Name: Thymectomy completa in ratti adulti con non-invasiva intubazione endotracheale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: Impara la timectomia completa nei ratti adulti con intubazione endotracheale non invasiva. Questa tecnica consente di studiare la funzione delle cellule T in assenza di timo, riducendo le complicanze perioperatorie.

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Questo lavoro è stato sostenuto da AI101263 del National Institutes of Health (T.V.B), e da una sovvenzione della Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. è membro del Duke Comprehensive Cancer Center.

NOTA: Tutte le procedure sperimentali che prevedono l&#39;uso di ratti sono stati fatti secondo protocolli approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato della Duke University. 1. Preparazione del tracheale intubazione cannula <ol><li> Tagliare la fine dell&#39;ago di un 2 pollici 14 G angiocathether ago con taglienti. </li><li> Pinch il lume dell&#39;ago chiuso con pinze ad ago. </li><li> Tagliare sezione pizzicato fino al bordo della porzione aperta lumen con le pinze di taglio, e quindi tagliare i bordi su entrambi i lati della restante estremità a 30 - 45 ° angolo al bordo dell&#39;ago. </li><li> Posizionare la parte inferiore 3 - 4 mm della cannula nella zona aperta di pinze slip-joint diritte e tirare verso l&#39;alto fino a quando una leggera curva verso l&#39;alto è formata alla fine. NOTA: Ciò faciliterà dirigere il catetere nella trachea (Figura 1). </li><li> Utilizzare carta vetrata fine per lisciare i bordi all&#39;estremità della cannula. </li><li&gt; Torna lo strumento smussata nel tubo angiocatheter. Assicurarsi che il tubo è leggermente più corto del ago smussato. </li></ol> Procedure 2. Pre-chirurgiche <ol><li> Impostare il sito per la procedura inserendo un microscopio operatorio impostato a 10 volte di ingrandimento su tutta l&#39;area operativa. </li><li> Posizionare un pad di riscaldamento sul campo operatorio e coprire con un tampone assorbente pulita. </li><li> Impostare una frequenza cardiaca e un monitor ossigenazione del sangue nei pressi del campo operatorio. </li><li> Pesare il ratto per basato sul peso farmaci dosaggio (ad esempio, analgesia postoperatoria, antibiotici, o linfociti riducono anticorpi). NOTA: tipico ratti adulti pesano tra 350-450 g. </li><li> Sedate ratto con vaporizzato 3% isoflurano-O 2 (3 L / min) utilizzando una camera di induzione ventilato ad un sistema di evacuazione dei gas anestetico rifiuti contenenti carbone attivo. Lasciare 5 min per l&#39;induzione dell&#39;anestesia per fornire profonda anestesia necessaria per l&#39;intubazione endotracheale. </li><li> Somministrare Carprofen o Meloxicane (4,4 mg / kg) per via sottocutanea nel ratto prima di procedere con intubazione e chirurgia. </li><li> Utilizzare tagliatori elettrici a radersi il collo e il petto del topo anestetizzato prima di intubazione. </li></ol> 3. intubazione <ol><li> Preparare la configurazione intubazione strofinando una piccola quantità di lubrificante (ad esempio, gel KY) sull&#39;estremità della cannula. Accendere il ventilatore per iniziare il flusso di gas isoflurano attraverso il tubo connettore. </li><li> Trasferire il ratto all&#39;apparato intubazione e sospende il ratto sulla barra metallica dal suo incisivo superiore denti (Figura 2A). NOTA: alcuni apparecchi intubazione possono essere acquistati on-line. Il modello mostrato qui è fatto in casa utilizzando un foglio acrilico modellato attorno a sezioni di un pollice pezzo lombare 2 x 4 con una torcia butano, e rinforzi sono attaccati con cloroformio. Il bar (o filo metallico) è attaccato da fori di perforazione oltre nastro adesivo immessi sul side dell&#39;acrilico per evitare scheggiature o crepe. </li><li> Trans-illuminare il collo del ratto posizionando una fonte di luce ad alta intensità flessibile 1 - 2 cm dalla superficie ventrale del collo (Figura 2B). </li><li> Utilizzare un paio di pinze studente modello standard per tirare la linguetta leggermente verso l&#39;alto e verso il lato dei denti inferiori. Grip linguetta tra il pollice e l&#39;indice di una mano mentre si posiziona la superficie interna piatta di un lato della pinza contro l&#39;estremità inferiore della lingua. Premere ventralmente per esporre l&#39;epiglottide e l&#39;apertura della laringe (Figura 2C). </li><li> Visualizzare le corde vocali e guidare la rovesciata, estremità smussata della cannula intubazione anteriormente attraverso la glottide aperta nella trachea fino mozzo della angiocatheter tocca incisivi. </li><li> Togliere il mandrino metallico, e collegare il tubo dell&#39;anestesia all&#39;apertura angiocatheter per cominciare la ventilazione con isoflurano. NOTA: Il tipico flo ossigenotasso w al ventilatore è 3 L / min con il 3% isoflurano. <ol><li> Impostare il ventilatore ad una velocità di 60 respirazioni / min in una modalità ventilatore controllato volume raggiunge una pressione di ~ 12 - 14 mmHg. Utilizzare una pressione positiva di fine espirazione (PEEP) del 3 cm H 2 O. </li></ol></li><li> Osservare espansione parete toracica bilaterale in sincronia con il ventilatore per garantire il corretto posizionamento del tubo endotracheale. </li><li> Applicare veterinario consigliato occhio pomata agli occhi del ratto per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Applicare veterinario pomata sugli occhi del ratto per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Fissare il tubo endotracheale alla testa del ratto con una striscia di nastro di stoffa. Garantire un collegamento stabile tra il tubo endotracheale e la tubazione afflusso