Name: Un metodo modificato per eterotopica mouse Cuore Trapianto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-23T19:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 29 s
Description: Impara la tecnica di trapianto cardiaco eterotopico nel topo, inclusi prelievo del cuore del donatore e anastomosi dei vasi del ricevente. Questo metodo consente di studiare rigetto e compatibilità genetica.

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Questo lavoro è stato sostenuto dal Consiglio nazionale della sanità e ricerca medica (NHMRC) dell&#39;Australia progetto di Grant 1.029.205, dalla Fondazione Microsearch dell&#39;Australia, e dalla Myee Codrington Research Foundation medica.

Prima dell&#39;inizio degli esperimenti, ottenere l&#39;approvazione da Animal Care comitato etico dell&#39;istituzione competente per gli esperimenti previsti. Mantenere i topi in conformità con i requisiti della vostra istituzione. Il seguente protocollo è stato approvato dai comitati Sydney University e Royal Prince Alfred Hospital. Prima di iniziare l&#39;intervento, tutti gli strumenti devono essere puliti a fondo e sterilizzati immergendo nel 80% di etanolo. Alcuni istituti prevedono la sterilizzazione in autoclave tuttavia questo potrebbe danneggiare gli strumenti di microchirurgia sottili a lungo termine. Ove possibile uso sterile materiale monouso. 1. Anestesia <ol><li> Anestetizzare mouse con isoflurano in un contenitore sigillato poi metterlo in posizione supina su una scheda operativa, che collega rapidamente cono di anestetico. Test di adeguatezza dell&#39;anestesia pizzicando il piede posteriore per garantire che non vi è alcun riflesso. </li><li> Shave la pelle con una lama chirurgica esterilizzare con l&#39;80% di etanolo. Inoltre, 2% clorexidina nel 70% di alcol isopropilico può essere utilizzata per la sterilizzazione pelle. Durante l&#39;induzione dell&#39;anestesia concentrazione isoflurano è 3% ma ridurre questo fino a 1-1,5% per manutenzione. Apportare piccole modifiche a questa concentrazione per mantenere la respirazione regolare e la frequenza cardiaca. Mantenere la temperatura dell&#39;animale su una piastra elettrica. </li></ol> 2. Funzionamento donatori <ol><li> Effettuare una toracotomia per esporre il cuore ed i vasi tagliando il torace attraverso entrambi i lati della gabbia toracica dal bordo costola fino al cavo ascellare seguita da un taglio trasversale a livello del xiphisternum per formare un lembo parete toracica. Sollevare questo lembo accanto alla testa e il pin alla scheda operativa. Strappare pericardio per esporre cuore e dei vasi. </li><li> Sollevare la vena cava inferiore con una pinza in una mano e con l&#39;altra iniettare 1 ml di soluzione fisiologica fredda prossimale eparinata al cuore attraverso la vena cava inferiore, poi mettere una fascetta piccola arteria sulla IVC di prevenzionet flusso della soluzione di perfusione attraverso il foro dell&#39;ago. </li><li> Utilizzo di garza e un cotton fioc, ritrarre il cuore verso il basso per esporre l&#39;aorta ascendente e l&#39;arteria polmonare. Passare una lama di una coppia di microscissors attraverso il canale (seno trasverso) posteriormente al fascio di aorta e l&#39;arteria polmonare e tagliare l&#39;aorta e l&#39;arteria polmonare insieme come distalmente possibile per garantire lunghezza sufficiente per anastomosi. </li><li> Legame e dividere la IVC, vena cava superiore destro (SVC), a sinistra SVC e vene polmonari con 6-0 filo di seta. Legare il IVC e SVC destra separatamente quindi inserire un singolo thread posteriore al cuore per circondare la SVC sinistra insieme a vene polmonari e legarlo. Raccolto il cuore dal sito donatore tagliando i vasi distali ai legami, poi riporla in freddo soluzione salina sterile a 4 ° C fino al momento del trapianto. Questo comporta la morte del donatore per dissanguamento. </li></ol> 3. Funzionamento del destinatario <ol><li> Anestetizzare l&#39;destinatario come sopra (sezione 1). Radersi con cura addome per evitare l&#39;irritazione, poi fare una laparotomia dalla mediana incisione dal pube al xiphisternum e ritrarre con graffette piegate a formare divaricatori. Avvolgere l&#39;intestino in soluzione salina calda imbevuta garza sterile e ritrarre in alto a destra dell&#39;addome. </li><li> Per esporre l&#39;aorta infra-renale e IVC, liberare i segmenti bundle di aorta e IVC dalla arteria renale sinistra e la vena alla biforcazione iliaca, suddividendoli dai vasi lombari utilizzando un dispositivo di cauterizzazione. Fate