Name: Diagnostic Ultrasound Imaging di funzione mouse Diaframma (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-21T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Impara a valutare la contrattilità del diaframma nei modelli murini con imaging ecografico non invasivo. Questo metodo fornisce dati quantitativi sulla funzione muscolare respiratoria per studi di fisiologia.

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Questo lavoro è sostenuto da finanziamenti del Fondo UO generale G110 e ricerca di eccellenza Fondo della ricerca biomedica e OSU-HRS Fondo 013.000. Gli autori desiderano ringraziare Lauren Chen per la sua assistenza nella preparazione di questo manoscritto.

Tutte le procedure che coinvolgono soggetti animali sono stati approvati e completati in conformità e il rispetto degli Institutional Animal Care ed uso commissione Ohio State University (IACUC) norme e linee guida. 1. Topo Anestesia <ol><li> Istituire un tavolo procedura pulita con un pad isotermica riscaldata avvolta in un asciugamano chirurgico. Il rilievo di riscaldamento deve essere mantenuta tra 30 ° C e 34 ° C per stabilizzare la temperatura interna dell&#39;animale, riducendo la probabilità di stress per l&#39;animale. </li><li> Posizionare il mouse in una camera di induzione di anestesia con i seguenti parametri: flusso di ossigeno impostato a 1,5 L / min e vaporizzatore isoflurano impostato a 3,5%. Sedazione completa dovrebbe avvenire entro 1-2 min. Se una camera di induzione non è disponibile, una campana di vetro può essere utilizzato con una rete metallica posizionata nella parte inferiore per evitare il contatto diretto con l&#39;animale isoflurano. </li><li> Rimuovere immediatamente il mouse dalla camera di induzione voltaè completamente anestetizzato (raggiunta quando il mouse perde la funzione motoria volontaria). Applicare un naso-cono all&#39;animale per il mantenimento dell&#39;anestesia. Il flusso di ossigeno deve essere diminuito di circa 0,5 L / min e il vaporizzatore isoflurano dovrebbe essere impostato in un range da 1,5 a 2,5%. <ol><li> Applicare una piccola quantità di pomata oftalmica direttamente alle cornee per ridurre la secchezza degli occhi 8. Inoltre, durante l&#39;anestesia, il mouse dovrebbe mantenere l&#39;assenza del riflesso ritiro pedale, le mucose dovrebbero rimanere di colore rosa, e la respirazione dovrebbe apparire costante. </li></ol></li></ol> 2. Preparazione per Diagnostic Ultrasound Imaging procedura <ol><li> Trattenere ogni tappa del mouse sulla tabella procedura riscaldata con un adesivo rimovibile, come nastro chirurgico. </li><li> Usando un rasoio elettrico, rimuovere i capelli sulla superficie ventrale del corpo tra il modo addome e mezza la cavità toracica. Applicare crema depilatoria per ulteriori respostare i capelli rimanenti non tagliata dal rasoio. Pulire la crema con una garza umida dopo 2-3 minuti. </li><li> Rimuovere i peli in eccesso utilizzando una garza imbevuta di acqua e pulire la regione rasata con il 70% di alcool o equivalente antisettico. La sonda ad ultrasuoni viene applicato a questa zona per visualizzare la funzione diaframma. Un analgesico topico può essere fornito agli animali che avvertono lievi irritazioni cutanee a causa di depilazione. </li></ol> 3. Diagnostic Ultrasound Imaging Protocol <ol><li> Accendere il dispositivo ad ultrasuoni e regolare la potenza di uscita (se necessario) sull&#39;apparecchio per percentuale avere risoluzione ottimale. </li><li> Impostare la macchina ad ultrasuoni a uno B (luminosità)-mode, M (moto)-mode, o entrambi prima di imaging, che consente la corretta visualizzazione della contrazione diaframma mouse. </li><li> Applicare una piccola quantità di gel ultrasuoni sull&#39;addome superiore del mouse e massaggiare il gel verso la cavità toracica. </li><li> Posizionare l&#39;ultrasuono trasduttore in questa zona e l&#39;angolo verso l&#39;alto verso il cuore. Regolare la sonda fino a raggiungere una risoluzione ottimizzata dell&#39;immagine. Nota: per questo protocollo, una matrice di micro-convessa o lineare phased array di trasduttori è una sonda ideale da usare grazie al minimo ingombro e un&#39;eccellente risoluzione assiale 9; richiede la frequenza da regolare attraverso la larghezza di banda e per questi esperimenti una gamma di 6.5-12 MHz può essere utilizzata. </li><li> Premere il pulsante FREEZE per salvare temporaneamente le immagini diaframma e visualizzare le contrazioni selezionati. </li><li> Salvare la registrazione come cine loop, che permette di successive misure di escursione diaframmatica, così come il tasso di respirazione. Nota: fotogrammi di immagini possono essere salvate nella memoria del computer o su un disco rigido esterno per le analisi future 9. <ol><li> Proprio misurare la profondità del movimento del diaframma dal relax alla contrazione utilizzando calibri elettronici che fanno parte del software ultrasuoni. </li><li> Convertire ilfile di cine loop in un file MPEG e determinare il tasso di respirazione contando il numero di contrazioni diaframmatiche durante il periodo di registrazione. In alternativa, il numero di contrazioni al minuto (frequenza respiratoria) può essere conteggiato dall&#39;immagine M-mode. </li></ol></li></ol> 4. Post anestesia recupero degli animali <ol><li> Il mouse dovrebbe recuperare completamente dall&#39;anestesia entro 1 ora. Non lasciare l&#39;animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere decubito sternale. </li></ol>

