Name: Imaging di fluorescenza con One nanometri Precisione (FIONA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
Description: Scopri la tecnica FIONA per l'imaging di fluorescenza con precisione nanometrica. Questo metodo consente di localizzare singole molecole e misurare il movimento dei motori molecolari come la miosina con risoluzione di un nanometro.

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Questo lavoro è stato sostenuto da NIH Grants 068.625, sovvenzioni NSF 1.063.188 e Centro di Fisica di cellule viventi 0822613. Un ringraziamento particolare va al Dr. Marina Marjanovic in Beckman Institute for Advanced Science and Technology per il dono di occhi di coniglio.

Etica Dichiarazione: Il tessuto corneale da conigli sono stati raccolti in conformità con la University of Illinois Istituzionale Animal Care e utilizzo linee guida. Setup 1 TIRFM NOTA: Indossare occhiali laser di sicurezza per tutto il tempo. <ol><li> Assicurarsi che tutti i componenti ottici necessari elencati nella lista dei materiali sono disponibili e pronti per l'allineamento. Se necessario, utilizzare sostituti con funzioni equivalenti di altre società. Assicurarsi che specchi e le lenti dovrebbero avere anti-riflettente (AR) rivestimenti corrispondenti al laser in uso. </li><li> Impostare le altezze di tutti i componenti ottici per l'altezza del centro del microscopio posteriore porta. </li><li> Montare il laser, laser otturatore e filtro ND (s). Utilizza i filtri ND per attenuare la potenza del laser verso il basso il più basso possibile, mantenendo il fascio visibile. Serrare le viti con appositi codici esadecimali. </li><li> Pianificare un percorso ottico e segnare con del nastro o un pennarello sul tavolo ottico (dotted linee blu in figura 1). Per semplicità, mantenere percorsi rettilinei lungo linee di fori sulla tavola ottico. </li><li> Luogo specchio M1 (figura 1) al primo angolo a destra. Posizionare i due iridi lungo il secondo tratto rettilineo del percorso del raggio programmato. Regolare la posizione e l'inclinazione di M1 tale che il laser passa attraverso le iridi. </li><li> Luogo specchio M2 (figura 1) al secondo angolo a destra. Inserire l'espansore 10X fascio (L1 e L2, figura 1) lungo il terzo tratto rettilineo del percorso. Regolare la sua inclinazione tale che l'espansore del fascio è parallelo sia la tabella ottica e il percorso del raggio programmato. <ol><li> Regolare M1 e M2 iterativamente tale che il laser passa rettamente attraverso i centri delle due lenti dell'espansore fascio. Ripetere questa operazione fino a quando il profilo del fascio del fascio espanso è non-Clipped gaussiana. </li></ol></li><li> Regolare M1 per centrare il fascio su L1 (Figura 1) e M2 per centrare il fascio su L2 (Figura 1) iterativamente. Un profilo del fascio male di solito significa che il laser è ritagliato; utilizzare un foglio di carta bianca per bloccare il fascio dopo l'espansore del fascio per controllare il profilo del fascio con gli occhi. Per l'analisi di alta precisione, utilizzare un profiler fascio ottico. </li><li> Regolare la distanza fra L1 e L2 tale che il fascio viene collimato. Ripetere il punto 1.8 e 1.9, se necessario. NOTA: Quando la dimensione del fascio non cambia con la distanza, il fascio è abbastanza collimato per un setup TIRFM. Per migliorare ulteriormente la collimazione del fascio, potrebbero essere utilizzati strumenti come un interferometro di taglio. Una dimensione baglio tipico dopo l'espansione è ~ 20 mm. </li><li> Otturatore il laser. Svitare l'obiettivo microscopio e avvitare un obiettivo allineamento fluorescente. Luogo specchi M3 e M4 (Figura 1) per dirigere il fascio espanso nella porta microscopio e sullo specchio dicroico all'interno della torretta. Assicurarsi che il raggio laser rimbalza tegli dicroici e verso il soffitto. </li><li> Regolare M3 per centrare la parte più luminosa del fascio sul bersaglio fluorescente, e M4 per regolare l'inclinazione del fascio deve essere verticale. </li><li> Shutter il laser e avvitare l'obiettivo posteriore. Se l'allineamento nel passaggio precedente è fatto bene ci dovrebbe essere un punto simmetrico uscire l'obiettivo. Ottimizzare le inclinazioni di M3 e M4 per ottimizzare la potenza del laser e il profilo del fascio fuori dell'obiettivo. </li><li> Montare una telecamera EMCCD al microscopio e collegare la fotocamera a un computer. Avviare il software per la fotocamera. </li><li> Montare un campione fluorescente (soluzione di fluorofori) sul microscopio. Guarda il punto luminoso fluorescente sulla fotocamera. Verificare che il punto non si sposta sullo schermo, come la messa a fuoco viene modificato. </li><li> Posizionare la lente TIR (L3, figura 1) sulla fase di traduzione XYZ ad una distanza dal piano focale posteriore dell'obiettivo che è uguale alla lunghezza focale di L3 (circa 30 cm). Regolare la posizione di L3tale che il laser passa attraverso il centro della lente. </li><li> Tradurre L3 lungo il percorso del fascio per regolare la collimazione del fascio. Assicurarsi che il fascio è ancora incentrato sul monitor e simmetrica in forma. NOTA: L'area di illuminazione in corrispondenza del piano di campionamento aumenta al diminuire della lente TIR lunghezza focale. In generale, utilizzare la lunghezza focale più piccolo che potrebbe andare bene sul set-up. </li><li> Traduci L3 perpendicolare al percorso del fascio per inclinare la trave dell'obiettivo. Mantenere traducendo la lente TIR TIR in modo che si ottiene. Osservare un campione di perline fluorescenti attraverso la macchina fotografica EMCCD, e perfezionare L3 per ottenere un buon SNR. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig1highres.jpg" width="500"> Figura 1 Configurazione ottica per la totale microscopia a fluorescenza di riflessione interna (TIRFM). 