Name: Trasferimento efficiente Gene in Chick retine per cellulari primarie Cultura Studies: An Ex-ovo Elettroporazione Approach (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
Description: Scopri l'elettroporazione ex ovo per il trasferimento genico ad alta efficienza nelle cellule retiniche primarie di pollo. Questo metodo ottimizzato migliora la transfezione per studi sulla biologia dei fotorecettori.

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Vorremmo ringraziare David O'Brien per il suo supporto nell'analisi dei dati, e tutti i membri del laboratorio Canto-Soler per le loro discussioni critiche. Questo lavoro è stato supportato dalle sovvenzioni NIH EY004859 and EY022631 (MVCS), dal Core Grant EY1765 e da una sovvenzione dipartimentale illimitata di Research to Prevent Blindness, Inc.

Tutte le procedure descritte in questo lavoro sono stati eseguiti secondo le linee guida raccomandate dalla cura degli animali e del Comitato uso presso la Johns Hopkins University. 1. Ahead of Time: preparazione di strumenti, reagenti e piatti <ol><li> Preparazione di uova: incubare fecondate uova di gallina bianca Livorno a 37,5 ° C e 60% di umidità relativa per 5 giorni in una incubatrice uovo. NOTA: Un incubatore con capacità di oscillazione può essere utile per la standardizzazione e la sincronizzazione di sviluppo embrionale, ma a dondolo non è strettamente necessario per l&#39;esito di questo protocollo. </li><li> Plasmidi Preparazione: <ol><li> Disegno plasmide per costruire sovraespressione o downregulation gene (ad esempio tramite l&#39;uso della tecnologia RNAi 1,34) come necessario. Includere un gene reporter (come EGFP, RFP o LacZ) nel costrutto, quando possibile. NOTA: Alcuni promotori di uso comune come CMV, possono diventare a tacere dopo il tempo. Il promot CAGer (pollo beta-actina promotore con CMV enhancer) è una buona alternativa, fornendo espressione efficiente a lungo termine del gene di interesse 35-37. </li><li> Preparare una soluzione plasmide ad una concentrazione di 1,5 mg / mL in PBS sterile. OPTIONAL: Preparare la soluzione plasmide prima del tempo e conservarlo congelato fino al momento dell&#39;uso. NOTA: maggiore concentrazione plasmide non comportino un aumento significativo dell&#39;efficienza, mentre l&#39;uso di concentrazioni plasmide più basse riducono l&#39;efficienza di trasfezione 1. </li></ol></li><li> Elettrodi: <ol><li> Per l&#39;uso anodo un oro spessa punta elettrodo (vedi Tabella di materiali specifici / Equipment). Pulire con il 70% di etanolo. NOTA: Isolamento dell&#39;oro punta dell&#39;elettrodo, lasciando circa 0,5 mm a vista, è consigliabile per ridurre la dispersione della corrente elettrica. Informazioni per materiale isolante può essere trovato nella tabella di materiali specifici. </li><li> Fare un catodo di 2,5 mm quadrati bbue filamento, largo 4,5 mm (normalmente utilizzato in estrattori micropipetta). Con l&#39;aiuto di una pinza, svitare la scatola quadrata e raddrizzare filamento in una lunga striscia. Poi, al microscopio dissezione e utilizzando un righello come guida, piegare il filamento in una forma quadrata &#39;U&#39; lunga 3 mm alla base e 2 mm su un lato, con l&#39;altro lato della lunghezza rimanente del filamento (Figura 1 , C - D). Utilizzando pinze, immergere l&#39;elettrodo nel 96% di etanolo e fiamme al sterilizzare. Quindi collegare un cavo elettrico con un piccolo coccodrillo per il braccio più lungo dell&#39;elettrodo. </li></ol></li><li> Elettroporazione Camera Setup: <ol><li> Preparare la camera di elettroporazione tagliando il coperchio di una provetta sterile da 1,5 ml e apposizione, lato piatto verso il basso, ad una piastra di Petri 100 mm usando nastro (Figura 1E). NOTA: altro contenitore in forma di un pozzo di dimensioni simili funzionerebbe; tuttavia, un coperchio provetta è facilmente accessibile e autoclavabile. Il pozzodeve essere sufficiente per ospitare un elettrodo pulcino occhio e catodo grande, ma non così grande da risultare in una perdita di soluzione plasmide. </li></ol></li></ol> 2. Ex ovo Elettroporazione Procedura <ol><li> Preparazione degli strumenti: <ol><li> Sterilizzare gli strumenti di micro-dissezione (2 coppie di grandi pinze Moloney curve per aprire i gusci d&#39;uovo e scavando embrioni, 2 paia di fine-tip curvo pinzette Dumont per la rimozione di RPE, un paio di Bonn dentato forcipe per obiettivo la rimozione e vitreo) per immersione il punte in 96% di etanolo e fiammeggiante. Ambito dissezione Pulire con panni immersi nel 70% di etanolo. Scaldare una bottiglia di soluzione salina bilanciata sterile calcio-magnesio-libero di Hank (CMF-HBSS) in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. Riempire 