Name: Monitoraggio della sistemici e epatica parametri emodinamici nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: Scopri il monitoraggio dei parametri emodinamici sistemici ed epatici nei topi. Questo metodo permette di acquisire pressione arteriosa, pressione venosa centrale e flusso portale con precisione.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Questa ricerca è stata sostenuta dal Ministero federale tedesco dell&#39;Istruzione e della ricerca (BMBF) finanziato &quot;Virtual Liver Network&quot;. Vorrei ringraziare Frank Schubert e Rene Gumpert dal media center di Jena University Hospital per il loro aiuto nella produzione di video e creare l&#39;animazione e Isabel Jank per registrare l&#39;audio.

Housing e tutte le procedure eseguite sono in conformità con la legislazione tedesca Animal Welfare. 1 Sensori di calibrazione (Seguire le istruzioni del produttore per la taratura dei sensori) 1.1) la calibrazione del catetere Millar. Pre-immergere la punta del catetere in acqua sterile o soluzione salina per 30 minuti prima di bilanciare (azzeramento) e la calibrazione. <ol><li> Collegare il sensore Millar al canale millar1 di ponte amplificatore e inserire la punta del sensore Millar nella colonna d&#39;acqua. </li><li> Impostare il valore della colonna d&#39;acqua a 0 cm H 2 O. Nella finestra del software di analisi dei dati, scegliere il ponte amplificare e azzerare esso. Il valore di riferimento 0 cm H 2 O può essere impostato. </li><li> Impostare il valore della colonna d&#39;acqua di 20 cm H 2 O. Esegui avanzamento finestra del software di analisi dei dati, e stop. Scegli &quot;unità&quot; nella finestra di ponte amplificare, impostare la linea di base di 0 e 20 cm H 2 O di conseguenza. Regolare l &#39;&quot;unità&quot; per cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibrare il millar2 per la misurazione della PAC allo stesso modo (impostare due linea di base 90 e 110 cm H 2 O). </li></ol> 1.2) Calibrazione sonda flusso sanguigno <ol><li> Mettere la sonda in acqua deionizzata. Collegare la sonda con transonico sistema sonda di mandata. </li><li> Nella finestra del software di analisi dei dati, scegliere Input amplifica a zero la sonda di mandata. Regolare le unità. </li><li> Premere il pulsante di &quot;canale di test&quot; per raccogliere il segnale: se il segnale ha 3-4 bar, significa che il segnale è buono. Nel caso in cui un buon segnale viene acquisito, la procedura può essere continuata. </li><li> Premere il pulsante di &quot;canale zero&quot; e il canale di scala per vedere se il valore è stato calibrato o no. </li><li> Premere il pulsante di &quot;canale di misura&quot; per la misurazione successiva. </li></ol> 2 Preparare il mouse per la procedura chirurgica <ol><li> Posizionare il mouse in una camera di induzione e anestetizzare il mouse con il 2% isoflurano e0,3 ml / min di ossigeno. L&#39;operazione può essere eseguita se la convergenza pizzico ritiro riflesso del mouse è assente. </li><li> Accorciare il pelo delle regioni chirurgici, tra cui il collo sinistro e l&#39;addome. </li><li> Posizionare il mouse sulla tabella operazione e fissarla con nastri. Utilizzare veterinario unguento sugli occhi per prevenire la secchezza durante il periodo di funzionamento. </li><li> Inserire un cuscino garza sotto il collo per l&#39;esposizione ottimale del campo operatorio di collo. </li><li> Disinfettare il campo di funzionamento e posizionare garze sterilizzate per coprire il mouse solo lasciando il campo operatorio aperto. </li></ol> 3. parametri vitali di misura <ol><li> Inserire gli aghi ECG per via sottocutanea nelle zampe del topo. </li><li> Posizionare il sensore respiratorio sotto la parte posteriore del mouse. </li><li> Posizionare la sonda di temperatura nel retto del mouse. </li><li> Record di temperatura, ECG e la frequenza respiratoria del mouse nel software di analisi dei dati. </li></ol> 4. collo Operazione per Systemic monitoraggio cardiovascolare 4.1) Vessel dissezione <ol><li> Identificare la linea mediana del collo, punto medio della clavicola, l&#39;angolo della mandibola. </li><li> Effettuare una incisione longitudinale 2 centimetri dall&#39;angolo della mandibola al punto medio clavicola che è 0,5 centimetri sul lato sinistro della linea centrale. </li><li> Sezionare la ghiandola sottomandibolare, capovolgerlo e coprire con garza imbevuta di soluzione salina. </li><li> Identificare la vena giugulare, sezionarlo e posizionare tre 6-0 punti di sutura in seta