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<li>Gargani, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+ultrasound%3A+a+new+tool+for+the+cardiologist%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Lung ultrasound: a new tool for the cardiologist.</a> Cardiovascular Ultrasound. 9, 6(2011).</li>
<li>Sanders, R. C., Winter, T. Clinical Sonography A Practical Guide. , 4th edn, Lippincott Williams & Wilkins. 632 (2007).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Il protocollo sperimentale attuale sviluppa diagnostici tecniche di imaging ad ultrasuoni specifica dell&#39;attività diaframma in un modello murino mediante un approccio non invasivo vivo. Le impostazioni di apparecchi per anestesia sono valori approssimati, che possono essere leggermente adattate per ciascun animale in quanto topi individuo può rispondere in modo diverso ad anestesia. Per evitare somministrazione anestesia improprio, è importante controllare regolarmente i segni vitali del topo compr...

Recentemente, tecniche di imaging ad ultrasuoni di diagnostica sono state applicate a modelli murini di ipertensione renovascolare e pancreas 1,2 cancro. Tuttavia, queste tecniche non sono stati ampiamente utilizzati in roditori respiratoria saggio di funzione muscolare. Pertanto, abbiamo sviluppato un metodo di imaging ad ultrasuoni di diagnostica come un valido strumento per le valutazioni in vivo longitudinali di mobilità del diaframma nei topi. Ci sono diversi vantaggi per diagnostica ecografica. Per esempio, è invasivo, sicuro, portatile, e consente misurazioni in tempo reale ad un costo relativamente basso 3. In particolare, alcuni dispositivi ad ultrasuoni a bassa frequenza sono stati in grado di rilevare air trapping, una caratteristica clinica della malattia polmonare ostruttiva cronica (BPCO) con lieve a grave limitazione al flusso aereo 4. Così, diagnostica ecografica può servire come un metodo di screening facilmente accessibile e riproducibile per il monitoraggio in tempo reale<html> di disturbi respiratori. Tecniche di imaging ad ultrasuoni di diagnostica sono spesso applicati agli animali più grandi o soggetti umani. Tuttavia, ci sono stati un numero limitato di studi di imaging ad ultrasuoni su modelli murini, che è probabilmente dovuto alle sfide di eseguire ultrasuoni su soggetti di piccole dimensioni. Il protocollo attuale delinea una nuova procedura per misurare la funzione diaframma nel topo. Inoltre, anche se ci sono stati diversi studi sui roditori sulla funzione del diaframma, la maggior parte dei risultati sono stati ottenuti isolando fasce muscolari direttamente dall&#39;animale eutanasia 5-7. Al contrario, utilizzando un metodo di imaging diagnostico ad ultrasuoni