anestetico. </li><li> Attaccare l&#39;ossigenazione del sangue e il monitor della frequenza cardiaca al piede del ratto e iniziare il monitoraggio. Verificare il corretto anestesia confermando non vi è alcuna reazione ae-pizzico. </li></ol> 4. Toracotomia e Thymectomy <ol><li> Seguire tecnica asettica standard per l&#39;interezza della procedura. <ol><li> Pulire l&#39;area e il funzionamento tavolo di lavoro e disinfettare con una soluzione di etanolo al 70%. </li><li> Utilizzare guanti chirurgici sterili durante la procedura, e autoclave tutti gli strumenti ei materiali utilizzati durante la procedura. </li><li> Applicare Providone-iodio per l&#39;intera area del torace e lasciarlo asciugare. Poi pulire la superficie della pelle con il 70% di etanolo su garza. Coprire il ratto con involucro di plastica trasparente tagliare un buco per esporre il campo operatorio sterile. </li></ol></li><li> Identificare soprasternale nella regione toracica superiore. Effettuare un&#39;incisione di 2 cm mediana attraverso la pelle partenza 2 - 3 mm sopra il soprasternale e si estende distalmente linea mediana che attraversa lo sterno con le forbici Shea punta smussata. </li><li> Eseguire una sternotomia mediana 1,5 centimetri dal soprasternale di nuovo con le forbici Shea punta smussata. KEEP il bordo inferiore delle forbici appena sotto lo sterno e avanzare lentamente. </li><li> Inserire un piccolo divaricatore Alm appena sotto lo sterno separati e si apre per rivelare il muscoli cinghia pre-tracheale (sterno-ioideo e muscoli sterno-tiroideo). Separare i muscoli cinghia pre-tracheale con smussato pinze Graefe. NOTA: A questo punto, la trachea può essere visto, e il tubo di intubazione deve essere visualizzato all&#39;interno della trachea. </li><li> Posizionare le punte del piccolo divaricatore Alm sotto i muscoli cinghia separati e sterno. Aprire riavvolgitore per esporre la porzione superiore del timo. </li><li> Utilizzare pinza sottile Dumont per rilasciare i bordi laterali del tessuto del timo e esporre i lobi timici inferiori. </li><li> Estrarre il timo delicatamente superiormente al sito di incisione aperta, avendo cura di evitare il contatto con i vasi vena cava, succlavia e carotidi superiori, e per minimizzare i disagi del rivestimento pleurico delicato tra il timo ei polmoni. </li><li> Come tegli timica vasi sono sezionati e rivelati, utilizzare micro-forbici per dividerli. Usare un tampone di cotone per mantenere la pressione sui vasi di emostasi, se necessario. </li><li> Consegnare i lobi timici inferiori nell&#39;incisione e poi bruscamente lisare gli allegati posteriori. Rimuovere il timo intatta e controllare attentamente il timo rimosso in tutte le sezioni mancanti. NOTA: I piccoli linfonodi del torace possono essere visualizzati circonda il timo e sono spesso difficili da distinguere dal tessuto del timo. Questi saranno i nodi discreti rotondi con un aspetto simile al tessuto del timo, ma non sarà in continuità con il timo. </li><li> Rimuovere il divaricatore Alm e chiudere i muscoli sterno-ioideo e sternothyoid con due interrotto 5-0 suture Maxon. </li><li> Applicare 2 gocce di tessuto adesivo cianoacrilato grado chirurgico attraverso le suture per sigillare il mediastino sotto ventilazione a pressione positiva. NOTA: Questo diminuire l&#39;incidenza di pneumotorace ed ematoma. </li><li> Chiudere la sternum con due interrotto 4-0 punti di sutura di seta su un ago di taglio. Inserire l&#39;ago attraverso spazi fra le costolette, avendo cura di guidare l&#39;ago appena sotto lo sterno per evitare lo strato muscolare sottostante. </li><li> Chiudere lo strato di pelle con un running 4-0 Nylon sutura. Interrompere l&#39;isoflurano a questo punto di abbreviare il periodo di recupero post-operatorio anestesia. </li><li> Pulire il sito di incisione e la pelle circostante con garza salina-inumidito. </li><li> Applicare alcune gocce di bupivicaina (0,25%) per l&#39;anestesia locale, seguito da 1 - 2 gocce di colla cianoacrilato sopra l&#39;incisione per sigillare l&#39;incisione. </li><li> Continuare a ventilazione fino a quando il topo mostra segni di sforzo respiratorio indipendente e comincia a muoversi sue estremità. Estubare ratto e permettono di recuperare sotto stretta osservazione in una gabbia posta su un rilievo di riscaldamento. </li><li> Somministrare Buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg) per via sottocutanea per il ratto subito dopo l&#39;intervento e ripetere ogni 8-12 ore per 48 ore post-operatorio (normalmente 5 dosi totali). A 24 e 48 ore dopo l&#39;intervento, l&#39;amministrazione Carprofen o Meloxicane (4,4 mg / kg) per via sottocutanea (3 dosi totali, comprese la dose pre-operatoria). </li><li> Continuare a monitorare fino a quando il topo si muove intorno alla gabbia. A tutti i segni di difficoltà respiratoria, effettuare re-intubazione e ri-esplorazione del torace. <ol><li> Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere decubito sternale. </li><li> Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li></ol></li><li> Rimuovere le suture strato di pelle 1 settimana dopo l&#39;intervento. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il presente protocollo per completare timectomia fornisce un approccio mini-invasivo con una chiusura un&#39;incisione a tre strati con l&#39;applicazione colla chirurgica per ridurre al minimo le complicanze. La rimozione completa del timo è stata dimostrata dalla perdita di cellule T naive e IHC colorazione del tessuto linfoide mediastinica per citocheratina. La procedura di ratto adulto timectomia è stata complicata dalla mortalità da 1,5 - 20% a causa di complicazioni perioperatorie, mol...

