Name: Embolic occlusione dellarteria cerebrale media (MCAO) per lictus ischemico con omologhi coaguli di sangue nei ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Scopri la tecnica di occlusione embolica dell'arteria cerebrale media con coaguli omologhi nel ratto. Questo modello riproduce fedelmente l'ictus ischemico umano per studi preclinici sulle terapie trombolitiche.

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Questo lavoro è stato supportato dalle sovvenzioni del National Institutes of Health HL087990 (G.L.).

Dichiarazione Etica: Maschio adulto Sprague-Dawley (del peso di 330-380 g) sono stati utilizzati in questo protocollo. Questo protocollo è stato approvato dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale (IACUC) presso la LSU Health Science Center-Shreveport ed è in conformità con la &#39;Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio &quot;(ottava edizione, Accademia Nazionale delle Scienze 2011 ). 1 Preparazione di Modified tubo PE-50 <ol><li> Tenere un 30 centimetri lungo tubo PE-50 sopra un fuoco di gas da mani, gradualmente ammorbidire il tubo. Allungare delicatamente il tubo. </li><li> Selezionare un punto sul tubo allungato con un calibro digitale (Figura 1), segnarlo, e tagliare il modificato PE-50 tubo in un segmento lungo 25 centimetri con una lunga punta di 1 cm (diametro esterno: ,30-,34 mm). </li></ol> 2 Preparazione di omologhi coaguli di sangue <ol><li> Anestetizzare ratto con isoflurano (5% per l&#39;induzione, 2-3% per la manutenzione), nel 70% N 2 O e il 30% O &lt;sub&gt; 2 da una maschera viso prima della raccolta del sangue. Confermare l&#39;anestesia da un pizzico punta. </li><li> Eseguire incannulamento arterioso femorale di un topo donatore con metodo pubblicato 4 e trasferire il sangue dell&#39;arteria femorale direttamente in un 20 cm di lunghezza PE-50 tubo. Porre la provetta per 2 ore a temperatura ambiente per coagulo di sangue, e quindi mantenere la provetta per 22 ore a 4 ° C. Nota: Cannulazione viene eseguita utilizzando una tecnica asettica come descritto al punto 3.1. Il ratto donatore viene recuperato per ulteriori campionamenti. </li><li> Tagliare il tubo PE-50 in 50 segmenti mm e scovare il coagulo dal tubo in una piastra di Petri sterile contenente soluzione fisiologica. </li><li> Trasferire 50 mm di lunghezza coagulo in una lunghezza di 60 mm Tubo PE-10 e collegare ciascuna estremità del tubo in PE-10 ad un 20 cm PE-50 tubo collegato alla siringa da 1 ml contenente soluzione fisiologica con 23 ago G (figura 2) . </li><li> Spostare il coagulo dal movimento alternato continuo da una siringa all&#39;altra per 5 minuti, che può rimuovere le cellule del sangue dail coagulo e ridurre al minimo la fragile extravascolare coagulo coagulato, senza interrompere il nucleo fibrina. </li><li> Tagliare il coagulo in un segmento lungo 40 mm e trasferire il coagulo in un segmento modificato PE-50 catetere come descritto al punto 1.2 in condizioni asettiche. Nota: Tutti i tubi in PE è sterilizzato con ossido di etilene. </li></ol> 3. Embolic occlusione dell&#39;arteria cerebrale media (Figura 3A, B) <ol><li> Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici da autoclave (minimo 121 ° C, 15 PSI, per 15 min). Sterilizzare il tavolo operatorio e attrezzature chirurgiche associate con il 70% di etanolo. </li><li> Anestetizzare il ratto con isoflurano come descritto al punto 2.1. Verificare la profondità dell&#39;anestesia eseguendo un pizzico punta su entrambi i piedi posteriori, e qualsiasi movimento osservato (il ritiro della zampa) indica che l&#39;animale non è sufficientemente anestetizzato a fare un intervento chirurgico. Applicare una piccola quantità di vet unguento su entrambi gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Accorciare il pelo sul collo e la testa ventrale riregioni con tagliatori elettrici per esporre le zone della pelle. </li><li> Posizionare il ratto in posizione supina su una piastra elettrica. Inserire una sonda rettale, il controllo e mantenere la temperatura corporea tra i 36,5-37,5 ° C utilizzando una centralina coperta omeotermi. </li><li> Disinfettare la pelle e la pelliccia rasata circostante con il 10% povidone-iodio seguito da etanolo al 70%. </li><li> Fare un 2-cm-lunga incisione mediana sul collo sotto un microscopio da dissezione. Utilizzare divaricatori per esporre il campo operatorio e sezionare il diritto arteria carotide comune (CCA), carotide esterna (ECA), carotide interna (ICA), e pterigopalatino arteria (PPA) esente da nervi circostanti e fascia (Figura 3A). Nota: Prima di un intervento chirurgico, cambiare i guanti sterili se non assistente aiuta a preparare l&#39;animale. </li><li> Sezionare il CCA libera dai nervi circostanti (senza danneggiare il nervo vagale) e posizionare una sterile sutura 5-0 seta sotto l&#39;arteria. Legare un nodo scorsoio (# 1) e afferrare la sutura con un piccolo hemostat e tirare insegnato verso il corpo. </li><li> Sezionare la Corte dei conti e dei suoi due rami, l&#39;arteria occipitale (OA) e l&#39;arteria tiroidea superiore (STA). Coagulare due rami con un elettrobisturi veterinario. Mettere due pezzi di sterili 6-0 punti di sutura in seta sotto l&#39;ECA. </li><li> Separate le due sete posti sotto l&#39;arteria, un pezzo verso la testa (estremità distale) e l&#39;altro verso il corpo. Legare una legatura stretta (# 2) sul lato più vicino alla testa, afferrare la seta con piccole hemostats e tirare insegnato verso la testa. Preparare un nodo sciolto (# 3) con l&#39;altra seta da utilizzare in seguito. </li><li> Sezionare l&#39;ICA e PPA dai nervi circostanti (senza danneggiare il nervo vagale). Legare il PPA con un 6-0 sutura (# 4). Fare un nodo scorsoio con 6-0 sutura intorno alla ICA (# 5). In alternativa, ritagliare la ICA utilizzando una clip microvascolare. </li><li> Tagliare un piccolo foro (mezzo attraverso) nella ECA tra la stretta (2 #) e sciolti (# 3) le legature con stile Vannas forbici a molla. Inserire il modificato 50 PE-vascae contenente coagulo di sangue nella incisione e passare alla biforcazione del CCA. Stringere la legatura allentata (# 3) intorno il lume appena sufficienti per garantire preservare la mobilità del tubo in-abitazione. </li><li> Tagliare la Corte dei conti presso il sito del piccolo foro per liberare il moncone e posizionare il moncone sotto la biforcazione della Corte dei conti e ICA; questo permetterà il tubo modificato facilmente scivolare nella ICA. Aprire la ICA e far avanzare delicatamente il tubo dal lume della Corte dei conti nella ICA fino a che la punta del catetere raggiunge l&#39;origine del MCA (~ 17 millimetri dalla biforcazione). Nota: Prima di inserire la punta del tubo nel ECA, sterile la superficie esterna del tubo con il 70% di etanolo, e poi lavare con soluzione fisiologica sterile. </li><li> Iniettare il coagulo attraverso la modifica PE-50 catetere con 10 ml di soluzione salina oltre 10 secondi utilizzando una siringa Hamilton 100 microlitri (Figura 3B). </li><li> Ritirare il catetere dalla Corte dei conti 5 minuti più tardi. Legare la Corte dei conti e riaprire CCA. Suturare la incisione sul collo. </li></ol> 4 Monitoraggio Regionale Cerebral Blood Flow (rCBF) <ol><li> Prima di MCA occlusione, fare un lungo 1,2 centimetri incisione mediana nel cuoio capelluto per esporre l&#39;osso del cranio. Rimuovere i tessuti con l&#39;osso del cranio con un raschietto dentale e swap di cotone sterili. Nota: Prima di un intervento chirurgico, la zona del cuoio capelluto esposto e pellicce circostante vengono disinfettati con il 10% povidone-iodio seguito da etanolo al 70%. </li><li> Eseguire un foro di diametro 1,5 millimetri bava situata a 2 mm posteriormente e 5 mm lateralmente al bregma utilizzando una bava sferica in acciaio inox 0,7 millimetri (Figura 4). NOTA: Mantenere la dura intatta. </li><li> Posizionare la sonda 0,5 millimetri sopra la superficie dura. Monitorare il rCBF a 0 (baseline), 5, 15, 30, 60, 90 e 120 minuti dopo l&#39;embolizzazione e continuare in 5, 15, 30, 45, e 60 minuti dopo la somministrazione endovenosa di tPA. Dopo l&#39;ultima misura di rCBF, l&#39;incisione cuoio capelluto è chiusa da sutura. Nota: Prima di collo incisione misuriamo rCBF come linea di base prima MCA Occlusione. Messaggio MCA occlusione misuriamo rCBF dopo la chiusura di sutura al collo incisione. Così, l&#39;incisione collo è mantenuta sterile. </li></ol> Cura 5. post-operatorio <ol><li> Iniettare 2,5 ml di soluzione salina per via sottocutanea per prevenire la disidratazione e iniettare Buprenex (0,05 mg / kg, SC) subito dopo l&#39;intervento chirurgico e ogni 6-12 ore, se necessario per alleviare il dolore. </li><li> Smettere di anestesia isoflurano. Posizionare il ratto in un 37 ° C camera di recupero veterinario (tenere caldo animale) e continuare l&#39;osservazione. Di solito, occorrono 10 minuti per il ratto per recuperare da anestesia. Poi, mettere l&#39;animale in una gabbia sterilizzato, mettere un po &#39;di cibo bagnato in una capsula di Petri nella gabbia, e restituire la gabbia per camera di sterilizzazione degli animali. </li><li> 24 ore dopo l&#39;ictus, eutanasia il ratto con una dose eccessiva di sodio pentobarbital (100 mg / kg di peso corporeo, IP). </li></ol> 6 Deficit neurologico Score <ol><li> Eseguire il punteggio Bederson prima e durante 2 ore dopo l&#39;embolizzazione. Utilizzare una classificazione scale di 0-3 come descritto in precedenza 5: 0, alzando il topo dalla coda, l&#39;animale che si estende entrambe le zampe anteriori a terra e non presentano alcun altri deficit (movimento normale); 1, alzando il topo da coda, flettere la zampa anteriore controlaterale; 2, diminuita resistenza alla spinta laterale (arti anteriori e flessione), senza circuitazione; 3, lo stesso comportamento di grado 2 con circuitazione. NOTA: I ratti che mostrano Bederson punteggio = 0 (nessun deficit) a 2 ore dopo l&#39;embolizzazione sono esclusi da ulteriori studi. </li></ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
<li>Dinapoli, V. A., Rosen, C. L., Nagamine, T., Crocco, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+MCA+occlusion%3A+a+precise+embolic+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Selective MCA occlusion: a precise embolic stroke model.</a> J. Neurosci. Methods. 154 (1-2), 233-238 (2006).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
<li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Annexin+A2+combined+with+low-dose+tPA+improves+thrombolytic+therapy+in+a+rat+model+of+focal+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Annexin A2 combined with low-dose tPA improves thrombolytic therapy in a rat model of focal embolic stroke.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (6), 1137-1146 (2010).</li>
<li>Cheng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+inhibits+tissue+plasminogen+activator-induced+brain+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Activated protein C inhibits tissue plasminogen activator-induced brain hemorrhage.</a> Nat Med. 2 (11), 1278-1285 (2006).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

Non abbiamo potenziali interessi conflittuali da rivelare.