sotto la vena per la legatura più tardi e la fissazione. </li><li> Identificare il muscolo sternocleidomastoideo, separarlo dal ventre superiore del ventre omoioideo e posteriore del muscolo digastrico, e tirarlo con un divaricatore per una facile esposizione della carotide. </li><li> Sezionare l&#39;arteria carotide e posizionare tre 6-0 punti di sutura in seta sotto l&#39;arteria per la legatura più tardi e la fissazione. </li></ol> 4.2) misura il flusso di sangue dell&#39;arteria carotidea <ol><li> Posizionare il transonicosondare intorno alla carotide, mantenerlo stabile, e ottimizzare il contatto con ultrasuoni gel o soluzione salina. </li><li> Record velocità del flusso sanguigno dell&#39;arteria carotide come indicato sul piccolo schermo del dispositivo transonica utilizzando il software di analisi dei dati </li><li> Rimuovere la sonda dopo aver completato la misurazione </li></ol> 4.3) misurazione della pressione arteriosa carotidea (PAC) <ol><li> Legare l&#39;estremità distale della carotide e bloccare la sua estremità prossimale. </li><li> Mettere 2 suture di fissaggio intorno alla carotide. Utilizzare 10-0 prolene per il soggiorno sutura. </li><li> Fai una piccola incisione sulla parete anteriore della nave. </li><li> Inserire il catetere Millar e fissarlo con punti di sutura pre-posto. </li><li> Registrare la PAC nel software di analisi dei dati. </li></ol> 4.4) misura il flusso di sangue della vena giugulare <ol><li> Sollevare la vena giugulare e posizionare la sonda flusso transonico per misurare la portata. </li><li> Registrare la velocità di flusso nel software di analisi dei dati. </li></ol> 4.5) misurazione della pressione venosa centrale (CVP) <ol><li> Bloccare l&#39;estremità prossimale della vena giugulare e legare l&#39;estremità distale. </li><li> Tagliare una piccola incisione utilizzando microscissors sulla parete anteriore della nave. </li><li> Inserire il catetere pieno di liquido e fissarlo con le linee di sutura pre-posto. </li><li> Registrare il CVP nel software di analisi dei dati. </li></ol> 5. addominale funzionamento per l&#39;acquisizione di epatiche Emodinamica 5.1) Identificazione della nave <ol><li> Effettuare una incisione trasversale sull&#39;addome. </li><li> Eventerate l&#39;intestino a sinistra e coprire con garza umida. </li><li> Identificare la vena cava inferiore, la vena porta, l&#39;arteria epatica comune e l&#39;arteria epatica propria. </li><li> Eliminare alcuni salina calda nell&#39;addome e sulla superficie degli intestini ogni 5 min durante l&#39;intera procedura di monitoraggio. </li></ol> 5.2) Misurazione del portale flusso sanguigno <ol><li> Sezionare la vena porta. </li><li> Mettere 6-0 seta sotto la vena porta per facilitare il sollevamento della nave quando si posiziona la sonda di flusso. </li><li> Posizionare la sonda di flusso transonico attorno alla vena porta e misurare la sua velocità di flusso di sangue. </li><li> Registrare la velocità di flusso del sangue della vena porta. </li></ol> 5.3) Misura del flusso dell&#39;arteria epatica comune <ol><li> Sezionare l&#39;arteria epatica comune con cautela. </li><li> Posizionare un 6-0 sutura di seta intorno alla nave per facilitare il sollevamento della nave. </li><li> Posizionare la sonda di mandata intorno all&#39;arteria. </li><li> Misurare il flusso sanguigno e acquisire i dati. </li></ol> 5.4) Misura della pressione della vena porta (PVP) <ol><li> Scegli un ramo della vena mesenterica con pochi rami laterali, che drena direttamente nella vena porta. </li><li> Legare l&#39;estremità distale della vena mesenterica selezionato. Assicurarsi che la legatura è vicino al tubo intestinale. Legare i suoi piccoli rami </li><li> Mettere 2 Fissaggio suture utilizzando 6-0 prolene intorno alla vena. Il punto chiave di questa procedura è quello di evitare di toccare l&#39;arteria mesenterica quando legatura della vena. </li><li> Fissare l&#39;estremità prossimale della vena porta. </li><li> Place 2 Stay suture utilizzando 10-0 prolene. Alcuni sanguinamento si verifica in quanto il soggiorno sutura dovrebbe penetrare la parete vascolare dell&#39;ammenda vena mesenterica. </li><li> Fai una piccola incisione sulla vena con un microscissor obliquamente a un angolo di 45 gradi. </li><li> Inserire il catetere Millar attraverso la vena mesenterica nella vena porta e fissarla </li><li> Registrare la pressione della vena porta. Al termine della procedura, sacrificare i topi da dissanguamento sotto anestesia. </li></ol>