2. FIONA on Cy3-DNA <ol><li> Cvetrini da microscopio magre e coprioggetti: Sciacquare i vetrini da microscopio e coprioggetto con DDH 2 O e isopropanolo e asciugare con azoto; Porre i vetrini e coprioggetti del pulitore plasma per 5 minuti sotto argon plasma. </li><li> Costruire camere di campione (come rappresentato nella figura 2). <ol><li> Collocare un tessuto in panchina e poi mettere un pezzo di carta lente sulla parte superiore del tessuto. Porre il vetrino su carta lente. Assicurarsi che il lato pulito della diapositiva è verso l'alto. </li><li> Applicare due strisce di nastro biadesivo sul vetrino lungo i bordi lunghi, lasciando uno spazio di 3-5 mm al centro. Posizionare il coprioggetto pulito sulla parte superiore della diapositiva. Assicurarsi che il lato pulito del vetrino si trova ad affrontare la diapositiva. </li><li> Utilizzare un puntale per premere giù sopra il nastro biadesivo. Utilizzare un rasoio per rimuovere il nastro in eccesso dalla diapositiva in modo che il nastro rimanga solo sotto il coprioggetto. NOTA: Le estremità aperta della camera sono lasciati aperti e servono come ingresso e in uscitalasciare. Il volume della camera è di diversi microlitri. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig2highres.jpg" width="500"> Figura 2 Schizzo di una tipica camera del campione (a) Vista superiore.; (B) Vista laterale da destra; (C) Vista laterale dalla parte anteriore. <ol start="3"><li> Immobilizzare Cy3-DNA sulle superfici interne delle camere di campione. <ol><li> Preparare T-50 tampone (10 mM Tris-HCl pH 8.0, 50 mM NaCl). Preparare BSA-biotina in T-50 ad una concentrazione finale di 1 mg / ml. Preparare tampone T50-BSA sciogliendo BSA in T-50 ad una concentrazione finale di 10 mg / ml. </li><li> Preparare 0,5 mg / ml in tampone neutravidina T50-BSA. Preparare biotinilato Cy3 marcato DNA (Cy3-DNA) in T50-BSA ad una concentrazione finale di 5-10 pm. </li><li> Pipettare 10 ml BSA-biotina (1 mg / ml) nel pozzetto di misurazione. Attendere 5 min. </li><li lavare la camera con microlitri t50-bsa. pipettare neutravidina mg ml nel pozzetto di misurazione. incubare per min.><li> Lavare la camera con 40 microlitri T50-BSA. Pipettare 20 ml Cy3-DNA nella camera del campione. Incubare per 5 minuti e poi lavare la camera con 80 microlitri T50-BSA. </li></ol></li><li> Immagine Cy3-DNA molecole singole sotto TIRFM. <ol><li> Preparare il tampone di immagini (100 ml) mescolando 1 ml Protocatechuate-3,4-diossigenasi (PCD, 5 mM), 4 ml di acido protocatechuic (PCA, 62,5 mM), 50 microlitri 6-idrossi-2,5,7,8- tetramethylchromane-2-carbossilico (Trolox, 2 mM in T-50), e 45 microlitri T50-BSA. </li><li> Pipettare in un tampone di imaging 30 microlitri e attendere 8-10 min. </li><li> Montare il campione per l'imaging su una TIRFM che è dotato di un laser verde (532 nm), un obiettivo 100X immersione in olio (1,45 NA), e una fotocamera EMCCD. </li><li> Impostare il tempo di esposizione di 100 a 500 msec e EM guadagno da 25 a 100 Acquisire un filmato del campione di 1,000 fotogrammi. </li></ol></li><li> Eseguire l'analisi dei dati FIONA sulle immagini registrate di Cy3-DNA. <ol><li> Determinare la dimensione effettiva del pixel (cioè, fattore di conversione da pixel a nanometri) dividendo la dimensione in pixel fisica (letto dalla scheda tecnica della fotocamera EMCCD) per l'ingrandimento totale (l'ingrandimento dell'obiettivo microscopio moltiplicato per eventuali ingrandimenti supplementari). </li><li> Determinare il fattore di conversione da intensità dei pixel a fotone numeri dividendo sensibilità del CCD (cioè elettroni per conteggio A / D, leggere il foglio delle specifiche della fotocamera CCD) per il moltiplicatore di elettroni (EM) guadagno utilizzato durante l'acquisizione dell'immagine. </li><li> Compilare ed eseguire FIONA.pro per l'analisi FIONA. Utilizzare questo programma IDL per importare l'immagine acquisita, per inserire la dimensione in pixel effettivi (da punto 2.5.1) e il fattore di conversione da intensità al numero di fotoni (dal punto 2.5.2), e di scegliere i punti per l'analisi FIONA. NOTA: Alla fine, il program volontà uscita i risultati raccordo con funzioni 2D gaussiana, così come il numero totale di fotoni e la precisione della localizzazione. Un risultato tipico è mostrato nella sezione dei risultati e cifre rappresentative 4c-4d. </li><li> Compilare ed eseguire phcount.pro per caratterizzare il conteggio di fotoni. Utilizzare questo programma IDL per misurare il numero medio di fotoni emessi da un fluoroforo prima photobleaching, per importare l'immagine acquisita e per immettere il fattore di conversione da intensità al numero di fotoni (dal punto 2.5.2). NOTA: Il programma rileverà automaticamente macchie fluorescenti (selezione manuale è un'opzione), calcolare i conteggi di fotoni in funzione del numero di telaio, e l'uscita delle tracce di conteggi di fotoni. <ol><li> Eliminare cattivi tracce e specificare un range di frame dopo photobleaching per la correzione della linea di base. Al termine, il programma sarà in uscita un elenco di numeri totali di fotoni per tutti i punti non scartato. Poi tracciare la distribuzione dei numeri di fotoni e montare la distribuzione con un decadimento esponenziale per ottenere il numero medio di fotoni. Un risultato tipico è mostrato nella sezione dei risultati rappresentativi e figure 4e-4f. </li></ol></li></ol></li></ol> 3 FIONA applicata per quantificare Motor (ad esempio, miosina sulla actina) Dinamica presso nanometri Scala <ol><li> Polimerizzare actina (cioè preparare F-actina) un giorno prima dell'esperimento FIONA. <ol><li> Ricostituire G-actina (monomero) e biotina G-actina (monomero) a 10 mg / ml con tampone generale actina. Mescolare per assicurarsi che entrambi sono completamente sciolti, e tenere entrambi in ghiaccio. </li><li> Mescolare 10 ml G-actina (monomero) con 1,7 ml biotina G-actina in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga. Aggiungere 100 ml di ghiaccio freddo buffer di polimerizzazione di actina. </li><li> Lasciare riposare il composto per una notte a 4 ° C (F-actina formato) e poi aggiungere DDH 2 O per un volume totale di 1 ml. </li><li> Memorizzare i filamenti di actina (F-actina) a 4 ° C per un uso successivo negli esperimenti. NOTA: Filamenti si disintegrerà e ridurre nel tempo, ma può essere utilizzato per almeno due settimane. </li></ol></li><li> Preparazione del campione per l'imaging. <ol><li> Effettuare una camera