In questo studio, abbiamo dimostrato un metodo standard per l&#39;esecuzione di un modello di ictus embolico MCAO nel ratto, in cui l&#39;origine del MCA è occlusa da un coagulo di fibrina ricco. Il principale vantaggio di questo modello è: l&#39;occlusione del gambo di MCA con un ricco di fibrina coagulo di sangue è simile a tromboembolica ictus negli esseri umani, il modello di ictus embolico è adatto per l&#39;esecuzione di indagini precliniche di terapia fibrinolitica, e che questo modello può sviluppare un volume d...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

L&#39;ictus è la terza causa di morte negli Stati Uniti, ma le opzioni di trattamento per l&#39;ictus acuto rimane limitata. Allo stato attuale, l&#39;infusione endovenosa di ricombinante attivatore tissutale del plasminogeno (tPA) per dissolvere i coaguli di sangue è la terapia più efficace per ictus ischemico acuto. Tuttavia, l&#39;uso di tPA è limitata dalla sua stretta finestra terapeutica e da un aumento del rischio di emorragia intracerebrale. Pertanto, è urgente un modello di ictus adatto per la ricerca trombolitica. L&#39;arteria cerebrale media (MCA) è l&#39;arteria più spesso occluso in ictus negli esseri umani. Incentrato su questa arteria, sono stati stabiliti numerosi modelli animali di ictus ischemico. Allo stato attuale, sono state sviluppate due principali tipi di roditori focale modelli di ischemia da occlusione MCA: sutura modello MCAO e embolico MCAO modello. Sebbene i modelli MCAO tramite la tecnica di sutura intraluminale sono stati ampiamente utilizzati nella ricerca ictus meccanismo-driven, questi modelli di sutura non lo fannoictus umana imitare, come fino al 80% degli ictus umani sono causati da trombosi o embolia. Tuttavia, il modello ictus embolico con coaguli di sangue imita strettamente corsa umana ed è considerato adatto per lo studio trombolitica. Questo modello embolico è stato sviluppato nel ratto da Overgaard et al. 1 del 1992 e caratterizzata da Zhang et al. Nel 1997 2 e Dinapoli et al. Nel 2006 3. Nonostante embolico MCAO ha acquisito sempre maggiore attenzione, ci sono problemi tecnici affrontati da molti laboratori. In questo articolo, si dimostra un metodo standard per la produzione di embolico MCAO con omologhi coaguli di sangue nel ratto adulto, che possono sviluppare un infarto prevedibile all&#39;interno del territorio MCA. Le tecniche presentate in questo articolo dovrebbero aiutare gli investigatori a superare i problemi tecnici per la creazione di questo modello per la ricerca ictus.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chimico</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro</td><td>Chimico</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Anestesia vaporizzatore</td><td>Attrezzature</td><td>Soma Technology</td><td>Dräger Vapor 19.1&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Attrezzatura ricaricabile ad alta velocità micro trapano</td><td></td><td>Strumenti per le scienze</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Forbici curve</td><td>Attrezzature</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Pinze Dumont (Medico #7)</td><td>Attrezzature</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>11270-20</td></tr><tr><td>Pinze Dumont (Medico #5)Attrezzature</td><td></td> <td>Strumenti per le scienze fini</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Forbici</td> <td>a molla in stile VannasAttrezzature</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Camera di recupero veterinaria&nbsp;</td><td>Attrezzatura&nbsp;</td><td>Servizi Peco&nbsp;</td><td>V1200&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Genie plus pompa a siringa</td><td>Attrezzatura</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Matrice cerebrale di ratto</td><td>Attrezzatura</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Calibro digitale</td><td>Attrezzature</td><td>World Precision Instruments</td><td>501601</td></tr><tr><td>Microscopio da dissezione</td><td>Attrezzature</td><td>World Precision Instruments</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Attrezzatura per siringhe Hamilton</td><td></td><td></td><td>modello 710</td></tr> Unità <tr><td>di controllo per coperte omeotermiche</td><td>Attrezzatura</td><td>Harvard Clipper</td><td></td></tr><tr><td>elettrico</td><td></td><td>Attrezzatura