Name: Quantificare singolo microvasi Permeabilità in Isolata Blood-perfusione Rat Lung Preparazione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Impara a quantificare la permeabilità dei singoli microvasi nei polmoni isolati di ratto utilizzando un metodo basato sulla fluorescenza. Questa tecnica consente di studiare la funzione vascolare polmonare in tempo reale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Gli studi sono stati supportati da NIH HL75503 a KP.

Tutti gli esperimenti condotti su animali erano come approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali e uso della University of Tennessee Health Science Center. 1. Tubing preparati perfusione Rat Lung <ol><li> Preparare un sistema di tubi con tubi Tygon (# 18) per la perfusione di sangue come mostrato in Figura 1. Collegare trasduttori di pressione (P23XL) e posizionare il tubo sul palco microscopio. </li><li> Regolare la temperatura del bagno d&#39;acqua a 37 ° C. </li><li> Collegare l&#39;ingresso del polmone e di uscita temporanea con tubo Tygon. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51552/51552fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Tubo per perfusione di sangue. Lo schema mostra la configurazione tubo utilizzato per far circolare il sangue attraverso la preparazione polmone isolato. Inoltre, sono indicati i componenti associati attraverso il quale l&#39;i tubis instradato. Uno schema di cuore e polmone è incluso per mostrare siti di collegamento tra il tubo e l&#39;arteria polmonare (PA), e atriale (LA) cannula (linee blu tratteggiate) sinistra. 2. Preparazione dei polmoni Rat isolati <ol><li> Anestetizzare ratti (ratti maschi Sprague-Dawley, 250-300 g) con ketamina (80-100 mg / kg) e con xilazina (5-10 mg / kg). Dopo garantendo un piano chirurgico di anestesia, posizionare l&#39;animale in posizione supina. </li><li> Eseguire tracheostomia, inserire una cannula tracheale (PE-90) e fissare con sutura chirurgica. </li><li> Infondere eparina (100-200 U) nel cuore mediante puntura cardiaca (21 G ago a farfalla), attendere 60 secondi e il sangue exsanguinate (~ 12-15 ml di sangue). </li><li> Preparare due cannule (tubi Tygon, 3 mm di diametro, lunghi 4 centimetri; svasati a una estremità) e riempire con soluzione fisiologica. </li><li> Eseguire una toracotomia. Fare un&#39;incisione (3 mm) sul ventricolo destro e far scorrere l&#39;estremità svasata di una cannula nell&#39;incisione verso la polmonarearteria. Fissare cannula dell&#39;arteria polmonare con suture chirurgiche. </li><li> Incidere (3 mm) all&#39;apice del ventricolo sinistro e far scorrere l&#39;estremità svasata della seconda cannula nell&#39;incisione. Guida la cannula in atrio sinistro. Fissare cannula al ventricolo sinistro con un nastro ombelicale (2 mm di larghezza). </li><li> Sezionare qualsiasi tessuto connettivo, e rimuovere il polmone e cuore insieme alle cannule allegate. Posizionare polmone e cuore su un piatto di Petri. Riposizionare il polmone modo che la superficie diaframmatica è in cima. I tre cannule devono affrontare la stessa direzione. </li><li> Posizionare la preparazione polmone in una fase che può essere manipolata nelle direzioni XY. Ogni fase che viene con un microscopio può essere modificato per tenere il tubo o una fase fatta su misura, se necessario. </li></ol> 3. Perfusione sanguigna dei polmoni Rat isolati <ol><li> Mescolare il sangue dissanguato con albumina uguale volume (5%) soluzione e aggiungere al serbatoio. Avviare la pompa peristaltica e impostare il flusso rmangiato a 14 ml / min. Lasciare che il sangue per riempire il tubo. </li><li> Con lo shunt aperto, rimuovere il connettore di ingresso-uscita del polmone temporaneo. Attaccare l&#39;arteria polmonare e sinistra cannula atriale all&#39;ingresso polmone e di uscita, rispettivamente. Assicurarsi che non ci siano bolle d&#39;aria nel tubo. </li><li> Collegare la cannula tracheale di un terzo trasduttore di pressione (P23XL). Gonfiare polmoni con il 30% di ossigeno attraverso la cannula tracheale e mantenere la pressione alle 5 cm H 2 O. </li><li> Chiudere lo shunt con un morsetto per iniziare perfusione polmonare. Mantenere arteria polmonare e di sinistra pressioni atriali a ~ 10 e il 3 cm H 2 O, rispettivamente. </li></ol> 4. Preparazione del polmone per microvascolare Infusione <ol><li> Sollevare la parte posteriore del tubo di estensione per il catetere di sopra del livello del polmone e sicuro. </li><li> Preparare un catetere di infusione con l&#39;inserimento di circa 30 cm di 40 cm di lunghezza tubo PE10 in un tubo PE90 ~ 30 cm di lunghezza. Collegare l&#39;estremità esposta del tubo PE10 di un ago (30 G) atached ad una siringa (1 cc). </li><li> Inserire la combinazione catetere nella parte posteriore sollevata del tubo di estensione. Guida la combinazione catetere attraverso l&#39;atrio sinistro e nei polmoni finché non incontra resistenza. Quindi, spingere il catetere PE10 solo ulteriormente nei polmoni finché non incontra resistenza. Si noti che l&#39;applicazione di una forza eccessiva durante l&#39;inserimento del catetere ferire il polmone. </li><li> Riempire la siringa da 1 cc con soluzione di Ringer e legarsi a una pompa a siringa. Impostare la velocità di infusione a 10 ml / min. </li><li> Al sito di infusione diventerà chiaro rispetto al resto del polmone. </li><li> Inumidire il polmone con soluzione salina e coprire il polmone con involucro di plastica con un foro abbastanza grande per lasciare il sito di infusione scoperto. </li><li> Tampone del grasso rubinetto sul fondo di un O-ring (misura) e posizionare un vetrino di vetro (# 1.5, 22 mm di diametro) sul fondo della O-ring. Posizionare delicatamente l&#39;O-ring con il vetrino sul sito di infusione. Fissare l&#39;O-ring con una Hol provetta normader. La combinazione coprioggetto / O-ring non distorce le strutture alveolari sotto di esso, come recentemente riportato 15. </li><li> Posizionare un obiettivo (20X) di un microscopio a fluorescenza sopra l&#39;O-ring e concentrarsi sulla superficie polmonare. </li></ol> 5. Imaging fluorescente Dextran transito attraverso microvasi <ol><li> Preparare il microscopio per l&#39;imaging FITC fioritura. </li><li> Selezionare una regione per essere ripreso e acquisire immagini alla velocità di 1/minuto utilizzando software di acquisizione immagini. </li><li> Iniziare infusione di FITC-destrano 20 kD (0,5 mg / ml) utilizzando la pompa a siringa. Fluorescenza nei vasi sanguigni aumenterà gradualmente e raggiungere un massimo. Continuare infusione per 60 min. </li><li> Quindi, passare a infusione di Ringer per lavare via la fluorescenza luminale. Mantenere infusione per oltre 10 min. Continua l&#39;acquisizione di immagini a 1/min durante il lavaggio-off. </li></ol> 6. Image Analysis <ol><li> Aprire il file di acquisizione delle immagini. </li><li> Regioni postodi interessi per microvasi all&#39;interno della cornice dell&#39;immagine. </li><li> Riprodurre il file immagine del fotogramma per fotogramma e registrare l&#39;intensità di fluorescenza a ciascuna regione di interesse per tutti i fotogrammi. </li><li> Tracciare la variazione di intensità di fluorescenza per ogni regione di interesse in funzione del tempo. </li><li> Quantificare la massima intensità di fluorescenza e l&#39;intensità di fluorescenza residua dopo 10 min di washoff. </li><li> Calcolare il rapporto di massima intensità di fluorescenza residua in ogni regione di interesse per ottenere l&#39;indice di permeabilità per microvasi quella regione di interesse. </li></ol>