in vivo per analizzare l&#39;attività diaframma diminuirebbe il numero di animali sacrificati per la sperimentazione. Inoltre, i trattamenti a lungo termine incentrati sul rafforzamento della membrana contrattilità possono essere valutati con precisione con gli ultrasuoni in modelli di roditori senza sacrificare animali. S copi &quot;&gt; Nel nostro laboratorio, abbiamo sviluppato un metodo efficace per la visualizzazione e l&#39;analisi dell&#39;attività diaframma mouse usando una macchina ad ultrasuoni, che aiuta la comprensione della funzione di diaframma in vivo, evita metodi invasivi agli animali, e facilita lo sviluppo di terapeutica trattamenti per la disfunzione respiratoria.

<table><tbody><tr><td>Sistema di diagnostica per immagini digitale ad ultrasuoni</td><td>veterinario Edan</td><td>DUS 3 VET</td><td>I parametri degli ultrasuoni includono: frequenza di 6,5 MHz, profondità di 29 mm. Nota: Per questo protocollo può essere utilizzata una macchina ad ultrasuoni equivalente Trasduttore</td></tr><tr><td>ad array micro-convesso</td><td>Edan</td><td>C611</td><td>O</td></tr><tr><td>equivalente GE Logiq i unità portatile (HCU)&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>GE Logiq i hand-carried unit (HCU)</td><td>O sonda lineare GE equivalente</td></tr><tr><td>a 12 MHz</td><td>GE Healthcare</td><td>12L-RS</td><td>O</td></tr><tr><td>equivalente Vaporizzatore per anestesia veterinaria</td><td>Webster Veterinary</td><td>Serial #: W422021 L'isoflurano</td><td>è stato utilizzato esclusivamente con questo vaporizzatore (o equivalente). Per l'anestesia iniziale è stata assemblata una camera di induzione personalizzata per l'anestesia. L'anestesia di mantenimento è stata eseguita utilizzando un cono nasale</td></tr><tr><td>Isothesia (Isoflurano, USP)</td><td>Butler Schein</td><td>29405 250ML</td><td>PVL O</td></tr><tr><td>equivalente Contenitore assorbente per anestesia Enviro-pure</td><td>Surgivet Smiths Medical PM, Inc.</td><td>Parte #: 32373B10</td><td>O equivalente Gel</td></tr> di <tr><td>trasmissione degli ultrasuoni</td><td>HM Sonic</td><td>N/A</td><td>O equivalente&nbsp;</td></tr><tr><td>Unguento veterinario Puralube</td><td>Puralube</td><td>NDC 17033-211-38</td><td>O</td></tr><tr><td>equivalente Deltaphase isotermico pad</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>39DP</td><td>O equivalente</td></tr><tr><td>Depilatore</td><td></td><td>Nair N/A</td><td>O equivalente</td></tr><tr><td>Rasoio elettrico</td><td>Remington</td><td>HC-5015</td><td>O equivalente</td></tr><tr><td>Nastro chirurgico</td><td>3M Micropore</td><td>1530-1</td><td>O</td></tr><tr><td>equivalente Garza spugne</td><td>Dynarex</td><td>3262</td><td>O equivalente</td></tr></tbody></table>