del campione (come descritto nel protocollo 2.1 e 2.2). Pipettare in 20 microlitri biotinilati BSA a 1 mg / ml di DDH 2 O. Incubare per 10 min. Sciacquare con 30 ml DDH 2 O. NOTA: Questo blocca la superficie di vetro e stabilisce biotina per il legame dei filamenti di actina. Biotinilato poli-L-lisina - polietilenglicole (PEG-PLL) potrebbe servire la stessa funzione. </li><li> Pipettare in 0,5 mg / ml neutravidina. Incubare per 2 minuti e poi lavare la camera con 30 microlitri di buffer M5. </li><li> Pipettare nel preparato F-actina diluito 25 volte in tampone generale actina, a concentrazione finale ~ 0,004 mg / ml. Attendere 10 minuti, sciacquare la camera con 30 microlitri di buffer. </li><li> Diluire miosina Va con tag FLAG 30 volte in tampone M5 (20 HEPES mM (pH 7,6), 2 mM MgCl 2, 25 mM KCl, 1 mM EGTA) ad una concentrazione finale of 250 nM. Mescolare 1 ml miosina con 1 ml anti-FLAG-Qdot705 (~ 1 micron, coniugata da anticorpi anti-FLAG e Qdot705 utilizzando il Qdot705 anticorpo Coniugazione Kit secondo il manuale di istruzioni del produttore). Aggiungi a 8 microlitri M5 per riempire a 10 microlitri. Pipettare su e giù per mescolare bene. Incubare per 10 min in ghiaccio. NOTA: Questo produce una miscela di 1 motore a 4 punti quantici, a ~ 25 nM concentrazione di miosina. </li></ol></li><li> Imaging della miosina camminare su actina. <ol><li> Preparare il tampone di immagini (100 ml) mescolando 84 ml M5-BSA (buffer M5 con 1 mg / ml BSA), 1 ml ATP (50 micron di DDH 2 O), 2 microlitri DTT (500 mm in DDH 2 O), 1 ml CK (500 U / ml), 5 microlitri CP (200 mm), 1 ml PCD, 4 microlitri PCA, 1 ml miosina-Qdot dopo l'altro diluito di 10 volte la concentrazione di 2,5 nM miosina, e 1 ml BME. </li><li> Pipettare in un tampone di imaging 20 microlitri di campione da camera e incubare per 8-10 min. </li><li> Immagine del campione su TMicroscopio IRF al 30 esposizione msec. Acquisire almeno 1.000 fotogrammi. Regolare il volume della miosina-Qdot al Punto 3.3.1, se necessario. </li></ol></li><li> Eseguire l'analisi dei dati e trovare il passo di integrazione della miosina camminare. <ol><li> Aprire il file video in ImageJ 17 e ritagliare il video intorno ad un punto in movimento. Ritagliare una superficie sufficiente che il punto non viene mai meno di 20 pixel dal bordo, e assicurarsi che non vi siano altri punti in video. Assicurarsi che questo luogo si sta muovendo in un percorso lineare. </li><li> Traccia il punto attraverso il video per generare x e y coordinate nel tempo, in pixel, applicando FIONA analisi (punto 2.5.3) per ogni fotogramma del video. </li><li> Convertire pixel di nanometri, come descritto nella sezione precedente. </li><li> Calcolare spostamento dalla posizione iniziale in funzione del tempo. </li><li> Eseguire t-test sullo spostamento per ottenere i passi di miosina piedi. NOTA: Il programma di cui t-test (step_t_test.zip) è codificato in IDL e consiste di 14 subroutine nella cartella. <ol><li> Aprire tutti i sottoprogrammi in IDL e compila tutto due volte. Quindi eseguire mtltyanalysis_ttest.pro e scegliere un file di testo contenente solo i dati a distanza in una singola colonna. Un file di Excel di output verrà generato, contenente i dati grezzi, la forma, e la dimensione del passo. </li></ol></li><li> Eliminare tutti zero i valori dalla colonna step-size. Tracciare la distribuzione delle dimensioni passo con origine o MATLAB. Montare una gaussiana per l'istogramma. NOTA: incrementi dei valori zero devono essere cancellati a causa di un passo di zero significa che nessun passo è tratto dal fotogramma precedente. Il raccordo dà un picco di circa 36 nm (come mostrato in Figura 5). </li></ol></li></ol> 4 Preparazione del campione spessa per FIONA <ol><li> Preparare punti quantici incapsulati in sol-gel. <ol><li> Mescolare 4,5 ml TMOS, 1 ml di DDH 2 O e 100 ml HCl (120 mm). Sonicare la miscela in ghiaccio per 30 minuti nel pulitore ad ultrasuoni specified nel l'elenco dei materiali (frequenza = 40 kHz, riscaldamento = off). Mescolare la soluzione ogni 10 min. </li><li> Diluire 1,5 ml a 1,5 ml Qdot605 HEPES (pH 50 mm 7.2). Mescolare la soluzione con 1,5 ml TMOS dal passaggio precedente. </li><li> Versare il composto in un piatto fondo di vetro. Sigillare il piatto fondo di vetro con Parafilm e conservare a 4 ° C per 1 5 ore. </li><li> Aggiungere 2 ml di 1% in PBS BME al piatto campione e incubare a temperatura ambiente per 30 minuti prima di imaging. </li></ol></li><li> Preparare campione cornea macchiato di punti quantici. NOTA: Coniglio-occhi erano doni da Dr. Marina Marjanovic. <ol><li> Separare la cornea dagli occhi e tagliarlo in 3 mm x 3 pezzi mm. </li><li> Diluire 1 ml Qdot 605-streptavidina in 1 ml di PBS. Incubare il tessuto corneale con soluzione 1 nM Qdots a 4 ° C per 1 ora. Lavare il tessuto con PBS. </li><li> Prendete un vetrino pulito e un # 1.5 coprioggetto. Mettere 4 strati di nastro biadesivo sul vetrino lungo il lato più lungo, unnd mettere altri 4 strati di nastro biadesivo parallelo al nastro precedente e lasciare un canale di circa 1 cm in mezzo. Mettere il tessuto dal passaggio precedente nel mezzo del canale, e coprire con un vetrino coprioggetto. </li><li> Premere delicatamente sui lati del coprioggetto per farla aderire ai nastri. Bagnare il canale con 50 microlitri di PBS prima di imaging. </li></ol></li><li> Punti quantici Immagine in sol-gel e cornea. <ol><li> Per FIONA l'imaging in campioni spessi, utilizzare un obiettivo 60X acqua-immersion con distanza di lavoro di 0,27 mm o un obiettivo 60X acqua-immersion con distanza di lavoro di 0,28 mm. </li><li> Montare il campione sul microscopio. Regolare la lente TIRF tale che esso raggiunga la modalità epi-fluorescenza (cioè il raggio laser esce l'obiettivo con un angolo contro il coprioggetto). Inserire una lente di ingrandimento in più (3.3X o 4.0X). </li><li> Spostare il piano focale dell'obiettivo in una posizione z desiderata (ad esempio,&gt; 200 micron). Registrare le immagini di immobilepunti quantici nel campione. </li></ol></li><li> Eseguire l'analisi FIONA come descritto nella sezione 2.5 del presente protocollo. </li></ol>