Dall&#39;inizio degli anni 1960, il timo è stato riconosciuto per il suo ruolo fondamentale nello sviluppo della tolleranza immunologica centrale. Roditore thymectomy ha dimostrato di essere una procedura essenziale nella definizione del ruolo del timo nella differenziazione dei linfociti, auto-tolleranza e immunotolleranza nella cornice del trapianto allogenico e metastasi tumorali. La rimozione del timo topo permette studi che coinvolgono la deplezione delle cellule T o il trasferimento adottivo di popolazioni di cellule T definiti senza il riemergere di cellule T naive nativi. Thymectomies nei roditori neonatali può essere realizzato utilizzando una tecnica di aspirazione con risultati affidabili 1. In ratti adulti, questa tecnica è associata ad un tasso di mortalità approssimativa 20% e spesso si traduce in un timectomia incompleta 2. Per ottenere sempre completa timectomia in ratti adulti, è necessaria l&#39;esposizione aperta del mediastino attraverso una sternotomia mediana. Tuttavia, questoprocedura è associata a complicazioni che includono lesioni tracheale, emorragia e pneumotorace che porta a un tasso di mortalità complessiva che vanno 1,5-6% 2- 4. Negli ultimi due decenni, il miglioramento delle tecniche di timectomia sono diminuiti complicanze perioperatorie e hanno migliorato i tassi di sopravvivenza. Intubazione endotracheale consentendo la ventilazione a pressione positiva ha diminuito i tassi di pneumotorace 5. Metodi di intubazione gamma precedentemente descritti dall&#39;esposizione aperta alla trachea a metodi meno invasivi che utilizzano la visualizzazione diretta delle corde vocali. Le complicanze associate alla procedura di intubazione tracheale includono infortunio, rottura delle corde vocali, non intenzionale intubazione esofagea, e emorragia derivante dalla puntura cardiaca o lacerazione della vena cava superiore. Inoltre, prossimità dei lobi timici inferiori al rivestimento pleurico può provocare pneumotorace. Qui si descrive una tecnica dithymectomy attraverso un mini-invasiva due centimetri incisione cutanea a seguito di un semplice metodo di intubazione endotracheale utilizzando un angiocatheter smussato-end e l&#39;illuminazione tracheale transcutanea. Il thymectomy comporta una sternotomia 1,5 centimetri ed una chiusura a tre strati con l&#39;applicazione della colla chirurgica per sigillare il mediastino e minimizzare l&#39;incidenza di emorragia e complicazioni respiratorie. Questo metodo assicura in maniera affidabile completa timectomia come evidenziato dalla scomparsa di cellule T naive CD4 + e CD8 + seguendo timectomia e l&#39;assenza di tessuto timico sul IHC colorazione. I tempi operativi e mortalità peri-procedurale sono ridotti al minimo.