diagnostic ultrasound imaging di funzione mouse diaframma

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Analisi Funzione di roditore muscoli scheletrici respiratorio, in particolare il diaframma, viene comunemente eseguita isolando strisce muscolari utilizzando procedure chirurgiche invasive. Anche se questo è un metodo efficace di valutazione in vitro dell&#39;attività diaframma, esso comporta un intervento chirurgico non-sopravvivenza. L&#39;applicazione di non invasiva ecografia come una procedura in vivo è utile in quanto non solo riduce il numero di animali sacrificati, ma è adatto anche per monitorare la progressione della malattia in topi vivi. Così, il nostro metodo di imaging ad ultrasuoni può probabilmente contribuire allo sviluppo di nuove terapie che alleviano lesione muscolare indotto da varie malattie respiratorie. In particolare, nella diagnosi clinica delle malattie polmonari ostruttive, ecografia ha il potenziale di essere utilizzato in combinazione con altri test standard per rilevare l&#39;insorgenza precoce di affaticamento muscolare diaframma. Nel protocollo attuale, si descrive come valutare con precisione diaframma contractilità in un modello murino utilizzando una tecnica diagnostica ecografica.

Una tipica immagine ecografica di un diaframma mouse viene mostrato nella Figura 1A. Il diaframma topo spostamento verticale massima è stata registrata. Questa distanza è stata calcolata misurando con precisione la profondità di movimento del diaframma da relax contrazione utilizzando calibri elettronici che fanno parte del software ultrasuoni. Tabella 1 visualizza queste misurazioni della distanza di contrazioni diaframmatici da tre diversi topi. Dopo la conversione del file cine loop ...

Diagnostica ecografica ha dimostrato di essere efficace nella diagnosi delle diverse malattie respiratorie in soggetti umani e animali. Dimostriamo un protocollo ecografia completa utilizzata da laboratorio del Dr. Zuo per analizzare la cinetica del diaframma in particolare in modelli murini. Questa è anche una tecnica di ricerca non invasiva che può fornire informazioni quantitative sulla funzione dei muscoli respiratori mouse.