Braintree Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Elettrobisturi veterinari</td><td>Attrezzatura</td><td>MACAN Azienda produttrice</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Misuratore di portata sanguigna</td><td>Attrezzatura</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Attrezzatura</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 7.2</td><td>software</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>siringa da 1 ml</td><td>Materiale di consumo</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>Ago da 309659</td></tr><tr><td>23 G</td><td>Consumabile</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr><td>Ago da 30 G</td><td>Consumabile</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>Tubo in PE-50</td><td>Consumabile</td><td>Bevton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>Tubo in PE-10</td><td>Consumabile</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427400</td></tr><tr><td>6-0 Sutura in seta</td><td>Consumabile</td><td>Apparecchio Harvard</td><td>723287</td></tr><tr><td>sutura di seta 5-0</td><td>Consumabile</td><td>Apparecchio Harvard 517607</td><td></td></tr></tbody></table>

embolic occlusione dell&#39;arteria cerebrale media (mcao) per l&#39;ictus ischemico con omologhi coaguli di sangue nei ratti

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Clinicamente, la terapia trombolitica con uso di ricombinante attivatore tissutale del plasminogeno (tPA) rimane il trattamento più efficace per ictus ischemico acuto. Tuttavia, l&#39;uso di tPA è limitata dalla sua stretta finestra terapeutica e da un aumento del rischio di trasformazione emorragica. Vi è un urgente bisogno di sviluppare modelli di ictus adatti per lo studio di nuovi agenti trombolitici e strategie per il trattamento di ictus ischemico. Allo stato attuale, due tipi principali di modelli di ictus ischemico sono stati sviluppati in ratti e topi: intraluminale sutura MCAO e embolico MCAO. Sebbene i modelli MCAO tramite la tecnica di sutura intraluminale sono stati ampiamente utilizzati nella ricerca ictus meccanismo-driven, questi modelli di sutura non imitano la situazione clinica e non sono adatti per gli studi trombolitici. Tra questi modelli, il modello MCAO embolico imita strettamente ictus ischemico umano ed è adatto per l&#39;indagine preclinica della terapia trombolitica. Questo modello embolico è stato sviluppato nei ratti da Overgaard et al. 1 del 1992 e caratterizzata da Zhang et al. nel 1997 2. Nonostante embolico MCAO ha acquisito sempre maggiore attenzione, ci sono problemi tecnici affrontati da molti laboratori. Per soddisfare le crescenti esigenze di ricerca trombolitica, vi presentiamo un modello altamente riproducibile di embolica MCAO nel ratto, che può sviluppare un volume di infarto prevedibile all&#39;interno del territorio MCA. In breve, una modifica PE-50 tubo è leggermente avanzata dalla carotide esterna (ECA) nel lume della carotide interna (ICA) finché la punta del catetere raggiunge l&#39;origine del MCA. Tramite il catetere, un singolo omologa coagulo di sangue è posto all&#39;origine della MCA. Per identificare il successo di MCA occlusione, flusso ematico cerebrale regionale è stata monitorata, deficit neurologici e volumi di infarto sono stati misurati. Le tecniche presentate in questo documento dovrebbero aiutare gli investigatori a superare i problemi tecnici per la creazione di questo modello per la ricerca ictus. &lt;/ P&gt;

Laser Doppler (LDF) è stato utilizzato per monitorare rCBF durante l'induzione di ischemia cerebrale 6,7. Molti laboratori tra cui il nostro laboratorio hanno utilizzato rCBF per identificare gli animali con successo occlusione MCA, ma le soglie di riferimento variavano tra i laboratori che sono collegati al sito di misurazione. La sonda della LDF è posizionato alle 2 mm posteriormente a 5 mm lateralmente al bregma, come descritto in precedenza 6. rCBF stata monitorata a 0, 5, 15, 30, 60, 90 e 120 ...

In questo articolo, dimostriamo un metodo standard per produrre un'occlusione embolica dell'arteria cerebrale media con coaguli di sangue omologhi (ricchi di fibrina) in un ratto adulto. Questo modello imita da vicino l'ictus ischemico umano ed è adatto per lo studio preclinico della terapia trombolitica per l'ictus ischemico.