<ol><li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow%2C+oxygenation%2C+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li>
<li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant%3A+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li>
<li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+in+mice%3A+portal+hypertension%2C+collateral+circulation%2C+and+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li>
<li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Trop%22%5BJournal%5D)">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li>
<li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li>
<li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice%3A+macroscopic%2C+histological+and+portal+pressure+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Exp.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li>
<li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li>
<li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li>
<li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow%3A+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.%22%5BJournal%5D)">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li>
<li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li>
<li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter%3A+evaluation+and+optimization+of+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li>
<li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li>
<li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Il monitoraggio di emodinamica epatica è un importante strumento di ricerca in epatologia e chirurgia epatobiliare. Acquisizione dei dati emodinamici epatici aiuta a caratterizzare l&#39;effetto delle procedure epatobiliare sul sistema circolatorio. È necessaria l&#39;acquisizione di dati emodinamici epatici anche per studiare l&#39;effetto di farmaci che influenzano la pressione portale e flusso portale, ad esempio, a seconda delle necessità in studi di valutazione di farmaci vasoattivi. <p class="jove_con...

L&#39;obiettivo generale di questo video è stato quello di dare prova di una procedura di monitoraggio in tempo reale per l&#39;acquisizione di parametri emodinamici sistemici ed epatico. Il razionale per lo sviluppo di questa procedura è il suo grande valore per gli interventi sperimentali nei topi che richiedono l&#39;ottenimento di parametri emodinamici sistemici ed epatico. La procedura può essere applicata agli animali naïve e durante o dopo un determinato intervento chirurgico sperimentale epato-biliare, come epatectomia parziale, legatura della vena porta e il trapianto di fegato. Acquisizione dei dati emodinamici epatici nei roditori richiede la procedura invasiva proposta. Perfusione epatica non può essere ottenuto in modo non invasivo. Tuttavia, ci sono alternative per l&#39;acquisizione della pressione arteriosa sistemica. Tecniche di monitoraggio come la tecnica bracciale coda 8 sono stati utilizzati per l&#39;acquisizione della pressione arteriosa in entrambi i ratti e topi. La tecnica bracciale coda può essere applicato in ben fatanimali unità organizzative. Quando la misurazione della pressione sanguigna, l&#39;animale deve essere posizionato e fissato in una posizione scomoda specifico. Nel manuale del dispositivo di coda-bracciale, il produttore dichiara che i topi possono diventare nervosi e stressati che possono diminuire la circolazione nella coda. In tale circostanza, la pressione del sangue periferico acquisito nella coda può essere molto inferiore rispetto alla pressione arteriosa centrale. La procedura di controllo completo è stato eseguito