<ol><li>Ware, L. B., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> N Engl J Med. 342, 1334-1349 (2000).</li>
<li>Matthay, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> J Clin Invest. 122, 2731-2740 (2012).</li>
<li>Bhattacharya, J., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+and+repair+of+the+alveolar-capillary+barrier+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Regulation and repair of the alveolar-capillary barrier in acute lung injury.</a> Annu Rev Physiol. 75, 593-615 (2013).</li>
<li>Parthasarathi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Connexin+43+mediates+spread+of+Ca2%2B-dependent+proinflammatory+responses+in+lung+capillaries%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Connexin 43 mediates spread of Ca2+-dependent proinflammatory responses in lung capillaries.</a> J Clin Invest. 116, 2193-2200 (2006).</li>
<li>Parthasarathi, K., Bhattacharya, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+Acid+instillation+by+a+wedged-catheter+method+reveals+a+role+for+vascular+gap+junctions+in+spatial+expansion+of+Acid+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec+%28Hoboken%29%22%5BJournal%5D)">Localized Acid instillation by a wedged-catheter method reveals a role for vascular gap junctions in spatial expansion of Acid injury.</a> Anat Rec (Hoboken). 294, 1585-1591 (2011).</li>
<li>Gorin, A. B., Stewart, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+permeability+of+endothelial+and+epithelial+barriers+to+albumin+flux%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+Respir+Environ+Exerc+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential permeability of endothelial and epithelial barriers to albumin flux.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 47, 1315-1324 (1979).</li>
<li>Boutoille, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FITC-albumin+as+a+marker+for+assessment+of+endothelial+permeability+in+mice%3A+comparison+with+125I-albumin%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">FITC-albumin as a marker for assessment of endothelial permeability in mice: comparison with 125I-albumin.</a> Exp Lung Res. 35, 263-271 (2009).</li>
<li>Thorball, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FITC-dextran+tracers+in+microcirculatory+and+permeability+studies+using+combined+fluorescence+stereo+microscopy%2C+fluorescence+light+microscopy+and+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry%22%5BJournal%5D)">FITC-dextran tracers in microcirculatory and permeability studies using combined fluorescence stereo microscopy, fluorescence light microscopy and electron microscopy.</a> Histochemistry. 71, 209-233 (1981).</li>
<li>Stevens, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+molecular+heterogeneity+of+pulmonary+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Am+Thorac+Soc%22%5BJournal%5D)">Functional and molecular heterogeneity of pulmonary endothelial cells.</a> Proc Am Thorac Soc. 8, 453-457 (2011).</li>
<li>Ofori-Acquah, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+of+barrier+function+in+the+lung+reflects+diversity+in+endothelial+cell+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity of barrier function in the lung reflects diversity in endothelial cell junctions.</a> Microvasc Res. 75, 391-402 (2008).</li>
<li>Kandasamy, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+reveals+endothelium-mediated+leukocyte+retention+in+LPS-treated+lung+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging reveals endothelium-mediated leukocyte retention in LPS-treated lung microvessels.</a> Microvasc Res. 83, 323-331 (2012).</li>
<li>Kandasamy, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide+induces+endoplasmic+store+Ca2%2B-dependent+inflammatory+responses+in+lung+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide induces endoplasmic store Ca2+-dependent inflammatory responses in lung microvessels.</a> PloS One. 8, (2013).</li>
<li>Qiao, R. L., Bhattacharya, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+barrier+properties+of+the+pulmonary+microvascular+bed%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Segmental barrier properties of the pulmonary microvascular bed.</a> J Appl Physiol. 71, 2152-2159 (1991).</li>
<li>Parthasarathi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+connexin43+mediates+acid-induced+increases+in+pulmonary+microvascular+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Endothelial connexin43 mediates acid-induced increases in pulmonary microvascular permeability.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 303, (2012).</li>
<li>Wu, Y., Perlman, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+methods+for+assessing+alveolar+mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+1985%22%5BJournal%5D)">In situ methods for assessing alveolar mechanics.</a> J Appl Physiol 1985. 112, 519-526 (2012).</li>
<li>Kuebler, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+signaling+mechanism+between+gas+and+blood+compartments+of+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A novel signaling mechanism between gas and blood compartments of the lung.</a> Journal Clin Invest. 105, 905-913 (2000).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La preparazione isolato polmone sangue perfuso accoppiato con immagini in tempo reale fornisce un semplice strumento per la determinazione delle variazioni di permeabilità in microvasi polmonari singoli. Abbiamo applicato questo metodo per definire cambiamenti di permeabilità in risposta alle infusioni di LPS. I nostri dati indicano chiaramente che LPS infusione provocato un aumento della permeabilità microvascolare. Inoltre, i dati indicano anche che i cambiamenti di permeabilità indotte da LPS erano simili in entrambi...