100 mm sterili piastre Petri a 3/4 con caldo CMF-HBSS. </li><li> Mettere camera di elettroporazione con un altro microscopio dissezione pulito e riempire con 120 ml di soluzione di plasmide. Collegare gli elettrodi agli apparecchi elettroporazione, rendendoAssicurarsi elettrodo misura è collegato al polo negativo e oro punta dell&#39;elettrodo al polo positivo. </li></ol></li><li> Embrione Collezione: <ol><li> Pulire le uova strofinando conchiglie con salviette bagnate nel 70% di etanolo. Mantenere la procedura sterile per tutto il resto del protocollo per evitare di portare la contaminazione nelle culture. Utilizzando grandi pinze Moloney curve aprire con attenzione un buco nel guscio d&#39;uovo picchiettando delicatamente sulla punta arrotondata di un uovo (sopra la camera d&#39;aria) e poi presa e tirando fuori pezzi di conchiglia. </li><li> Con un altro paio di pinze rimuovere membrane e raccogliere embrione da scavare fuori l&#39;uovo (facendo attenzione a non danneggiare l&#39;embrione). Mettere in un piatto con CMF-HBSS. NOTA: raccogliere il maggior numero di embrioni necessari per ottenere il numero desiderato di tazze retina per elettroporazione come specificato in 2.4.4 </li><li> PUNTO CRITICO: stage gli embrioni secondo Hamburger e Hamilton 38. NOTA: Per ottenere gli embrioni ottimali di efficienzadeve essere di fase 27 (Figura 2A). </li><li> Eutanasia gli embrioni di decapitazione con pinze Moloney. </li></ol></li><li> Ottenere Coppe retina: <ol><li> Usando sottili pinzette Dumont, enucleare con attenzione gli occhi e trasferimento in un nuovo piatto CMF-HBSS. </li><li> Partendo dalla parte posteriore di ciascun occhio, in prossimità della testa del nervo ottico, e utilizzando due pinzette Dumont fine, introdurre una punta di ciascuna coppia di pinzette tra la retina neurale e RPE e accuratamente sezionare la RPE essendo cauto per non danneggiare neurale retina (Figura 2B). NOTA: La mancanza di Ca 2+ e Mg 2+ nella soluzione aiuterà il RPE stacca dalla retina neurale più facilmente. </li></ol></li><li> Elettroporazione: <ol><li> Impostare i parametri di elettroporatore per fornire impulsi di 5 quadrati di 15 volt, 50 msec, durata e intervallo 950 msec. Luogo &#39;U&#39; a forma di elettrodo negativo all&#39;interno della camera di elettroporazione (microcentrifuga coperchio di riempimentoED con 120 ml di soluzione contenente plasmide). </li><li> Usando pinzette Dumont curvi trasferire una tazza retinica alla camera di elettroporazione (scavando, non pressatura), e posizionarlo all&#39;interno dell&#39;elettrodo sagomato &#39;U&#39;, con la parte posteriore della retina verso il fondo dell&#39;elettrodo e la lente rivolta verso l&#39;alto ( Figura 2D). </li><li> Posizionare l&#39;anodo in modo che tocchi la parte anteriore dell&#39;occhio, accanto alla lente, e utilizzando pedale del electroporator fornire gli impulsi elettrici. </li><li> Trasferire tazza retina elettroporate in un piatto Petri con CMF-HBSS e ripetere la procedura di elettroporazione con ciascuno dei restanti tazze retiniche. NOTA: Fino a 6 tazze retina può essere elettroporate con la stessa soluzione plasmide senza una significativa diminuzione efficienza di trasfezione. </li><li> Rimuovere la lente e corpo vitreo di ogni coppa retinica elettroporate da loro presa con Bonn pinza dentata e tirando dolcemente attraverso tegli pupilla apertura tenendo l&#39;occhio in posizione con la parte posteriore delle pinzette Dumont curve. </li><li> Procedere alla dissociazione e la cultura delle cellule della retina elettroporate seguenti procedure standard. NOTA: per un protocollo dettagliato sulla dissociazione e la cultura di cellule retiniche pulcino si riferiscono a Vergara e Canto-Soler 2012, sui file 4 21 In questo protocollo le cellule vengono seminate a bassa densità su 6 pozzetti poliornitina rivestite o 35. piatti -mm (6 x 10 5 cellule / 35 mm di diametro e o piatto). Il mezzo utilizzato è medium 199 con penicillina / glutammina, siero di vitello fetale al 10% (FCS), e acido linoleico-BSA a 100 ug / ml. Le colture vengono mantenute in un umidificata 37 ° C incubatore con 5% di CO 2. Con questa procedura, 5 - 6 x 10 6 cellule in genere può essere ottenuto per ogni fase 27 occhio elettroporate. NOTA: Idealmente, non più di 3 ore dovrebbe passare tra il prelievo e la placcatura delle cellule, per assicurare una buona sopravvivenza cellularee ridurre al minimo lo stress. Una tipica temporizzazione per l&#39;osservazione e l&#39;ulteriore analisi è dopo 4 giorni di coltura, poiché a questo punto le cellule hanno raggiunto una buona differenziazione morfologica e molecolare e la sopravvivenza è ancora alto. </li></ol></li></ol>