attenzione che la cauterizzazione è alla giusta temperatura ed utilizzato per un tempo sufficiente per dividere e sigillare le estremità dei vasi. </li><li> Applicare piccoli morsetti vasi atraumatica per l&#39;aorta e segmenti IVC distalmente e prossimalmente. Fare un&#39;incisione nella parete anteriore dell&#39;aorta dapprima fora un buco con un ago 30 G; poi tagliare un&#39;incisione verticale con microscissors per adattarsi alle dimensioni dell&#39;aorta donatore. Lavare il lume dell&#39;aorta con soluzione salina eparinizzata per rimuovere eventuali blcoaguli OOD. </li><li> Portare il cuore donatore al sito ricevente coperto con garza imbevuta di soluzione salina fredda e posizionarlo sul lato destro dell&#39;addome. Assicurarsi che l&#39;aorta donatore è posizionato vicino alla incisione sull&#39;aorta destinatario e l&#39;arteria polmonare donatore posizionato accanto al destinatario IVC. </li><li> Anastomose lato end-to-aorta donatore all&#39;aorta destinatario utilizzando esecuzione 10-0 suture in nylon partire dall&#39;angolo prossimale e sutura sul lato sinistro prima fino a raggiungere l&#39;angolo distale, in quale fase l&#39;animale è ruotato di 180 °. Spostare delicatamente il cuore del donatore al lato sinistro dell&#39;addome per esporre il lato destro dell&#39;aorta e continuare sutura attraverso il lato destro della parete aortica dall&#39;estremità distale all&#39;estremità prossimale. Prima di chiudere l&#39;anastomosi aortica, lavare delicatamente il lume con soluzione fisiologica eparinizzata per rimuovere eventuali coaguli e l&#39;aria. </li><li> Anastomose l&#39;arteria polmonare donatore (PA) end-to-side con il destinatario IVC. Praticare un&#39;incisione verticamente con microscissors nella parete anteriore della IVC in un sito in conformità con l&#39;anastomosi dell&#39;arteria. Anastomose il donatore PA al destinatario IVC con l&#39;esecuzione di 10-0 suture in nylon a partire dalla fine distale della parete sinistra all&#39;interno del lume della IVC. Dopo aver raggiunto l&#39;estremità prossimale, continuare suture lungo la parete laterale anteriore destro fino all&#39;estremità distale per completare l&#39;anastomosi. Prima di chiudere l&#39;anastomosi, lavare delicatamente il lume per eliminare eventuali grumi e aria. </li><li> Prima di rilasciare la nave morsetti, posto pezzi di Gelfoam intorno ai siti di anastomosi, e applicare una leggera pressione con un applicatore di cotone fino a raggiungere l&#39;emostasi. Al momento della rivascolarizzazione, allentare il blocco distale prima, seguita dalla pinza prossimale. </li><li> Dopo rivascolarizzazione, applicare salina calda a 37 ° C per l&#39;innesto esternamente per aiutare il recupero. L&#39;innesto di solito inizia fibrillazione immediatamente e ritorna spontaneamente a ritmo sinusale in pochi minuti. Iniettare 0,6 ml caldisalina per via sottocutanea per mantenere l&#39;idratazione del destinatario. Iniettare per via sottocutanea buprenorfina per l&#39;analgesia prima del completamento di un intervento chirurgico </li><li> Chiudere la ferita addominale con una sutura 5-0 assorbibile corsa per entrambi gli strati. Inizia completando lo strato interno e proseguire lungo la pelle. </li></ol> 4. Recupero e Graft monitoraggio <ol><li> Iniettare ampicillina per la profilassi di infezioni e collocare il recipiente su una piastra elettrica a 37 ° C per il recupero. La maggior parte degli animali recuperano rapidamente e di solito bevono e spesso mangia nel raggio di 3 ore. Se il mouse mostra segni di sofferenza, esaminare attentamente per determinare la causa. Se nessuna causa evidente, il trattamento con buprenorfina e monitorare attentamente. Consultare un veterinario se i sintomi sono gravi o persistono per più di 8 ore e prendere in considerazione l&#39;eutanasia. Se necessario, dare continuando 12 iniezioni orarie di buprenorfina fino alla scomparsa dei sintomi. Se il mouse mostra segni di sofferenza dopo 8 ore, dare continuando 12iniezioni orarie di buprenorfina fino a che non risolvono. Consultare il veterinario se i sintomi persistono per più di 48 ore e euthanize se necessario. </li><li> Controllo innesto battito cardiaco con la palpazione addominale diretta e registrare la forza del ritmo come + + + + per un innesto sano + per battere debole a causa di rifiuto avanzato e - come non battere a causa di completare il rigetto del trapianto. Controllo topi al giorno per i primi 10 giorni, poi 3 volte a settimana per tutta la durata dell&#39;esperimento. </li></ol>