Aumento della permeabilità microvascolare nei polmoni porta allo sviluppo di edema alveolare e gli scambi gassosi compromessa ed è un importante caratteristica del danno polmonare acuto (ALI) 1-3. Pertanto, le stime di permeabilità vascolare sono importanti nel definire l&#39;entità del danno polmonare e l&#39;efficacia degli interventi terapeutici proposti. Analisi gravimetrica come rapporto polmone gratuito sangue wet-to-dry e coefficiente di filtrazione microvascolare sono ampiamente utilizzati metodi per stimare la permeabilità 4,5. Altri metodi includono quantificare la ritenzione di sonde radioattive o fluorescenti nel tessuto polmonare 6-8. Tuttavia, i metodi di cui sopra richiedono un&#39;elaborazione postexperiment di campioni di tessuto polmonare verso chiarire i dati di permeabilità. Inoltre, poiché un animale può essere utilizzato solo per un protocollo singolo trattamento, possono essere necessari grandi numeri di animali per uno studio completo. Una caratteristica comune dei metodi sopra descritti è che essi determinano la permeabilità vascolare medio pertutti i vasi sanguigni all&#39;interno del campione di tessuto. Tuttavia, è noto che polmonari micro-e macro-vasi sono fenotipicamente diversi 9. Quindi, risposte permeabilità possono essere eterogenei tra i vari segmenti di flotta e 9,10. Così, quantificando la permeabilità media di tutti i vasi polmonari in un campione di tessuto può non riflettere adeguatamente tale eterogeneità. Nella preparazione isolato polmone sangue perfuso, vasi sanguigni sulla superficie polmonare possono essere visualizzati tramite un microscopio verticale 4,11,12. In questo modo le risposte che caratterizzano in singoli vasi e, quindi, affrontare qualsiasi eterogeneità nelle risposte 13. Inoltre, utilizzando imaging di fluorescenza di microvasi, saggi di fluorescenza base possono essere incorporati. Inoltre, un microcatetere atriale sinistro può essere utilizzato per fornire agenti e sonde di fluorescenza nei vasi sanguigni 11,14. Microcatetere limita la consegna di una piccola regione polmonare, così exche propone solo i vasi sanguigni all&#39;interno della regione agli agenti infusi e fluorofori. Questo consente a più piccole regioni dello stesso polmone da utilizzare per esperimenti separati, portando ad una riduzione complessiva animali necessari per uno studio. L&#39;imaging in tempo reale consente l&#39;acquisizione dei cambiamenti dinamici nella vascolare e fluorescenza extravascolare singoli microvasi della preparazione polmone isolato. Così, per ogni microvasi all&#39;interno di un campo immagine, cambiamenti nella fluorescenza durante l&#39;infusione di fluorofori e washoff possono essere registrati, e quantificati in linea 14. Utilizzando i valori di fluorescenza massima e residua vascolare, un indice di permeabilità per ogni microvasi nel campo dell&#39;imaging può essere determinato. Per determinare le variazioni di permeabilità in risposta ad agenti infiammatori o pregiudizievoli, l&#39;agente desiderato può essere somministrato prima e poi l&#39;indice di permeabilità determinato. Inoltre, il campo dell&#39;immagine può essere regolato dovunque nella regione polmonare infusa dallomicrocatetere, consentendo così un elevato grado di flessibilità nella scelta della rete vascolare desiderato. Così, l&#39;isolato di sangue perfuso preparazione del polmone in tandem con le immagini in tempo reale fornisce un modello sperimentale interessante per quantificare permeabilità dei microvasi polmonari singoli.