Embolic occlusione dell&#39;arteria cerebrale media (MCAO) per l&#39;ictus ischemico con omologhi coaguli di sangue nei ratti

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di sviluppare un modello di ictus embolico nel ratto. Ciò si ottiene legando prima l'arteria carotide comune con un nodo scorsoio e l'arteria carotide esterna il più stretta possibile. Quindi posizionare una sutura sciolta attorno all'ECA sopra la biforcazione.Il secondo passo consiste nell'isolare l'arteria tego palatina e l'arteria carotide interna e legarle temporaneamente con nodi scivolanti. Quindi praticare un piccolo foro nell'ECA tra le legature strette e quelle allentate. Successivamente, la provetta P 50 modificata contenente un coagulo di sangue viene introdotta nell'ECA.Quindi il catetere viene invertito nell'ICA e il tubo viene fatto avanzare delicatamente fino a quando la punta del catetere raggiunge l'origine dell'MCA. Il passaggio finale consiste nell'iniettare il coagulo di sangue attraverso il catetere insieme alla soluzione fisiologica, quindi ritirare il catetere dall'ECA cinque minuti dopo. Alla fine, 24 ore dopo l'ictus, la colorazione TTC viene utilizzata per mostrare le aree dell'infarto nelle fette di cervello.Il vantaggio principale di questa tecnica, il nostro modello di ictus esistente, come il modello MC, è che questo modello di ictus embolico imita da vicino l'ictus umano e l'uso, adatto per lo studio preliminare della terapia SLI per l'ictus ischemico, dimostrando che la procedura sarà il fallimento della porta del Dr.A dal mio laboratorio. Il Dr.Gene ha più di 10 anni di esperienza nell'esecuzione di modelli di circuiti rossi. La dimostrazione visiva di questo metodo è passaggi critici è la difficoltà di denominazione.Per preparare il tubo PE 50, ammorbidire e stendere gradualmente un tubo PE 50 lungo 30 centimetri sopra un fuoco a gas. Selezionare un punto sul tubo di allungamento utilizzando un calibro digitale. Quindi tagliarlo in un segmento lungo 25 centimetri con una punta lunga un centimetro e un diametro esterno compreso tra 0,30 e 0,34 millimetri.Successivamente, raccogliere il sangue dell'arteria femorale da un ratto anestetizzato con un tubo PE 50 lungo 20 centimetri. Posizionare la provetta a temperatura ambiente per due ore in modo che il sangue si coaguli. Quindi conservare il tubo per 22 ore a quattro gradi Celsius.Tagliare la provetta in PE 50 in segmenti di 50 millimetri ed eliminare il coagulo dalla provetta in una capsula di Petri sterile contenente soluzione fisiologica. Trasferire il coagulo lungo 50 millimetri in una provetta in PE 10 lunga 60 millimetri. Quindi collegare ciascuna estremità del tubo PE 10 a un tubo PE 50 lungo 20 centimetri, che è collegato a una siringa da un millilitro contenente soluzione fisiologica normale con un ago calibro 23 per rimuovere le cellule del sangue senza interrompere il nucleo di fibrina, spostare il coagulo da una siringa all'altra e viceversa continuamente per cinque minuti dopo, tagliare il coagulo in un segmento lungo 40 millimetri e trasferire il segmento del coagulo in un catetere PE 50 modificato.In questa procedura, sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici in autoclave e sanificare il tavolo operatorio e le apparecchiature chirurgiche associate con etanolo al 70%. Successivamente, anestetizzare il ratto con isofluoro e garantire la profondità dell'anestesia eseguendo un pizzicamento delle dita dei piedi posteriori. Applicare una piccola quantità di unguento sugli occhi per prevenire la secchezza.Quindi posiziona il ratto in posizione supina su un termoforo. Successivamente, radere il pelo sulla regione ventrale del collo con il tagliacapelli elettrico, disinfettare la pelle e il pelo circostante con etanolo al 70%. Inserire una sonda rettale e mantenere la temperatura corporea a circa 37 gradi Celsius utilizzando un'unità di controllo a coperta omeotemica.Quindi, sotto un microscopio da dissezione, praticare un'incisione della linea mediana lunga due centimetri sul collo. Utilizzare i divaricatori per esporre il campo chirurgico. Sezionare il CCA liberandolo