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<li>Xu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CMV-beta-actin+promoter+directs+higher+expression+from+an+adeno-associated+viral+vector+in+the+liver+than+the+cytomegalovirus+or+elongation+factor+1+alpha+promoter+and+results+in+therapeutic+levels+of+human+factor+X+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">CMV-beta-actin promoter directs higher expression from an adeno-associated viral vector in the liver than the cytomegalovirus or elongation factor 1 alpha promoter and results in therapeutic levels of human factor X in mice.</a> Hum Gene Ther. 12 (5), 563-573 (2001).</li>
<li>You, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hybrid+promoter-containing+vector+for+direct+cloning+and+enhanced+expression+of+PCR-amplified+ORFs+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Rep%22%5BJournal%5D)">A hybrid promoter-containing vector for direct cloning and enhanced expression of PCR-amplified ORFs in mammalian cells.</a> Mol Biol Rep. 37 (6), 2757-2765 (2009).</li>
<li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> Dev Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti o altri conflitti di interesse.

La fase più critica per il successo di questo protocollo è la selezione della fase appropriata degli embrioni. In pubblicazioni precedenti, una serie di stadi embrionali è dato per queste colture, tipicamente definito dai giorni di incubazione o embrionali giorni (ED); così è di solito presume che l&#39;utilizzo ED 5 a ED 6 embrioni produrrà risultati equivalenti. Tuttavia abbiamo trovato che sulla fase 27 (ED 5), l&#39;efficienza di trasfezione sarà circa il 22% della popolazione cellulare totale, come indicato in prec...