<table><tbody><tr><td>Tygon Tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>#18</td></tr><tr><td>Trasduttore di pressione</td><td>Data Sciences International</td><td>P23XL</td><td>Quantità necessaria 3</td></tr><tr><td>Ago a farfalla</td><td>Greiner Bio-One</td><td>450081</td><td>21 G</td></tr><tr><td>Pompa peristaltica</td><td>Cole Parmer</td><td>Masterflex L/S</td><td></td></tr><tr><td>PE-90 Tubo</td><td>Becton Dickinson</td><td>427421</td><td>30 cm necessario</td></tr><tr><td>Tubo in PE-10</td><td>Becton Dickinson</td><td>427401</td><td>40 cm necessari</td></tr><tr><td>Pompa a siringa</td><td>Braintree Scientific</td><td>BS8000</td><td></td></tr><tr><td>O-ring</td><td></td><td></td><td>Realizzato su misura con un foro di diametro 20 mm e una maniglia per fissare l'O-ring al supporto</td></tr><tr><td>Microscopio a fluorescenza verticale</td><td>Olympus America</td><td>BX61WI</td><td></td></tr><tr><td>Software di acquisizione immagini</td><td>Molecular Devices</td><td>Metamorph</td><td></td></tr><tr><td>FITC destrano 20KD</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>0,5 mg/ml (è possibile selezionare un destrano di diverse dimensioni molecolari, se gli esperimenti di prova ne indicano l'idoneità in base ai valori dell'indice di permeabilità calcolati)&nbsp;</td></tr><tr><td>Lipopolisaccaride</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>sierotipo 0111:B4</td></tr></tbody></table>

quantificare singolo microvasi permeabilità in isolata blood-perfusione rat lung preparazione