dai nervi circostanti senza danneggiare il nervo vagale e posizionare una sutura di seta sterile a cinque zero sotto l'arteria.Fai un nodo scorsoio e tira la sutura verso il corpo. Successivamente, sezionare l'ECA e i suoi due rami, l'OA e l'STA, coagulare i due rami utilizzando un'unità elettrochirurgica veterinaria, quindi posizionare due pezzi di sutura di seta sterile a sei zero sotto l'ECA, separare le due suture di seta posizionate sotto l'arteria, un pezzo verso la testa e l'altro verso il corpo. Legare una legatura stretta sul lato più vicino alla testa.Afferrare la sutura di seta con piccoli emostatici e tirare verso la testa. Preparare un nodo sciolto con l'altra sutura di seta per un uso successivo. Ora seziona l'ICA e il PPA dai nervi circostanti senza danneggiare il nervo vagale.Lega il PPA con una sutura a sei zeri. Quindi fare un nodo scorsoio attorno all'ICA o agganciare l'ICA usando una clip microvascolare. Quindi, fai un piccolo foro nell'ECA tra le legature strette e quelle allentate con le forbici a molla alla veneziana.Inserire il tubo PE 50 modificato contenente il coagulo di sangue nell'incisione e avanzare fino alla biforcazione del CCA. Stringere la legatura sciolta attorno al lume quanto basta per preservare saldamente la mobilità del tubo a permanenza. Quindi tagliare l'ECA nel sito del piccolo foro per liberare il moncone.Posizionare il moncone al di sotto della biforcazione dell'ECA e dell'ICA. Ciò consentirà al tubo modificato di scivolare facilmente nell'ICA. Aprire l'ICA e far avanzare delicatamente il tubo dal lume dell'ECA all'ICA fino a quando la punta del catetere raggiunge l'origine dell'MCA.Ora iniettare il coagulo attraverso il catetere P 50 modificato insieme a 10 microlitri di soluzione fisiologica in 10 secondi utilizzando una siringa Hamilton da 100 microlitri. Cinque minuti dopo, estrarre il catetere dall'ECA, legare l'ECA e riaprire l'ECA in seguito, suturare l'incisione sul collo. In questa procedura, praticare un'incisione della linea mediana lunga 1,2 centimetri nel cuoio capelluto di un ratto anestetizzato per esporre l'osso del cranio.La prossima perforazione, un foro per fresa di 1,5 millimetri di diametro situato a due millimetri posteriormente e cinque millimetri lateralmente al bgma utilizzando una fresa sferica in acciaio inossidabile da 0,7 millimetri. Posizionare la sonda a 0,5 millimetri sopra la superficie della dura dura. Misurare l'RCBF utilizzando un flussometro sanguigno a 0, 5, 15, 30, 60, 90 e 120 minuti dopo l'embolizzazione a due ore dall'embolizzazione.Trattare il ratto con TPA e monitorare continuamente il flusso sanguigno a 5, 15, 30, 45 e 60 minuti dopo il trattamento con TPA dopo l'intervento chirurgico, iniettare 2,5 millilitri di soluzione salina nell'animale per via sottocutanea per prevenire la disidratazione e iniettare Bren a 0,05 milligrammi per chilogrammo per via sottocutanea immediatamente dopo l'intervento chirurgico e ogni sei-12 ore secondo necessità per alleviare il dolore. Fermare l'anestesia al fluoro. Metti il ratto in una camera di recupero veterinaria a 37 gradi Celsius e continua a monitorarla.Dopo circa 10 minuti, metti l'animale in una gabbia sterilizzata con del cibo umido in una capsula di Petri prima di rimettere la gabbia nella stanza di sterilizzazione degli animali. Due ore dopo l'embolizzazione, il punteggio neurologico viene valutato utilizzando il punteggio BESON. I ratti che non mostrano deficit sono esclusi da ulteriori studi.Questa figura mostra la misurazione RCBF utilizzando un flussometro laser doppler. L'iniezione del coagulo ha portato a una riduzione di oltre il 70% dell'RCBF del valore basale. Trattamento TPA a due ore dopo il coagulo per 30 minuti ripristinato.RCBF vicino alla linea di base. Qui le immagini rappresentative che mostrano i coaguli di sangue all'origine dell'MCA e un CA 24 ore dopo l'ictus. E queste sono le immagini rappresentative delle fette di cervello colorate con TTC.24 ore dopo l'ictus Una volta padroneggiata Questa tecnica dovrebbe essere eseguita in 30 minuti.

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