Colture di cellule dissociate da retine pulcino embrionali sono stati ampiamente utilizzati per studiare vari aspetti della biologia cellulare dei fotorecettori, tra cui la loro sopravvivenza 2-9, differenziazione 10-12, crescita dei neuriti 13, e altro ancora. I vantaggi di questo sistema, sviluppato nel 1980 da Ruben Adler e collaboratori e perfezionati dai suoi e altri gruppi 14-20, risiedono nelle caratteristiche intrinseche del pulcino come un modello animale 21. Le grandi dimensioni dell&#39;occhio pulcino, anche a stadi embrionali, fornisce una grande quantità di materiali per le culture. Inoltre, quando le culture vengono eseguite utilizzando giorno embrionale (ED) 5 - 6 retine, 55-80% dei loro cellule progenitrici differenziarsi come fotorecettori 14,15,18,22,23, e dal momento che circa il 86% dei fotorecettori in questo animale sono coni 24, queste culture sono particolarmente adatti per studi che mettono in questo tipo cellulare. Abbiamo recentemente sviped e caratterizzato una semplice tecnica che consente ad alta efficienza plasmide trasfezione delle cellule in queste culture, ampliando così l&#39;utilità di questo sistema facilitando studi missexpression genetica 1. Lo sviluppo di questa tecnica derivava da un vuoto nella letteratura scientifica di metodi che fornisca un livello accettabile di trasfezione per consentire lo studio della funzione genica in maniera autonoma cella. Ciò è in parte perché colture neuronali primarie sono notoriamente difficili da trasfettare 25,26. Alcune delle tecniche più utilizzate in precedenza disponibili per questo scopo inclusi metodi di transfezione chimici quali lipofezione o calcio trasfezione fosfato-mediata, che determinano efficienze dell&#39;ordine del 3-5% e possono esercitare una notevole tossicità 27-32. Anche se l&#39;uso di plasmidi con un sistema reporter enzimatico può aggirare il problema della scarsa efficienza di trasfezione amplificando il segnale, non lo fannodiscriminare effetti specifici delle cellule, ed i loro risultati sono basati su una piccola popolazione di cellule che potrebbe non essere rappresentativo dell&#39;intero. Un altro metodo ampiamente usato al pulcino, infezione da virus RCA, è applicabile solo alle cellule proliferanti e quindi non adatto a questo sistema di coltura retinico primario 33. Nel protocollo corrente occhi pulcino embrionale sono enucleati nella fase 27 (ED 5), l&#39;epitelio pigmentato retinico (RPE) viene rimosso, e la coppa retinica è posto in una camera di elettroporazione riempita con una soluzione plasmide contenente e elettroporate con misura elettrodi, seguita da dissociazione della retina e della cultura utilizzando tecniche standard 21. Dopo ottimizzare questa procedura siamo stati in grado di ottenere sempre efficienza di trasfezione dell&#39;ordine del 22% del numero totale di cellule in coltura e 25% nella popolazione fotorecettore sola, senza compromettere le caratteristiche di sopravvivenza e la differenziazione delleculture 1. Qui forniamo un protocollo dettagliata che illustra tutte le fasi importanti di questa procedura al fine di assicurare il successo e la riproducibilità di questa tecnica.

<table><tbody><tr><td>ECM 830 Electro Square Porator</td><td>BTX / Harvard Apparatus</td><td>45-0052</td><td></td></tr><tr><td>Genetrode, a forma di L, 5 mm Punta d'oro</td><td>BTX / Harvard Apparatus</td><td>45-0115 modello 512</td><td>Elettrodo con punta in oro utilizzato come anodo</td></tr><tr><td>Tubo in poliimmide</td><td>Vention Medical</td><td>su misura</td><td>Diametro interno: 0,5 mm / spessore della parete: 0,15 - 0,2 mm. Utilizzato per isolare l'elettrodo</td></tr> <tr><td>con punta d'oroFilamento quadrato da 2,5 mm, larghezza 4,5 mm</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>FB245B</td><td>Utilizzato per realizzare l'elettrodo catodico</td></tr><tr><td>HBSS, senza calcio, senza magnesio, senza fenolo</td><td>rosso Gibco - Life Technologies</td><td>14175-095</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Moloney</td><td>Roboz</td><td>RS-8254</td><td>seghettata; leggera curva; Pinzetta Dumont da 4,5" di lunghezza</td></tr><tr><td>5/45</td><td>Roboz</td><td>RS-5058</td><td>Modello #5, angolo di 45 gradi; .10 x .06 mm di dimensione della punta; 109 mm di lunghezza</td></tr><tr><td>Micropinze Bonn, 1x2 denti</td><td>Roboz</td><td>RS-5172</td><td>Piattaforma di legatura; 1x2 denti, 0,12 mm di lunghezza; 3,75" di lunghezza; 0,3 mm di larghezza della punta</td></tr></tbody></table>

trasferimento efficiente gene in chick retine per cellulari primarie cultura studies: an ex-ovo elettroporazione approach