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

La preparazione isolato polmone sangue perfuso è ampiamente usato per visualizzare e definire segnalazione in singoli microvasi. Accoppiando questa preparazione con la rappresentazione in tempo reale, diventa fattibile per determinare le variazioni di permeabilità delle singole microvasi polmonari. Qui descriviamo passi per isolare i polmoni di ratto e profumato con sangue autologo. Poi, abbiamo delineare misure per infondere fluorofori o agenti attraverso un microcatetere in una piccola regione del polmone. Utilizzando queste procedure descritte, abbiamo determinato un aumento della permeabilità nel ratto microvasi polmonari in risposta alle infusioni di lipopolisaccaride batterico. I dati hanno rivelato che lipopolisaccaride aumentata perdita di liquido in entrambi i segmenti venulare e capillare dei microvasi. Così, questo metodo permette di confrontare le risposte permeabilità tra segmenti vascolari e quindi, definisce alcun eterogeneità nella risposta. Mentre i metodi comunemente usati per definire la permeabilità polmonare richiedono post-elaborazione di campioni di tessuto polmonare, iluso di imaging in tempo reale evita questo requisito come evidente dal presente metodo. Così, la preparazione polmone isolato combinato con l&#39;imaging in tempo reale offre diversi vantaggi rispetto ai metodi tradizionali per determinare la permeabilità microvascolare polmonare, ma è un metodo semplice per sviluppare e implementare.

Un isolato preparazione polmone sangue perfuso collegato al tubo per perfusione e relative apparecchiature è mostrato in Figura 2. A scopo dimostrativo, abbiamo usato un ratto Sprague Dawley, se le procedure qui descritte possono essere utilizzati con qualsiasi specie di ratto. Infusioni attraverso un microcatetere atriale sinistra raggiungono solo una piccola regione del polmone. La regione infuso può essere identificato dal scolorimento infusione indotta (Figura 3). La preparazione de...

La preparazione isolato polmone sangue perfuso rende possibile visualizzare le reti microvasali sulla superficie polmonare. Qui si descrive un metodo per quantificare permeabilità delle singole microvasi nei polmoni isolati utilizzando l&#39;imaging di fluorescenza in tempo reale.

Quantificare singolo microvasi Permeabilità in Isolata Blood-perfusione Rat Lung Preparazione

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quantificare la permeabilità in singoli microvasi di polmoni isolati di ratto mediante un metodo basato sulla fluorescenza. Questo viene ottenuto isolando innanzitutto i polmoni di ratto e perfondendoli con sangue autologo. Il secondo passaggio della procedura consiste nell'inserire un microcatetere atriale sinistro in una piccola regione del polmone per infondere della destrina marcata con flora quattro.Successivamente, mentre viene infusa la destrina marcata, vengono acquisite immagini dei microvasi polmonari. L'ultimo passaggio consiste nel quantificare la permeabilità dei singoli microvasi a partire dalle immagini, utilizzando un software. In definitiva, i risultati possono mostrare il grado di permeabilità dei microvasi polmonari in diverse condizioni, ad esempio dopo il trattamento con LPS.La procedura sarà dimostrata dal dottor Kava Kasami, ricercatore postdottorato del mio laboratorio. Iniziare eseguendo una tracheotomia su un ratto maschio in un piano anestetico chirurgicamente adeguato. Utilizzare una cannula tracheale PE 90 e fissarla con punti di sutura. Successivamente, infondere nel cuore da 100 a 200 unità di eparina utilizz

quantifying-single-microvessel-permeability-isolated-blood-perfused

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Il protocollo seguente delinea il processo di isolamento, ventilazione e strumentazione polmoni del mouse su misura stabile o pulsatile vascolare polmonare di pressione del flusso di relazioni al fine di quantificare gli effetti del flusso sanguigno, flusso d'aria, i cambiamenti delle vie aeree e sui cambiamenti vascolari post-carico del ventricolo destro.

