrale del ratto impiantando un catetere nello spazio lombare intrateco della colonna vertebrale. Ci concentriamo sulla consegna di oligonucleotidi antisenso, anche se questo metodo è adatto per la consegna di altre modalità terapeutiche pure.

Consegna intratecala di Oligonucleotidi Antisense nel Rat Central Nervous System

Viene descritta una procedura chirurgica per eseguire iniezioni nella cisterna lombare del ratto giovane. Questo approccio è stato utilizzato per la somministrazione intratecale di vettori di terapia genica, ma si prevede che questo approccio possa essere utilizzato per una varietà di terapie, tra cui cellule e farmaci.

Somministrazione intratecale di vettori in ratti giovani tramite iniezione nella cisterna lombare

Un'iniezione intratecale lombare rappresenta una via di somministrazione traslazionalmente rilevante per la somministrazione della terapia genica al sistema nervoso centrale. Questo protocollo standardizzato completo per le iniezioni intratecali lombari in topi e ratti neonatali, giovani e adulti mira a guidare i ricercatori nell'adozione di questa tecnica per gli studi preclinici di terapia genica.

Iniezione intratecale lombare di vettori di terapia genica per il targeting del sistema nervoso centrale in topi e ratti

Questo articolo descrive i metodi di somministrazione intratecale per terapie mirate al SNC nei topi adulti, concentrandosi sulla precisione del protocollo e sulla possibilità di iniezioni ripetute. Include i risultati di uno studio di validazione in cui gli oligonucleotidi antisens hanno ridotto l'espressione mutante di SOD1 nei topi modello SOD1-ALS, supportando l'utilità di questo approccio nella ricerca preclinica sulle malattie neurodegenerative.

Iniezione intratecale lombare di SOD1-ASO per il targeting preciso del sistema nervoso centrale e l'efficacia predittiva nei topi umani SOD1-G93A ALS

Scopri la trasfezione di siRNA nel midollo spinale lombare di topi mediante iniezione intratecale rapida e non invasiva. Questa tecnica consente il silenziamento genico localizzato per studi di neuroscienza.

In Vivo trasfezione di siRNA e Gene Knockdown in Spinal Cord via rapida non invasiva lombare spinale iniezioni nei topi

Esplora altri video