Diagnostic Ultrasound Imaging di funzione mouse Diaframma

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

L'obiettivo generale di questa procedura è dimostrare come valutare accuratamente la contrattilità del diaframma in un modello murino. Utilizzando l'imaging ecografico, i primi passaggi consistono nell'anestetizzare il topo e rimuovere i peli dell'addome. I passaggi successivi prevedono l'applicazione del gel ecografico e l'acquisizione dell'immagine del diaframma mediante le sonde ecografiche.In definitiva, i risultati possono mostrare l'escursione del diaframma e la frequenza respiratoria sfruttando i calibri elettronici del software. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti come la miografia invasiva è che non è invasiva e riduce il numero di animali sacrificati. Le implicazioni di questa tecnica si estendono alla diagnosi e al potenziale trattamento del malfunzionamento dei muscoli respiratori.Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sulla contrattilità del diaframma in un modello murino, potrebbe essere applicato anche ad altri sistemi, come modelli clinici, per valutare l'evoluzione della malattia e l'efficacia delle terapie. Preparare un tavolo operatorio pulito con un tappetino isoterma riscaldato avvolto in un asciugamano chirurgico. Il tappetino riscaldato deve essere utilizzato per stabilizzare la temperatura corporea dell'animale e al contempo ridurre lo stress potenzialmente associato alla procedura.Il topo deve essere posizionato nella camera di induzione dell'anestesia con un flusso di ossigeno impostato a 1,5 litri al minuto e con il 3,5% di isoflurano vaporizzato. La sedazione interviene generalmente entro due minuti e si manifesta con la perdita della funzione motoria volontaria. Successivamente, mantenere lo stato anestetizzato mediante somministrazione del gas attraverso un cono nasale. Dopo aver anestetizzato l'animale, applicare una piccola quantità di unguento oftalmico direttamente sulle cornee per ridurre l'essiccamento oculare durante l'anestesia.Il topo non deve mai mostrare il riflesso di ritrazione del pedale. Le membrane mucose devono avere sempre un colore rosa e l'animale deve respirare in modo regolare. Fissare ogni zampa del topo anestetizzato sul tavolo riscaldato per l'intervento mediante un adesivo rimovibile, come nastro chirurgico.Utilizzando un rasoio elettrico, rimuovere la maggior parte del pelo sulla superficie ventrale del corpo tra l'addome e la metà della cavità toracica. Applicare quindi una crema depilatoria per rimuovere il pelo residuo. Dopo due o tre minuti, rimuovere la crema con un pad di garza umida.Inoltre, rimuovere i peli in eccesso con acqua e garza. Successivamente, pulire la zona rasata con quattro passate di alcol al 70% o un antisettico equivalente e accendere il dispositivo ad ultrasuoni. Un trasduttore a matrice microconvessa o a matrice lineare phased array è ideale grazie alla ridotta impronta di questi sonde e all'elevata risoluzione assiale.Regolare la frequenza degli ultrasuoni su un intervallo compreso tra 6,5 e 12 megahertz. Impostare quindi la modalità della macchina, insieme alle modalità di luminosità e di movimento, per ottenere la migliore visualizzazione della contrazione del diaframma. Successivamente, applicare una piccola quantità di gel ecografico sulla parte superiore dell'addome e massaggiare il gel verso la cavità toracica.Posizionare il trasduttore ecografico sul gel e inclinarlo verso l'alto in direzione del cuore. Regolare la sonda per ottimizzare la risoluzione dell'immagine. Questa operazione è impegnativa, ma diventerà più semplice con la pratica.È molto importante ricordarsi di monitorare la respirazione dell'animale durante l'anestesia, per assicurarsi che i risultati dell'esame non siano compromessi. Premere il pulsante di congelamento per salvare temporaneamente le immagini del diaframma e visualizzare le contrazioni selezionate. Salvare la registrazione come ciclo loop, che consente in seguito di misurare l'escursione diaframmatica e la frequenza respiratoria.Dopo l'acquisizione delle immagini, il topo dovrebbe riprendersi completamente dall'anestesia entro 30 minuti. Non lasciare l'animale incustodito fino a quando non avrà riacquistato una coscienza sufficiente a mantenere una posizione sterno-abdominale. Per analizzare i dati in modalità M, misurare la profondità e la velocità del movimento del diaframma dallo stato di rilassamento a quello di contrazione utilizzando i calibri elettronici inclusi nel software dell'ecografia.In alternativa, in modalità B, convertire il file del ciclo CINA in un file MP4 e determinare la frequenza respiratoria contando il numero di contrazioni del diaframma durante il periodo di registrazione; i calibri elettronici possono essere utilizzati anche in modalità B per determinare l'ampiezza del movimento diaframmatico. È stato registrato lo spostamento verticale massimo del diaframma di un topo e la distanza è stata quindi calcolata come descritto nel protocollo mediante l'uso di calibri elettronici. Tali misurazioni sono state effettuate su tre topi diversi.A titolo illustrativo, dopo aver convertito il file del ciclo CIL in un file MP4. La frequenza respiratoria è stata determinata contando il numero di contrazioni del diaframma durante un periodo di registrazione di sei secondi. Questa analisi è stata eseguita utilizzando la modalità B.In alternativa, la modalità M forniva un'immagine visualizzata del movimento verticale del diaframma e della frequenza respiratoria. Esistono alcuni possibili artefatti di imaging che possono verificarsi durante l'esecuzione di un'ecografia diagnostica, come il reverbero. Un altro artefatto che può presentarsi è la presenza di code di cometa. Una volta padroneggiata, questa tecnica può richiedere da 20 a 30 minuti se eseguita correttamente.Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come valutare con precisione la contrattilità del diaframma nel modello murino utilizzando una tecnica di imaging ecografico diagnostico.

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