<table><tbody><tr>Anetheter <td></td><td></td><td></td>da <td>2 pollici 14 G</td></tr><tr><td>Microscopio operatorio</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pad</td><td></td><td></td><td></td>riscaldante</tr><tr><td>Monitor della frequenza cardiaca e dell'ossigenazione del sangue per roditori con sensori a piede</td><td>Apparecchio Harvard</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (sensore del piede di ratto)</td><td></td></tr><tr><td>Apparecchio per intubazione (plastica con barra metallica nella parte superiore)</td><td></td><td></td><td>Vedere Figura 2</td></tr><tr><td>Sistema di anestesia per piccoli animali con scatola di induzione, serbatoio di isoflurano e serbatoio O2</td><td>Apparecchio Harvard</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Ventilatore per piccoli animali con tubo</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilatore) e 12-04000 (gruppo valvola esterna per topi/ratti)</td><td></td></tr><tr><td>Illuminatore a fibra ottica ad alta intensità</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Pinze standard per studenti</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Forbici dritte fini</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Forbici da karitè con punta smussata</td> Strumenti per le <td>scienze</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Divaricatore per alm piccolo (per sterno)</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per Graefe smussate</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinze Fine Dumont</td><td>Strumenti per la scienza</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Suture Maxon Suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Suture di seta (con ago da taglio)</td><td>Sutura in nylon Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0</td><td>Colla</td> cianoacrilica Ethicon <td></td><td></td></tr><tr><td>(Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel lubrificante</td><td>Akorn Animal Salute</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

thymectomy completa in ratti adulti con non-invasiva intubazione endotracheale

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Thymectomy nei roditori neonatale è una procedura consolidata e affidabile per studi immunologici. Tuttavia, in ratti adulti, complicanze di emorragia e pneumotorace di interruzione pleurico può provocare un notevole tasso di mortalità. Questo protocollo è un metodo semplice di timectomia topo che utilizza un mini-sternotomia e intubazione endotracheale. Intubazione è compiuto con un metodo non-invasivo e facilmente riproducibile e consente di ventilazione a pressione positiva per evitare pneumotorace e una via aerea controllata che permette un tempo sufficiente per un&#39;attenta timo dissezione per minimizzare i disagi pleurico. A 1,5 centimetri un&#39;incisione sternale diminuisce il contatto con i vasi del mediastino e pleura, pur fornendo una visualizzazione completa di timo. Dopo l&#39;esposizione del mediastino, il timo viene rimosso per via smussa sotto ingrandimento. Lo spazio pleurico viene poi sigillata da sutura dei muscoli pre-tracheale seguita dall&#39;applicazione di colla chirurgica. Iltorace è poi chiusa da sutura dello sterno, seguita da sutura della pelle. Tutti thymectomies erano completo come evidenziato da immunoistochimica (IHC) colorazione del tessuto mediastinica, e l&#39;assenza di cellule T naive mediante citometria di flusso, e la procedura ha avuto un tasso di sopravvivenza del 96%. Questo metodo è adatto quando timectomia completo di complicazioni minime si desidera per ulteriori studi immunologici nei ratti adulti atimici.