<ol><li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li>
<li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li>
<li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li>
<li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li>
<li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li>
<li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology%22%5BJournal%5D)">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li>
<li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li>
<li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Trapianto di cuore Mouse è un metodo microchirurgico impegnativo, che richiede una notevole abilità chirurgica da padroneggiare. L&#39;aspetto più difficile è il piccolo diametro dei vasi. Inoltre, è necessario limitare il tempo di funzionamento destinatario e sanguinamento. La tecnica per il mouse trapianto di cuore è stato descritto da Corry et al. nel 1973 e successivamente da Mottram et al 12. I nostri modifiche includono i seguenti punti. In primo luogo, la perfusione immediata del cuor...

Modelli animali di trapianto di organi in grado di fornire informazioni preziose per migliorare il trattamento dei pazienti sottoposti a trapianto clinici. Modelli murini sono particolarmente utili per studiare il meccanismo immunitario di rigetto del trapianto o accettazione a causa della vasta gamma di topi e reagenti specifici per i topi che non sono disponibili per altri modelli animali 1-3 geneticamente modificati. Una sfida con i modelli murini di trapianto è la piccola dimensione dei donatori e dei riceventi che richiede notevole abilità tecnica per ottenere risultati soddisfacenti. Una tecnica è stata descritta per la prima per il trapianto eterotopico di cuori nei ratti 4 che è stato successivamente adattato per il mouse trapianto di cuore da Corry et al 5. Questa tecnica, nella redazione del destinatario prima dell&#39;operazione donatore e non perfusione del cuore del donatore, entrambi i quali sono suscettibili di compromettere la sopravvivenza del cuore o t trapiantatoegli destinatario. Il procedimento è stato ampiamente utilizzato come originariamente descritto per esaminare i meccanismi di rigetto del trapianto e tolleranza 6-8. Altri hanno adattato il ratto cuore procedura di trapianto originale di Ono e Lindsey per i trapianti di cuore nei topi 9,10. Più recentemente, è stata pubblicata una tecnica per il mouse trapianto cardiaco che ha superato alcuni dei problemi associati al metodo di Corry et al 11. Il protocollo qui descritto incorpora nostre modifiche, sulla base del metodo di Mottram et al 12, che comprendono: in situ perfusione con soluzione salina eparinizzata freddo subito dopo toracotomia ed esecuzione dell&#39;operazione donatore prima dell&#39;operazione destinatario per minimizzare il tempo di funzionamento destinatario. Inoltre, utilizziamo i piccoli morsetti vasi atraumatica invece di 6-0 cravatte di seta. Sebbene pinze nave hanno lo svantaggio di prendere più spazio che sono più facili da controllare rispetto legami, che non dovrebbe essere troppo stretto o allentatoe sono meno semplici da rimuovere rispetto morsetti. Il nostro metodo utilizza una singola sutura continua per vaso anastomosi, sebbene nella formazione iniziale fasi alternativa è quella di utilizzare suture al prossimali e distali angoli per garantire uniformità di suture e quindi la pervietà delle anastomosi.