con un monitor multicanale integrato utilizzando una serie di sensori di acquisizione dati. La pressione sanguigna è stata ottenuta con l&#39;inserimento di un catetere nel rispettivo recipiente dopo un&#39;attenta dissezione microchirurgica e l&#39;esposizione al microscopio. La portata è stata misurata posizionando una sonda di flusso transonico attorno a ciascuna nave. Abbiamo già segnalato una simile procedura di monitoraggio intraoperatorio per i ratti con conseguente una serie completa di dati fisiologici emodinamici comparabili a singlE i dati riportati da altri gruppi di 7. Pertanto abbiamo considerato questa procedura per rappresentare una buona base per il suo adeguamento al mouse, una specie 10 volte più piccolo del ratto. La differenza fondamentale alla procedura ratto è l&#39;uso di cateteri Millar per acquisire dati sulla pressione sanguigna invece di un sistema di catetere fluidodinamica. Dati di flusso sono stati acquisiti con sonde di flusso transonico, solo quelli molto più piccoli che per i corrispondenti vasi di ratto. A causa delle piccole dimensioni dell&#39;animale, strumentazione di topi è tecnicamente impegnativo, ma fattibile. Una volta che la strumentazione è completata, l&#39;acquisizione dei dati e l&#39;analisi dei dati primari vita è semplice, dal momento che un file di impostazione predefinita può essere utilizzato. Il file di impostazione deve essere definita una volta all&#39;inizio di una serie di esperimenti e può essere immagazzinato e utilizzato per tutti gli esperimenti successivi. Fino ad ora abbiamo applicato questa procedura per valutare gli effetti emodinamici epatici negli esperimenti acuti. Abbiamo misurato CAP e PVP prima e subito dopo il 70% epatectomia parziale (PH) e nel bloccaggio / bloccaggio de-gli esperimenti. Abbiamo bloccato il legamento epato-duodenale del lobo destro che rappresenta il 20% del fegato massa seguita da breve (5min) di bloccaggio del lobo mediano e laterale sinistro che rappresenta totalmente il 90% della massa epatica. De-bloccaggio iniziato con rilasciando il morsetto dal lobo destro seguito da liberare la mediana e il lobo laterale sinistro. Tempo di serraggio massima era inferiore a 10 min.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Amplificatore a ponte quadruplo</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Amplificatore a ponte&nbsp;</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Elettrodi ad ago per FE136 (3 pezzi)</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>Modulo flussimetro perivascolare</td><td>Transonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Catetere a pressione per topi</td><td>Strumenti Millar</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>catetere riempito di liquido</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0,64&volte; Micro forbici da 19 mm</td></tr><tr><td></td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>n. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore di micro morsetti</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>n. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinza diritta</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>n. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinza curva</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>porta-aghi</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>n. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo di taglio della coda&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td> Software di <td>analisi dei dati</td> degli strumenti <td></td><td>ADInsp</td>;</tr></tbody></table>