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

Le culture dei fotorecettori arricchito cono derivati ​​da retine pulcino embrionali sono diventati uno strumento indispensabile per i ricercatori di tutto il mondo che studiano la biologia dei neuroni della retina, in particolare fotorecettori. Le applicazioni di questo sistema vanno oltre la ricerca di base, in quanto possono essere facilmente adattate alle alte tecnologie throughput per lo sviluppo di farmaci. Tuttavia, la manipolazione genetica dei fotorecettori retinici in queste culture ha dimostrato di essere molto impegnativo, che costituiscono una limitazione importante per l&#39;utilità del sistema. Abbiamo recentemente sviluppato e validato un ex ovo tecnica plasmide elettroporazione che aumenta il tasso di trasfezione di cellule retiniche in queste culture per cinque volte rispetto ad altri protocolli attualmente disponibili 1. In questo metodo occhi pulcino embrionale sono enucleati nella fase 27, l&#39;RPE viene rimosso, e la coppa retinica viene posto in una soluzione contenente plasmide e elettroporate utilizzando CUSTOM- facilmente costruitoelettrodi in. Le retine sono poi dissociate e coltivate utilizzando le procedure standard. Questa tecnica può essere applicata a studi overespressione nonché alla downregulation dell&#39;espressione genica, per esempio attraverso l&#39;uso della tecnologia RNAi plasmide-driven, comunemente ottenendo l&#39;espressione del transgene nel 25% della popolazione fotorecettori. Il formato video di questa pubblicazione rendere questa tecnologia facilmente accessibile ai ricercatori del settore, che consente lo studio della funzione dei geni in colture primarie della retina. Abbiamo incluso anche spiegazioni dettagliate sulle fasi critiche di questa procedura per un esito positivo e la riproducibilità.

Qui vi presentiamo un semplice protocollo per plasmide trasfezione in enucleate pulcino tazze retina per la successiva coltura cellulare dissociata. Trasfezione si ottiene elettroporazione utilizzando facile fare elettrodi personalizzati (Figure 1 - 2). I parametri descritti in questo protocollo sono stati ottimizzati per ottenere efficienze di trasfezione che variano tra il 20 e il 27% (con una media del 22%) (Figura 3D). Si noti che, per le ragioni sopra esposte, questi risultati sono...

Pulcino colture di cellule della retina embrionali costituiscono validi strumenti per lo studio della biologia dei fotorecettori. Abbiamo sviluppato una tecnica di trasferimento genico efficace sulla base di ex ovo plasmide elettroporazione delle retine precedenti alla cultura. Questa tecnica aumenta considerevolmente l&#39;efficienza di transfezione su protocolli attualmente disponibili, rendendo la manipolazione genetica fattibile per questo sistema.

Trasferimento efficiente Gene in Chick retine per cellulari primarie Cultura Studies: An Ex-ovo Elettroporazione Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di ottenere un'elevata efficienza di trasfezione plasmidico delle cellule retiniche per consentire studi genetici funzionali in colture retiniche primarie. Ciò si ottiene raccogliendo prima gli embrioni di pollo allo stadio 27 del sistema hamburger e Hamilton. Una messa in scena appropriata è fondamentale per ottenere un'efficienza ottimale.Il secondo passo consiste nel sezionare gli occhi embrionali e rimuovere l'epitelio pigmentato retinico che espone la retina neurale. Successivamente, la coppa retinica viene posta in una camera riempita con soluzione plasmidica. Viene quindi sottoposto a elettroporazione in condizioni ottimizzate utilizzando elettrodi su misura di facile costruzione.Le fasi finali consistono nella rimozione del corpo vitreo e del cristallino e nella dissociazione della retina neurale in singole cellule per la coltura primaria a bassa densità. In definitiva, le cellule trasfettate possono essere visualizzate mediante l'espressione di geni reporter o immunoistochimica e l'efficace manipolazione genetica può essere valutata valutando l'espressione di geni a valle e/o cambiamenti cellulari fenotipici. Il vantaggio p

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Developmental Biology

Biologia dello sviluppo

Qui vi presentiamo due tecniche per la manipolazione dell'espressione genica nel topo cellule gangliari della retina (RGCs)...