<ol><li>Abbe, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Relation+of+Aperture+and+Power+in+the+Microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Royal+Microscopical+Society%22%5BJournal%5D)">The Relation of Aperture and Power in the Microscope.</a> Journal of the Royal Microscopical Society. 2 (3), 300-309 (1882).</li>
<li>Abbe, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Relation+of+Aperture+and+Power+in+the+Microscope+%28continued%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Royal+Microscopical+Society%22%5BJournal%5D)">The Relation of Aperture and Power in the Microscope (continued).</a> Journal of the Royal Microscopical Society. 2 (4), 460-473 (1882).</li>
<li>Thompson, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precise+Nanometer+Localization+Analysis+for+Individual+Fluorescent+Probes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Precise Nanometer Localization Analysis for Individual Fluorescent Probes.</a> Biophysical Journal. 82 (5), 2775-2783 (2002).</li>
<li>Yildiz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myosin+V+Walks+Hand-Over-Hand%3A+Single+Fluorophore+Imaging+with+1.5-nm+Localization%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Myosin V Walks Hand-Over-Hand: Single Fluorophore Imaging with 1.5-nm Localization.</a> Science. 300 (5628), 2061-2065 (2003).</li>
<li>Yildiz, A., Tomishige, M., Vale, R. D., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin+Walks+Hand-Over-Hand%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Kinesin Walks Hand-Over-Hand.</a> Science. 303 (5658), 676-678 (2004).</li>
<li>Yildiz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myosin+VI+Steps+via+a+Hand-over-Hand+Mechanism+with+Its+Lever+Arm+Undergoing+Fluctuations+when+Attached+to+Actin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Myosin VI Steps via a Hand-over-Hand Mechanism with Its Lever Arm Undergoing Fluctuations when Attached to Actin.</a> Journal of Biological Chemistry. 279 (36), 37223-37226 (2004).</li>
<li>Yildiz, A., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+Imaging+with+One+Nanometer+Accuracy%3A+Application+to+Molecular+Motors%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+Chemical+Research%22%5BJournal%5D)">Fluorescence Imaging with One Nanometer Accuracy: Application to Molecular Motors.</a> Accounts of Chemical Research. 38 (7), 574-582 (2005).</li>
<li>Toprak, E., Yildiz, A., Hoffman, M. T., Rosenfeld, S. S., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+kinesin+is+so+processive%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Why kinesin is so processive.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (31), (2009).</li>
<li>Kural, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+melanosomes+inside+a+cell+to+study+molecular+motors+and+their+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Tracking melanosomes inside a cell to study molecular motors and their interaction.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 104 (13), 5378-5382 (2007).</li>
<li>Gordon, M. P., Ha, T., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+high-resolution+imaging+with+photobleaching%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Single-molecule high-resolution imaging with photobleaching.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (17), 6462-6465 (2004).</li>
<li>Qu, X., Wu, D., Mets, L., Scherer, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanometer-localized+multiple+single-molecule+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Nanometer-localized multiple single-molecule fluorescence microscopy.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (31), 11298-11303 (2004).</li>
<li>Churchman, L. S., Ökten, Z., Rock, R. S., Dawson, J. F., Spudich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+molecule+high-resolution+colocalization+of+Cy3+and+Cy5+attached+to+macromolecules+measures+intramolecular+distances+through+time%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Single molecule high-resolution colocalization of Cy3 and Cy5 attached to macromolecules measures intramolecular distances through time.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (5), 1419-1423 (2005).</li>
<li>Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-Dimensional+Super-Resolution+Imaging+by+Stochastic+Optical+Reconstruction+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Three-Dimensional Super-Resolution Imaging by Stochastic Optical Reconstruction Microscopy.</a> Science. 319 (5864), 810-813 (2008).</li>
<li>Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-diffraction-limit+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy+%28STORM%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Meth%22%5BJournal%5D)">Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).</a> Nat Meth. 3 (10), 793-796 (2006).</li>
<li>Bates, M., Huang, B., Dempsey, G. T., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multicolor+Super-Resolution+Imaging+with+Photo-Switchable+Fluorescent+Probes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Multicolor Super-Resolution Imaging with Photo-Switchable Fluorescent Probes.</a> Science. 317 (5845), 1749-1753 (2007).</li>
<li>Betzig, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Intracellular+Fluorescent+Proteins+at+Nanometer+Resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Imaging Intracellular Fluorescent Proteins at Nanometer Resolution.</a> Science. 313 (5793), 1642-1645 (2006).</li>
<li>Abramoff, M. D., Magalhães, P. J., Ram, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image+processing+with+ImageJ%5BTitle%5D)+AND+%22Biophotonics+international%22%5BJournal%5D)">Image processing with ImageJ.</a> Biophotonics international. 11 (7), 36-42 (2004).</li>
<li>Enderlein, J., Toprak, E., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polarization+effect+on+position+accuracy+of+fluorophore+localization%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Polarization effect on position accuracy of fluorophore localization.</a> Optics Express. 14 (18), 8111-8120 (2006).</li>
<li>Cheezum, M. K., Walker, W. F., Guilford, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+comparison+of+algorithms+for+tracking+single+fluorescent+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Quantitative comparison of algorithms for tracking single fluorescent particles.</a> Biophysical Journal. 81 (4), 2378-2388 (2001).</li>
<li>Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonblinking+and+long-lasting+single-molecule+fluorescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging.</a> Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).</li>
<li>Zhuang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Single-Molecule+Study+of+RNA+Catalysis+and+Folding%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Single-Molecule Study of RNA Catalysis and Folding.</a> Science. 288 (5473), 2048-2051 (2000).</li>
<li>Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Oxygen+Scavenging+System+for+Improvement+of+Dye+Stability+in+Single-Molecule+Fluorescence+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">An Oxygen Scavenging System for Improvement of Dye Stability in Single-Molecule Fluorescence Experiments.</a> Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Fiona è una tecnica per localizzare la posizione di un emettitore fluorescente (fluoroforo organico o quantum dot) con una precisione nanometrica e risoluzione temporale fino a 1 msec a 4 8. Quando abbastanza fotoni vengono raccolti, questa tecnica consente di determinare la posizione di un emettitore fluorescente molto più preciso rispetto al limite di diffrazione (~ 200 nm) e quindi questa tecnica apre un modo per osservare ciò non è stato visto con microscopia ottica convenzionale / tradizionale 4 - 8...