Caratterizzazione del isolata, ventilata e polmone mouse Instrumented perfusi con flusso pulsatile

Un<em&gt; In vivo</em&gt; Test per la verifica della nave Permeabilità Sangue

La vasocostrizione polmonare ipossica (HPV) è un importante fenomeno fisiologico con cui alla perfusione polmonare ipossia alveolare viene abbinata alla ventilazione. Il principale segmento vascolare che contribuisce all'HPV è l'arteria intra-acinare. Qui descriviamo il nostro protocollo per l'analisi dell'HPV dei vasi polmonari murini con diametri di 20-100 μm.

Analisi videomorfometrica della vasocostrizione polmonare ipossica delle arterie intrapolmonari utilizzando fette polmonari tagliate con precisione murina

Lo scopo di questo studio era di convalidare la riproducibilità di un modello in vitro BBB coinvolge un singenici ratto co-coltura delle cellule endoteliali e astrociti. Il monostrato di cellule endoteliali presentato TEER alta e bassa permeabilità LY. Espressione di proteine ​​TJ specifici, sono state valutate le risposte funzionali ai infiammazione e la funzionalità dei trasportatori e recettori.

Istituzione di un<em&gt; In Vitro</em&gt; Modello di Rat barriera emato-encefalica (BBB): A Focus on BBB impermeabilità e Trasporti recettore-mediata

Viene presentato un metodo per misurare la velocità del flusso sanguigno microcircolatorio nelle metastasi del cancro polmonare della superficie pleurica nei ratti in modo automatizzato, utilizzando la microscopia intravitale polmonare a torace chiuso. Questo modello ha il potenziale per essere utilizzato come strumento diffuso per eseguire ricerche fisiologiche sulle metastasi polmonari nei roditori.

Automated Misura di microcircolatorio Portata in polmonare Metastasi di Ratti

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) ha permesso il trapianto di polmone nell'uomo a diventare più facilmente disponibili, consentendo la possibilità di valutare gli organi ed espandere il pool di donatori. Qui, descriviamo lo sviluppo di un programma di topo EVLP e filtri che consentono un modello riproducibile per espansioni future.

Metodo di isolato<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Lung Perfusion in un modello di ratto: Lezioni apprese da Sviluppo di un programma EVLP Rat

La tecnica Landis modificata consente la misurazione accoppiata della conducibilità idraulica di singoli microvasi nel mesentere di ratti normali e geneticamente modificati in condizioni di controllo e test utilizzando tecniche di microperfusione. Fornisce un metodo conveniente per valutare i meccanismi che regolano la permeabilità dei microvasi e lo scambio transvascolare in condizioni fisiologiche.

Microperfusione Tecnica per Indagare regolamento di microvasi permeabilità a Rat mesentere

Questo manoscritto descrive protocolli di video microscopia in vitro per valutare la funzione vascolare nelle arterie di resistenza cerebrale del ratto. Il manoscritto descrive anche tecniche per la valutazione di densità del microvessel con aspersione di lectine e tessuto fluorescente contrassegnato utilizzando flussometria del Laser Doppler.

Valutazione dei meccanismi di controllo vascolare utilizzando Video microscopia del arterie di resistenza isolata dei ratti

La preparazione polmonare di coniglio isolata è uno strumento gold standard nella ricerca polmonare. Questa pubblicazione si propone di descrivere la tecnica sviluppata per lo studio dei meccanismi fisiologici e patologici coinvolti nella reattività delle vie aeree, nella conservazione polmonare e nella ricerca preclinica nel trapianto di polmone e nell'edema polmonare.

Sistema di perfusione polmonare isolato nel modello di coniglio

Qui, descriviamo un protocollo semplice ed economico per eseguire una quantificazione imparziale della densità microvascolare polmonare per il tessuto polmonare di topi interi utilizzando una singola colorazione dell'isolectina B4.

Quantificazione della densità microvascolare polmonare nei topi attraverso i lobuli

Impara a quantificare la permeabilità dei singoli microvasi nei polmoni isolati di ratto utilizzando un metodo basato sulla fluorescenza. Questa tecnica consente di studiare la funzione vascolare polmonare in tempo reale.

Quantificare singolo microvasi Permeabilità in Isolata Blood-perfusione Rat Lung Preparazione

Esplora altri video