monitoraggio della sistemici e epatica parametri emodinamici nei topi

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

L&#39;uso di modelli murini di ricerca sperimentale è di enorme importanza per lo studio della fisiologia epatica e disturbi fisiopatologici. Tuttavia, a causa delle piccole dimensioni del mouse, dettagli tecnici della procedura di controllo intraoperatorio adatto per il mouse sono stati raramente descritti. In precedenza abbiamo riportato una procedura di controllo per ottenere i parametri emodinamici per i ratti. Ora, abbiamo adattato la procedura per l&#39;acquisizione dei parametri emodinamici sistemici e epatici nei topi, una specie dieci volte più piccolo di ratti. Questo film dimostra la strumentazione degli animali così come il processo di acquisizione dei dati necessari per valutare l&#39;emodinamica sistemica ed epatico nei topi. Parametri vitali, tra cui la temperatura corporea, la frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca sono state registrate durante l&#39;intera procedura. Parametri emodinamici sistemici consistono di pressione carotidea (PAC) e la pressione venosa centrale (CVP). Parametri di perfusione epatica includono portale vpressione ein (PVP), portata portale, nonché la portata dell&#39;arteria epatica comune (tabella 1). Strumentazione ed acquisizione dati per registrare i valori normali sono stati completati entro 1,5 ore. Parametri emodinamici sistemici ed epatico sono rimaste entro i valori normali durante questa procedura. Questa procedura è impegnativo ma fattibile. Abbiamo già applicato questa procedura per valutare l&#39;emodinamica epatica in topi normali, così come durante il 70% epatectomia parziale e nel lobo epatico di serraggio esperimenti. PVP media dopo la resezione (n = 20), era 11,41 ± 2,94 cm H 2 O, che era significativamente più elevata (p &lt;0.05) rispetto a prima resezione (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). I risultati del lobo epatico di serraggio esperimento hanno indicato che questa procedura di controllo è sensibile e adatto per rilevare piccole variazioni nella pressione portale e portata portale. In conclusione, questa procedura è affidabile nelle mani di un micro-chirurgo esperto, ma dovrebbe essere limitato a experiments in cui sono assolutamente necessari i topi.

Parametri vitali dei topi come la frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca sono ovviamente molto superiore nel ratto. Media pressione arteriosa sistemica e della pressione venosa giugulare sono simili ai valori di ratto e anche simili ai dati umani. Dati emodinamici epatici sono ovviamente diversi. Abbiamo ottenuto valori normali da 8 topi. Portale flusso di sangue in topi normali era compresa tra 1,6-2,3 ml / min. Flusso in arteria epatica comune variava 0,10-0,35 ml / min. Pressione ...

Questo film dimostra come acquisire l&#39;emodinamica sistemica e epatici nei topi. L&#39;intero controllo comprende l&#39;acquisizione dei parametri vitali, pressione sanguigna sistemica, pressione venosa centrale, portata arteria epatica comune, e di pressione della vena porta e la portata portale in topi.

Monitoraggio della sistemici e epatica parametri emodinamici nei topi

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

In questo film viene dimostrata la procedura di monitoraggio dell'emodinamica sistemica ed epatica e dei topi. Il monitoraggio include l'acquisizione dei parametri vitali, la pressione arteriosa sistemica, la pressione venosa centrale della vena porta, nonché la velocità del flusso portale nei topi. Ciò che è necessario per l'intera procedura di monitoraggio è un computer con cartella clinica sette, uno stereomicroscopio e una macchina per anestesia e un sistema DI.Componenti Un sistema DI. I componenti includono tempo di transito, perivascolare, flussometro, laboratorio elettrico e ponte quadruplo. Per l'acquisizione dei dati, abbiamo anche bisogno di un condizionatore di temperatura e del segnale ECG per la registrazione, la temperatura direttiva e la frequenza cardiaca.Ecco gli strumenti di cui abbiamo bisogno. I materiali di sutura di cui abbiamo bisogno sono sei, zero, seta, sei, zero, prolina, sette zero, prolina, 10, zero, prolina. Questo è il sensore di temperatura, il sensore ECG e il sensore respiratorio.Questa è la sonda di flusso sanguigno, MA one PSB per misurare la velocità di flusso della vena porta. Questa è la sonda del flusso sanguigno, MA 0,5 PSB per misurare la

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

Research

Ricerca

JoVE Journal

Medicine

Medicina

L'ecocardiografia transtoracica offre un metodo non invasivo per la valutazione della funzione cardiaca nei topi. Una combinazione di ultrasuoni e Doppler modalità di imaging possono essere utilizzate per ottenere misure dimensionali del cuore e del flusso sanguigno intracardiaco, che insieme forniscono una valutazione delle cardiaca sistolica e diastolica prestazioni.

L&#39;ecocardiografia transtoracica in topi

L'obiettivo di questo protocollo è valutare la pressione sanguigna sistemica in topi coscienti che si muovono liberamente utilizzando dispositivi di radio-telemetria impiantabili.