Intorno al 1882, Ernst Abbe rilevato che la risoluzione di un microscopio a luce visibile è ~ λ / 2NA, o ~ 200 nm (dove λ è la lunghezza d'onda e NA è l'apertura numerica) 1,2. Pertanto, qualsiasi oggetto più piccolo di questa dimensione potrebbe apparire come una macchia di diffrazione limitata in un microscopio ottico. Tuttavia, è possibile determinare il centro della macchia, che è, la posizione dell'oggetto, con una precisione molto maggiore 3. Fluorescenza per immagini con una precisione di un nanometro (FIONA) è una tecnica semplice ma utile per la localizzazione di singoli fluorofori con precisione nanometrica nel piano xy 4. La precisione di localizzazione, σ μ (cioè, l'errore standard della media), dipende dal numero totale di fotoni raccolti, <img alt="Equazione 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51774/intro_eqn.jpg" width="100"> , Dove N è il conteggio di fotoni, s è la deviazione standard della macchia fluorescente, una èla dimensione in pixel del rivelatore di immagine, e b è la deviazione standard del fondo 3,4. Per un fluoroforo che emette ~ 10.000 fotoni, FIONA può raggiungere ~ 1 nm precisione 4. FIONA può essere utilizzato per determinare con precisione la posizione di un emettitore stazionaria, o uno spostamento (supponendo immagini possono essere adottate abbastanza veloce). FIONA può essere applicato in modo sequenziale ai fotogrammi del film e quindi tiene il moto della singola molecola 4-8. Reagenti foto-protezione possono essere necessarie per garantire che il campione non fotodegradare. Inoltre, l'oggetto fluorescente stesso può essere di qualsiasi dimensione, più piccola o più grande della diffrazione LIMIT- ad esempio, essa può consistere di un organello (~ 1 micron), con molte proteine ​​fluorescenti dispersi sulla sua membrana. Utilizzando FIONA può ancora produrre un molto accurata (nanometri) media del centro-di-massa media. Il grande miglioramento nella precisione della localizzazione di Fiona permette risolvendo nanomemovimenti di ter-scala nel corso del tempo. Questo ha spinto la microscopia in scala di lunghezza molecolare 4-8. Fin dalla sua invenzione, sono state sviluppate varianti di FIONA. Ad esempio, l'imaging in campo chiaro con una precisione di un nanometro (bFIONA) 9, una leggera variante di FIONA, immagini e localizza gli oggetti densi come melanosomi vivo (oggetti scuri che contengono il pigmento melanina) con luce trasmessa. Inoltre, FIONA è stato impiegato per risolvere diversi coloranti. Ad esempio, singola molecola imaging ad alta risoluzione con photobleaching (gamberetti) 10,11 o ad alta risoluzione di una singola molecola co-localizzazione (SHREC) 12 sono stati sviluppati per risolvere due coloranti all'interno di circa 10 nm. (Si noti che questa è la risoluzione, vale a dire con precisione come si può dire coloranti identici a parte.) Più recentemente, l'analisi FIONA ha contribuito al processo di localizzazione di alcuni microscopia a super-risoluzione, come reco ottica stocasticamicroscopia nstruction (STORM) 13- 15 e la foto-attivato localizzazione microscopio (PALM) 16, in cui fluorofori scure temporanee sono entusiasti, e poi la fluorescenza è localizzata. Con ripetutamente eccitante piuttosto bassa densità di coloranti (meno di uno per diffrazione macchia limitata), e poi raccogliendo la fluorescenza, analizzando ciascuno di loro dalla FIONA, si può costruire una mappa ad alta risoluzione. La risoluzione è quindi solo limitata dal numero di fotoni ciascun colorante mette fuori, così come le cose come tenere fermo il campione (compresi, per esempio, la fase di microscopio) durante l'acquisizione. In questo lavoro, una sintesi della tecnica FIONA e brevemente descrivono esempi di ricerche che sono state eseguite utilizzando FIONA viene segnalato. In primo luogo, come impostare le attrezzature necessarie per gli esperimenti FIONA, vale a dire, per un totale interno microscopia a fluorescenza di riflessione (TIRFM), con dettagli sulle allineare le ottiche, è descritto. Poi comeeffettuare un esperimento semplice FIONA sulla localizzazione immobilizzato Cy3-DNA singole molecole utilizzando opportuni protocolli, è illustrato. Dopo di che, l'uso di FIONA per misurare la dimensione del passo 36 nm di un singolo miosina troncato motore Va marcato con un punto quantico è presentato. Miosina Va è una proteina motore processivo essenziale che trasporta merci cellulare mentre translocating lungo i filamenti di actina. Ecco un miosina Va costruire troncato viene utilizzato per rimuovere i domini irrilevanti per la dimensione del passo, e con un tag FLAG aggiunto al C-terminale per consentire facilità di etichettatura con punti quantici funzionalizzati con anticorpi anti-FLAG. Questo esperimento viene fatto in condizioni di scarsa ATP per rallentare la miosina e consentire l'uso di tempi di esposizione abbastanza a lungo per ottenere un buon numero di fotoni in ogni fotogramma. Qualsiasi etichetta fluorescente sufficientemente luminosa potrebbe essere sostituito nel seguente protocollo. Infine, viene riportato recente sforzo di estendere l'applicazione di FIONA a campioni di spessore. Come principio proof-of-, punti quantici sono stati inzuppatiin sol-gel e cornee degli occhi coniglio e poi ripreso e localizzata utilizzando FIONA. Per l'imaging, un obiettivo ad immersione 60X acqua con NA = 1.2 è stato utilizzato perché questo obiettivo ha una distanza di lavoro più lungo utilizzato in precedenza 100X obiettivo immersione in olio. Per compensare la perdita di ingrandimento dell'obiettivo, una lente extra-ingrandimento (3.3X o 4.0X) è stato inserito nel percorso di emissione. Inoltre, epi-fluorescenza (non TIR) microscopia deve essere utilizzato per accedere regioni profonde nei campioni spessi. E 'dimostrato che i punti quantici imbevuti nel profondo sol-gel e in cornee degli occhi di coniglio (Z&gt; 200 micron) possono essere localizzati con precisione di 2-3 nm.