In elettroporazione in vivo ed ex utero per l&#39;espressione genica in cellule gangliari della retina del mouse

Utilizzando punta fine micropipette iniettiamo DNA plasmidico in sottodomini di somiti pollo o tubi neurali. La concentrazione del plasmide è regolata per generare solo cellule transfettate. Abbiamo poi permettere alle cellule di trasformarsi in popolazioni clonale.

Cella Transfection singola in embrioni di pollo

Un metodo per l'incorporazione di DNA plasmidico in cellule murine della retina allo scopo di effettuare sia guadagno o la perdita di studi di...

In elettroporazione in vivo di Retina topo in via di sviluppo

L'obiettivo generale di questo video è quello di mostrare come eseguire l'iniezione mirata della retina...

In elettroporazione Ovo in Retina Chick Embryonic

Per valutare la funzione e la regolazione dei geni durante lo sviluppo dei neuroni dopaminergici mesencefalo, si descrive un metodo che...

In elettroporazione ovo nel mesencefalo Chick per lo Studio la funzione dei geni nello sviluppo dopaminergici Neuron

Un metodo di trasferimento genico in embrioni di pollo in fasi successive di incubazione (più di Hamburger e Hamilton stadio (HH) 22) è descritto. Questo metodo supera...

Il trasferimento genico in embrioni di pollo da anziani<em&gt; Ex ovo</em&gt; Elettroporazione

Questo protocollo descrive un metodo per analizzare, sperimentalmente manipolare e cultura interi espianti di retina di embrioni di pollo. Le culture espianto sono utili quando alto tasso di successo, l'efficacia e riproducibilità sono necessari per testare gli effetti di plasmidi per elettroporazione e / o di sostanze reagenti, vale a dire, gli inibitori enzimatici.

Espianti di retina intero da pollo embrioni per trattamenti di elettroporazione e Agenti chimici

Descriviamo i metodi per l'etichettatura fluorescente di tangenzialmente migrazione cellule mediante elettroporazione e per l'imaging di time-lapse del movimento cellulare con etichetta in una cultura di piatto-Monte al fine di visualizzare la migrazione delle cellule comportamento nel tectum ottica di pulcino in via di sviluppo .

Visualizzazione della migrazione cellulare tangenziale nel Tectum ottica di pulcino in via di sviluppo

Abbiamo sviluppato un nuovo approccio di perdita di funzione che prevede l'introduzione e l'integrazione genomica di sequenze di micro-RNA artificiali in embrioni di pulcino utilizzando l'elettroporazione in ovo e il sistema di trasposoni Tol2. Questa tecnica fornisce una metodologia di knockdown genico robusta e stabile per gli studi sulla funzione genica durante lo sviluppo.

Approccio alla perdita di funzione nella retina embrionale del pulcino utilizzando l'espressione transgenica mediata dal trasposone Tol2 di microRNA artificiali

Il pulcino è un organismo modello economico, accessibile e ampiamente disponibile per una varietà di studi. Qui, una serie di protocolli è dettagliata per comprendere i meccanismi molecolari alla base dello sviluppo e della rigenerazione dell'orecchio interno aviario.

Metodi Ovo ed Ex Ovo per studiare lo sviluppo dell'orecchio interno aviario

Scopri l'elettroporazione ex ovo per il trasferimento genico ad alta efficienza nelle cellule retiniche primarie di pollo. Questo metodo ottimizzato migliora la transfezione per studi sulla biologia dei fotorecettori.

Trasferimento efficiente Gene in Chick retine per cellulari primarie Cultura Studies: An Ex-ovo Elettroporazione Approach

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