<table><tbody><tr><td>Microscopio operatorio&nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Svizzera</td><td>M651</td><td>Macchina per anestesia con ingrandimento 10-25X</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td><td>Vett3</td><td>In grado di erogare una miscela di isoflurano e ossigeno nell'aria&nbsp;</td></tr><tr><td>Tavola operativa&nbsp;</td><td>Negozio di ferramenta o fornitore</td><td></td><td>di ufficio Sughero denso o sintetico in grado di prendere perni</td></tr><tr><td>Soluzione salina eparinizzata (5 U/ml, 4 &deg; C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>In siringa da 1 ml con ago da 23 G su ghiaccio</td></tr><tr><td>Soluzione salina normale (37 &deg; C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td><td>4538</td><td>In siringa da 1 ml con ago da 23 G su tampone caldo</td></tr><tr><td>Suture 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (0,05 mg/kg in soluzione fisiologica da 0,1 ml)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td><td></td><td>In siringa da 1 ml con ago da 23 G su ghiaccio</td></tr><tr><td>Ampcillina (5 mg/kg in soluzione salina da 0,1 ml)</td><td>Aspen, Sydney, Australia</td><td></td><td>In siringa da 1 ml con ago da 23 G su ghiaccio</td></tr><tr><td>Gel Schiuma</td><td>Pharmacia & Upjohn Co. USA</td><td>801289304</td><td>Tagliare in piccoli pezzi</td></tr><tr><td>Dispositivo di cauterizzazione ad alta temperatura</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Termoforo / Temperatura destra</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strumenti di microchirurgia: </td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microneedleholders</td><td>Shanghai, Cina</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microforbici</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Micropinze (punta dritta)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Micropinze (punta curva)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Morsetti per microzanzare (1 paio)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Morsetti atraumatici per microvasi (1 paio)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

un metodo modificato per eterotopica mouse cuore trapianto

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

I topi sono spesso usati come donatori e riceventi trapianto di cuore negli studi di immunologia dei trapianti grazie alla vasta gamma di topi transgenici e reagenti disponibili. Una difficoltà è presentato a causa delle ridotte dimensioni dell&#39;animale e le considerevoli sfide tecniche della microchirurgia coinvolto nel trapianto di cuore. In particolare, un alto tasso di guasto tecnico subito dopo il trapianto può risultare dalla morte del destinatario e complicanze post-operatorie come la paralisi degli arti posteriori o un cuore non batte. Qui, la tecnica completa per il mouse eterotopico trapianto cardiaco è dimostrata, coinvolgendo raccolta del cuore del donatore e del suo successivo impianto in un topo ricevente. Il cuore del donatore viene raccolto subito dopo in situ perfusione con soluzione salina eparinizzata e freddo recisione dell&#39;aorta ascendente e l&#39;arteria polmonare. L&#39;operazione destinatario prevede la preparazione dell&#39;aorta addominale e la vena cava inferiore (IVC), seguita daend-to-side anastomosi dell&#39;aorta donatore con l&#39;aorta destinatario utilizzando una singola corsa 10-0 microsuture e una simile anastomosi dell&#39;arteria polmonare donatore con il destinatario IVC. A seguito dell&#39;operazione l&#39;animale viene iniettato con 0,6 ml di soluzione salina normale per via sottocutanea e permesso di recuperare su una piastra elettrica 37 ° C. I risultati di 227 trapianti di cuore del mouse sono riassunti con un tasso di successo a 48 ore del 86,8%. Dei fallimenti del 13,2% entro 48 ore, 5 (2,2%) hanno sperimentato la paralisi degli arti posteriori, 10 (4,4%) hanno avuto un cuore non batte a causa di innestare lesione ischemica e / o trombosi, mentre il 15 (6,6%) sono morti entro 48 ore .

Dopo un periodo di formazione iniziale, sono stati analizzati 227 casi di topo eterotopico trapianto di cuore nel nostro gruppo. Il tasso di successo nelle prime 24 ore è stata 90,3% e al 48 hr era 86,8%. Dei 30 (13,2%) guasti entro 48 ore, 5 (2,2%) hanno sperimentato paralisi degli arti posteriori e doveva essere l&#39;eutanasia, 10 (4,4%) aveva un cuore non batte a causa di lesioni ischemia trapianto e / o trombosi, mentre il 15 (6,6%) sono morti entro 48 ore. Alcuni sopravvivenza dell&#39;innesto sperimentali sono mo...

È stata dimostrata una tecnica per la procedura microchirurgica per il trapianto eterotopico di cuori nei topi, compresi i metodi semplificati per il prelievo del donatore e l'anastomosi del vaso ricevente.