<table><tbody><tr><td>Nastro biadesivo</td><td>3M</td><td></td><td>~75 &#181; m</td></tr><tr><td>spessa telecamera EMCCD</td><td>Andor Technology</td><td>DU-897E-CS0-#BV</td><td></td></tr><tr><td>Pulitore ad ultrasuoni</td><td>Branson</td><td>2510</td><td></td></tr><tr><td>Set di filtri a fluorescenza</td><td>Chroma</td><td>49016</td><td></td></tr><tr><td>Tampone di polimerizzazione dell'actina&nbsp;</td><td>Citoscheletro&nbsp;</td><td>BSA02</td><td></td></tr><tr><td>Biotina G-actina</td><td>Citoscheletro&nbsp;</td><td>AB07</td><td></td></tr><tr><td>G-actina&nbsp;</td><td>Citoscheletro&nbsp;</td><td>AKL95</td><td></td></tr><tr><td>Tampone generale di actina&nbsp;</td><td>Citoscheletro&nbsp;</td><td>BSA01</td><td></td></tr><tr><td>Otturatore laser (con driver)</td><td>Electro-Optical Products Corp.</td><td>SH-10-MP</td><td></td></tr><tr><td>IDL</td><td>Exelis Soluzioni di informazioni</td><td></td><td></td>visive</tr><tr><td>Neutravidin&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>PI-31000</td><td></td></tr><tr><td>Vetrino coprioggetti</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>22X30-1,5</td><td>0,16-0,19 mm</td></tr><tr><td>di spessore Vetrino per microscopio</td><td>Sigillo d'oro Microvetrini&nbsp;</td><td>30103X1</td><td>0,93-1,05 mm di spessore</td></tr><tr><td>Pulitore al plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Piatto con fondo in vetro&nbsp;</td><td>In vitro Scientifico</td><td>D35-20-1.5-N</td><td></td></tr><tr><td>Cy3-DNA oligo Tecnologie</td><td></td><td>integrate del DNA</td><td>5'-Cy3/GCCTCGCTGCCGTCGCCA-3'Bio</td></tr><tr><td>Perle fluorescenti&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>T-7280</td><td></td></tr><tr><td>Qdot 605-streptavidina&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q10101MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot605&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q21301MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705</td><td>Invitrogen</td><td>Q22021MP&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Kit di coniugazione degli anticorpi Qdot705</td><td>Invitrogen</td><td>Q22061MP</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tavolo ottico</td><td>Newport Corp</td><td></td><td>RS4000 Series</td></tr><tr><td>60X Obiettivo</td><td>Nikon</td><td>Plan Apo VC 60x WI</td><td></td></tr><tr><td>100X Obiettivo</td><td>Olympus</td><td>PlanApo 100X/1.45 Oil &infin;/0.17</td><td></td></tr><tr><td>60X Obiettivo</td><td>Olympus</td><td>UPlanApo 60X/1.20W</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio invertito</td><td>Olympus</td><td>IX71/IX70/IX81</td><td></td></tr><tr><td>Origin</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-FLAG anticorpo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F7425-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7699</td><td></td></tr><tr><td>BME&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>63689-25ML-F</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>BSA-biotina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A8549-10MG</td><td></td></tr><tr><td>CK</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3755</td><td>Creatina Fosfochinasi dal muscolo di coniglio</td></tr><tr><td>CP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1937</td><td>Fosfocreatina di(tris) sale</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>43815</td><td>DL-Ditiotreitolo</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td>Glicole etilenico-bis(2-amminoetiletere)-N,N,N&prime;,N&prime; acido -tetraacetico</td></tr><tr><td>HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363-500G</td><td></td></tr><tr><td>HEPES&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1028</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>PCA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>03930590</td><td>Acido protocatechico&nbsp;</td></tr><tr><td>PCD</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8279</td><td>Protocatechuate-3,4-diossigenasi&nbsp;</td></tr><tr><td>TMOS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>341436-25G</td><td>Ortosilicato tetrametilico</td></tr><tr><td>Tris-HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363</td><td></td></tr><tr><td>Trolox</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238813</td><td>6-idrossi-2,5,7,8-tetrametilcromatono-2-carbossilico</td></tr><tr><td>specchi dielettrici a banda larga da 1" di diametro con supporti</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BB1-E02, KM100</td><td>Quantità: 2</td></tr><tr><td>&frac12; &rdquo; diametro pali</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>TR4</td><td>Quantità &ge; 6</td></tr><tr><td>espansore di fascio 10X</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BE10M-A</td><td></td></tr><tr><td>2" diametro f = obiettivo 300 mm con attacco</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>LA1256-A, lente TIR LMR2</td><td></td></tr><tr><td>Bersaglio di allineamento fluorescente&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td></td><td></td>VRC2SM1</tr><tr><td>Occhiali di sicurezza laser</td><td>Thorlabs&nbsp;</td>Filtro(i) <td>ND LG3Thorlabs</td><td></td></tr><tr><td></td><td>&nbsp;</td><td>FW1AND</td><td></td></tr><tr><td>Profilatore ottico del fascio</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BP209-VIS</td><td></td></tr><tr><td>Diaframma a iride montato su palo</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>ID25</td><td>Quantità: 2</td></tr><tr><td>Interferometro a taglio</td><td>Thorlabs&nbsp;</td>Stadio di traduzione <td>SI100</td><td></td></tr><tr><td>XYZ, &frac12; &rdquo; viaggi&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>T12XYZ</td><td></td></tr><tr><td>Laser</td><td>World Star Technologies&nbsp;</td><td>TECGL-30</td><td>532 nm, 30 mW</td></tr></tbody></table>