Misurazione della pressione sanguigna a lungo termine in topi liberi di muoversi utilizzando la telemetria

L'emorragia non controllata, una causa importante della mortalità tra i pazienti traumatici, può essere modellata utilizzando una lacerazione epatica standard in un modello murino. Questo modello provoca una consistente perdita di sangue, la sopravvivenza e consente di testare agenti emostatici. Questo articolo fornisce il processo passo per passo per eseguire questo prezioso modello.

Scossa emorragica non controllata modellata mediante Lacerazione del fegato nei topi con monitoraggio emodinamico in tempo reale

Qui descriviamo un protocollo dettagliato per misurazioni invasive dei parametri emodinamici, compreso pressione portale, flusso sanguigno intestinale ed emodinamica sistemica al fine di caratterizzare la sindrome iperteso in ratti.

Emodinamico invasivo caratterizzazione della sindrome Portal-ipertesi in ratti cirrotici

Qui descriviamo e confrontiamo due posizioni per ottenere la vista apicale a quattro camere nei topi. Queste posizioni consentono la quantificazione della funzione ventricolare destra, forniscono risultati comparabili e possono essere utilizzate in modo intercambiabile.

Misurazione ecocardiografica dei parametri diastolici ventricolari a destra nel mouse

Qui, presentiamo un protocollo per eseguire una valutazione emodinamica invasiva del ventricolo destro e dell'arteria polmonare nei topi utilizzando un approccio chirurgico a torace aperto.

Valutazione emodinamica invasiva per il sistema ventricolare destro e l'ipertensione arteriosa polmonare indotta dall'ipossia nei topi

Questo protocollo fornisce una procedura passo-passo per l'esecuzione della somministrazione di dosi multiple in bolo endovenoso e il monitoraggio emodinamico invasivo nei topi. I ricercatori possono utilizzare questo protocollo per il futuro screening dei composti terapeutici per l'ipertensione arteriosa polmonare.

Dosaggio multiplo in bolo endovenoso e valutazione emodinamica invasiva in un modello murino di ipertensione arteriosa polmonare indotta da ipossia

La pulsatilità dell'ormone luteinizzante (LH) è un segno distintivo della funzione riproduttiva. Descriviamo un protocollo per l'attivazione remota di specifiche popolazioni neuronali legate alla raccolta automatica seriale del sangue. Questa tecnica consente la modulazione ormonale temporizzata, il multiplexing e la riduzione al minimo degli effetti di manipolazione sui livelli di LH in animali coscienti, in movimento libero e indisturbati.

Attivazione neuronale remota accoppiata con campionamento automatico del sangue per indurre e misurare l'ormone luteinizzante circolante nei topi

L'ecografia Doppler ultraveloce (UFUS) con elevata risoluzione spaziale (100 μm) e sensibilità rappresenta una modalità di imaging non invasiva adatta per ottenere una panoramica qualitativa completa della vascolarizzazione epatica. L'UFUS facilita anche le misurazioni quantitative della microvascolarizzazione, con l'obiettivo di migliorare la nostra comprensione dei meccanismi delle malattie vascolari.

Imaging e quantificazione della vascolarizzazione epatica dei topi mediante ecografia Doppler ultraveloce

La perdita del riflesso di raddrizzamento ha servito a lungo come un surrogato comportamentale standard per incoscienza, chiamato anche l'ipnosi, in animali da laboratorio. Alterazioni nella sensibilità anestetico volatile causati da interventi farmacologici possono essere rilevati con un sistema di valutazione ad alta produttività attentamente controllato, che può essere adattato per la fornitura di qualsiasi terapeutico inalata.

Valutare Variazioni Volatile generale anestetico sensibilità dei topi dopo l&#39;intervento farmacologico locale o sistemica

Scopri il monitoraggio dei parametri emodinamici sistemici ed epatici nei topi. Questo metodo permette di acquisire pressione arteriosa, pressione venosa centrale e flusso portale con precisione.

Monitoraggio della sistemici e epatica parametri emodinamici nei topi

Esplora altri video