Un metodo modificato per eterotopica mouse Cuore Trapianto

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

L'obiettivo generale di questa procedura è trapiantare un cuore da un donatore a un topo ricevente. Questo viene ottenuto innanzitutto rimuovendo il cuore dalla cassa toracica del donatore e conservandolo in soluzione salina fredda. I passaggi successivi consistono nel trapiantare il cuore nell'addome del ricevente e quindi monitorare il battito cardiaco trapiantato.Infine, il rigetto del trapianto viene confermato mediante ispezione visiva e analisi patologica. In definitiva, i risultati mostrano che i cuori trapiantati tra ceppi non imparentati di topi vengono rigettati, mentre i cuori trapiantati all'interno dello stesso ceppo vengono accettati. Una dimostrazione video a lungo termine di questa metodica è fondamentale, poiché le fasi microchirurgiche sono difficili da apprendere a causa delle dimensioni molto ridotte degli animali donatori e riceventi.La complessa procedura chirurgica richiesta e la necessità di aumentare precisione e velocità nell'esecuzione delle operazioni sul ricevente richiedono sempre di assicurarsi che tutti gli strumenti siano accuratamente puliti e sterilizzati in un bagno di etanolo al 80%. È fortemente consigliabile l'uso di dispositivi sterili monous

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Il modello di topo eterotopica trapianto di cuore è stato provato da molti ricercatori ad essere un metodo importante per lo studio dei meccanismi di rifiuto e di risposta immunitaria. Tuttavia, i metodi impiegati sono ancora difficili. Modificando le tecniche standard che abbiamo avuto successo con più di 1000 trapianti.

Il trapianto cardiaco eterotopico nel Mice

Il modello murino di trapianto di cuore cervicale è adatto per immunologica nonché studi danno da ischemia riperfusione. Abbiamo modificato la procedura utilizzando una tecnica bracciale non sutura ed eseguito più di 1.000 trapianti di successo con questo approccio.  Qui, forniamo ulteriori dettagli di questa tecnica per integrare il video.

Murino cervicale Cuore trapianto Modello utilizzando una tecnica Cuff Modificato

Il manoscritto descrive i passaggi necessari per eseguire il trapianto di cuore eterotopico nel topo.

Murini eterotopica cuore Tecnica Trapianto

La tecnica della cuffia accorcia e facilita il modello di trapianto eterotopico di cuore cervicale nei topi, evitando anastomosi di sutura tecnicamente impegnative di piccoli vasi. I dettagli tecnici mostrati in questo video paper dovrebbero consentire ai ricercatori di stabilire questo modello nei loro laboratori.

Eterotopico cervicale trapianto cardiaco nei topi

Introduciamo un approccio della camera d'aria alla tecnica del polsino per il trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo per aiutare a evert il vaso sopra il polsino. Abbiamo scoperto che la cooperazione tra due chirurghi esperti riduce notevolmente i tempi di funzionamento.

Ottimizzazione della tecnica del bracciale per il trapianto di cuore di Murine

Viene dimostrata una nuova tecnica per la ricostruzione del circuito sanguigno in un modello eterotopico di trapianto di cuore di topo addominale.

Ricostruzione del circuito sanguigno in un modello di trapianto di cuore di topo addominale

Nel presente protocollo, un modello di trapianto di cuore di topo viene utilizzato per studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto cardiaco. In questo modello di trapianto di cuore eterotopico, l'efficienza operativa è migliorata e la sopravvivenza degli innesti cardiaci è assicurata da un'anastomosi cervicale end-to-end dell'impianto cardiaco utilizzando una tecnica di bracciale modificata.

Una tecnica di bracciale modificata per il modello di trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo

I modelli di trapianto cardiaco murino rappresentano preziosi strumenti di ricerca per lo studio dell'immunologia dei trapianti. Il presente protocollo descrive il trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo che prevede il posizionamento di polsini sull'arteria carotide comune del ricevente e sul tronco dell'arteria polmonare del donatore per consentire il flusso sanguigno laminare.

Trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo utilizzando bracciali vascolari

Il presente articolo descrive una tecnica modificata per il trapianto cardiaco vascolarizzato eterotopico con tecnica asettica, analgesia e anestesia aggiornate.

Un protocollo di trapianto di cuore eterotopico murino modificato che corrisponde agli standard contemporanei di tecnica asettica, anestesia e analgesia

Questo protocollo presenta una tecnica semplificata di anastomosi per suture end-to-side per il trapianto di cuore cervicale murino, fornendo un modello robusto e riproducibile per lo studio dell'immunologia dei trapianti.

Trapianto cardiaco eterotopico cervicale usando la tecnica dell'anastomosi end-to-side per studiare l'immunologia del trapianto

Impara la tecnica di trapianto cardiaco eterotopico nel topo, inclusi prelievo del cuore del donatore e anastomosi dei vasi del ricevente. Questo metodo consente di studiare rigetto e compatibilità genetica.

Un metodo modificato per eterotopica mouse Cuore Trapianto

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