imaging di fluorescenza con one nanometri precisione (fiona)

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Fluorescenza per immagini con una precisione di un nanometro (FIONA) è una tecnica semplice ma utile per la localizzazione di singoli fluorofori con precisione nanometrica nel piano xy. Ecco un riassunto della tecnica FIONA è segnalato ed esempi di ricerche che sono state eseguite utilizzando FIONA vengono brevemente descritti. In primo luogo, come impostare le attrezzature necessarie per gli esperimenti FIONA, vale a dire, per un totale interno microscopia a fluorescenza di riflessione (TIRFM), con dettagli sulle allineare le ottiche, è descritto. Poi come realizzare un esperimento semplice FIONA sulla localizzazione immobilizzato Cy3-DNA singole molecole utilizzando protocolli appropriati, seguita dall&#39;uso di FIONA per misurare la dimensione del passo 36 nm di un singolo miosina troncato motore Va marcato con un punto quantico, è illustrato. Infine, è segnalato recente sforzo di estendere l&#39;applicazione di FIONA a campioni di spessore. Si dimostra che, utilizzando un obiettivo immersione in acqua e punti quantici imbevuto nel profondo sol-gel e cornee degli occhi di coniglio (&gt;200 micron), la localizzazione di precisione di 2-3 nm può essere raggiunto.

Una tipica configurazione TIRFM obiettivo-tipo è mostrato in Figura 3. Prima, campione di Cy3-DNA-superficie immobilizzato è stato ripreso. Una immagine tipica è mostrato in Figura 4a. L'immagine è stata scattata con il tempo di esposizione 0,5 secondi, con EM guadagno = 50 e la sensibilità del CCD = 12.13 per la fotocamera. Il-spread-funzione del punto (PSF) di una singola molecola Cy3-DNA è mostrata nella Figura 4b (dal punto indicato dalla freccia nella figur...

Fluorofori singoli possono essere localizzati con precisione nanometrica utilizzando FIONA. Ecco un riassunto della tecnica FIONA è segnalato, e come condurre esperimenti Fiona è descritto.

Imaging di fluorescenza con One nanometri Precisione (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

L'obiettivo generale di questa procedura è dimostrare come eseguire l'imaging a fluorescenza con una precisione di un nanometro o esperimenti Fiona. Ciò si ottiene impostando prima l'attrezzatura richiesta e allineando l'ottica per la riflessione interna totale, la fluorescenza, la microscopia o il tappeto erboso. Il passo successivo consiste nell'immobilizzare CY 3D NA sulla superficie interna di una camera di campionamento e localizzare singole molecole di CY 3D NA con precisione nanometrica.Successivamente, Fiona viene applicata per studiare il movimento di una singola miosina tronca cinque, un motore etichettato con un punto quantico. In definitiva, la dimensione del passo della miosina mentre cammina, Acton è stato misurato come 36 nanometri dall'analisi di Fiona. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sui motori molecolari, può essere applicato anche ad altri sistemi come il tracciamento dei recettori sulla membrana delle cellule.La dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale in quanto i dettagli sperimentali sono difficili da apprendere. È importante indossare sempre occhiali di sicurezza laser durante la configurazione. Per la riflessione interna totale,

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Biologia

Descriviamo un metodo per localizzare fluorescente proteine ​​marcate nel microscopio elettronico. Fluorescenza viene prima localizzato con foto-attivato microscopia localizzazione su sezioni ultrasottili. Queste immagini vengono quindi allineati al microscopio elettronico della stessa sezione.

Nano-Fem: la localizzazione delle proteine ​​Usando Photo-attivato Microscopia Localizzazione e microscopia elettronica

Si descrive la preparazione di punti quantici colloidali con minimizzata dimensione idrodinamica per singola molecola imaging di fluorescenza. Rispetto ai tradizionali punti quantici, queste nanoparticelle sono di dimensioni simili alle proteine ​​globulari e sono ottimizzati per singola molecola luminosità, stabilità contro la fotodegradazione, e resistenza al legame non specifico a proteine ​​e cellule.

Compact Quantum Dots per singola molecola Imaging

Dimostriamo l'uso della microscopia di localizzazione per fotoattivazione a fluorescenza (FPALM) per visualizzare simultaneamente più tipi di molecole marcate in fluorescenza all'interno delle cellule. Le tecniche descritte producono la localizzazione di migliaia o centinaia di migliaia di singole proteine marcate con fluorescenza, con una precisione di decine di nanometri all'interno di singole cellule.

Imaging multicolore simultaneo di strutture biologiche con microscopia di localizzazione con fotoattivazione a fluorescenza

Qui si descrive la strumentazione e metodi per la rilevazione di molecole proteiche singolo fluorescenza marcata che interagiscono con una singola molecola di DNA sospeso tra due microsfere otticamente intrappolati.

Combinando singola molecola di manipolazione e di imaging per lo studio delle interazioni proteina-DNA

Quadridimensionale (4D) di imaging viene utilizzato per studiare il comportamento e le interazioni tra i due tipi di endosomi a vivere terminazioni nervose vertebrati. Movimento di queste piccole strutture è caratterizzata in tre dimensioni, permettendo conferma di eventi come endosomi fusione ed esocitosi.

Visualizzazione del endosome Dynamics in Vivere terminazioni nervose con quattro-dimensionale imaging di fluorescenza

L'imaging del comportamento dinamico degli organelli e di altre strutture subcellulari in vivo può far luce sulla loro funzione in condizioni fisiologiche e patologiche. Qui, presentiamo metodi per marcare geneticamente due organelli, centrosomi e mitocondri, e per l'imaging delle loro dinamiche in embrioni di zebrafish viventi utilizzando la microscopia a campo largo e confocale.

Imaging strutture subcellulari nell&#39;embrione Living Zebrafish

Presentiamo un protocollo di applicazione del interferometrica fotoattivati ​​localizzazione Microscopy (iPALM), un metodo di risoluzione di microscopia eccellente 3-dimensional localizzazione singola molecola, per l'imaging del citoscheletro actina in cellule di mammifero aderenti. Questo approccio permette la visualizzazione basata sulla luce delle caratteristiche strutturali nanoscala che altrimenti rimarrebbero irrisolti da convenzionale microscopia ottica di diffrazione limitata.

Tridimensionale Super Resolution Microscopia di filamenti di F-actina da interferometrico fotoattivati ​​localizzazione Microscopy (iPALM)

Etichettare il dominio extracellulare di una proteina di membrana con un fluoroforo sensibile pH, superecliptic pHluorin (SEP), permette la localizzazione subcellulare, espressione, e il traffico da determinare. proteine ​​Imaging SEP-etichettato con riflessione interna totale microscopia a fluorescenza (TIRFM) consente la quantificazione dei livelli di proteine ​​nella membrana ER e nel plasma periferico.

Utilizzando Recettori pHluorin-tag per il monitoraggio subcellulare localizzazione e il traffico

Qui vi presentiamo una guida pratica di costruzione di un sistema di microscopia integrato, che si fonde imaging epi-fluorescente convenzionale, singola molecola basata sul rilevamento di Super-risoluzione imaging e rilevamento di singola molecola multi-colore, tra cui trasferimento di energia di risonanza di fluorescenza di singola molecola di imaging, in un set-up in modo efficiente.

Lo svolgimento di diverse modalità di Imaging con un microscopio a fluorescenza

Questo flusso di lavoro consente la produzione di lamelle mirate a strutture biologiche marcate in fluorescenza che sono piccole (&lt;1 μm di estensione assiale) e rare (1 copia per cellula) utilizzando una piattaforma di imaging criogenica tri-coincidente. Questa piattaforma integra la microscopia a fluorescenza, la fresatura a fascio ionico focalizzato e la microscopia elettronica a scansione in un'unica posizione focale e consente la microscopia a fluorescenza simultanea durante la fresatura.

Flusso di lavoro con un microscopio criogenico a fluorescenza coincidente, a fascio di elettroni e ioni per la fresatura mirata delle cellule

Scopri la tecnica FIONA per l'imaging di fluorescenza con precisione nanometrica. Questo metodo consente di localizzare singole molecole e misurare il movimento dei motori molecolari come la miosina con risoluzione di un nanometro.

Imaging di fluorescenza con One nanometri Precisione (FIONA)

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