Questa procedura è stata eseguita su ratti adulti Lewis (n = 26). Il tempo di funzionamento medio è stato di 15 ± 3 min. Non c'era la mortalità intraoperatoria. Il tempo medio di intubazione - dal posizionamento del ratto su dell'apparato intubazione alla costituzione di ventilazione - è stato di 45 ± 5 sec. 24 ratti avevano un pieno recupero dall'operazione senza evidenza di difficoltà respiratorie o emorragia attraverso giornata post-operatoria (POD) 14. Un ratto sviluppato difficoltà respiratorie in POD 4 e sottopost...

La timectomia per roditori è una tecnica preziosa nella ricerca immunologica. Qui viene descritto un protocollo per la timectomia completa in ratti adulti che utilizza una mini-sternotomia insieme all'intubazione non invasiva e alla ventilazione a pressione positiva per ridurre al minimo la morbilità e la mortalità perioperatorie.

Thymectomy completa in ratti adulti con non-invasiva intubazione endotracheale

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

L'obiettivo generale di questa procedura è valutare la funzione delle cellule T in assenza del timo. Ciò si ottiene intubando prima il ratto e poi aprendo il torace per esporre il timo. Successivamente, il timo viene sezionato dai tessuti circostanti e nella fase finale si ottiene l'emostasi.L'incisione è chiusa a strati. In definitiva, la popolazione di cellule mononucleate del sangue periferico può essere valutata mediante analisi citofluorimetrica, ma la presenza di cellule T naive in assenza della funzione del timo. I principali vantaggi di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti di timectomia sono che con questa tecnica le vie aeree sono controllate da un semplice tubo di intubazione.La dimensione dell'incisione sternale è ridotta al minimo. La ventilazione a pressione positiva con peep previene lo pneumotorace e i tassi di mortalità sono ridotti al minimo. A dimostrare la procedura saremo io e Toria Reell, una studentessa di medicina del quarto anno alla Duke University per il mio laboratorio.Per preparare la cannula per intubazione tracheale, utilizzare prima una pinza da taglio per rimuovere l'estremità dell'ago di un ago per angiocatetere con calibro di forzatura da due pollici. Pizzicare il lume dell'ago chiuso con una pinza ad ago, quindi utilizzare le pinze da taglio per rimuovere la sezione di pizzico fino al bordo della parte aperta del lume. Quindi, taglia i bordi su entrambi i lati dell'estremità rimanente con un angolo di 30-45 gradi rispetto al bordo dell'ago e posiziona i tre o quattro millimetri inferiori della cannula nell'area aperta di un paio di pinze per giunti scorrevoli dritti.Tirare verso l'alto fino a formare una leggera curva verso l'alto e utilizzare carta vetrata fine per levigare i bordi all'estremità della cannula. Quindi riposizionare lo strumento smussato nel tubo dell'angiocatetere, assicurandosi che il tubo sia leggermente più corto dell'ago smussato. Prima di iniziare la procedura, strofinare una piccola quantità di lubrificante sull'estremità della cannula di intubazione, quindi accendere il ventilatore per iniziare il flusso di gas di fluoro attraverso il tubo del connettore.Dopo aver confermato la sedazione con il pizzicamento delle dita, trasferire l'animale nell'apparecchio di incubazione. Sospendi il ratto sulla barra di metallo per i denti incisivi superiori e posiziona una fonte di luce flessibile ad alta intensità a uno o due centimetri dalla superficie ventrale del collo. Quindi, usa un paio di pinze standard per studenti per tirare delicatamente la lingua verso l'alto e verso il lato dei denti inferiori.Quindi afferrare la lingua tra il pollice e l'indice di una mano mentre si utilizza la superficie interna piatta di un polo della pinza. Premere ventralmente l'estremità inferiore della lingua, esponendo l'epi gloss e l'apertura della laringe. Visualizzare le corde vocali e quindi guidare l'estremità smussata rivolta verso l'alto della cannula per intubazione anteriormente attraverso la lucentezza aperta nella trachea fino a quando il mozzo dell'angiocatetere tocca gli incisivi.Ora rimuovi lo stiletto di metallo e collega il tubo per anestesia all'apertura del catetere angio. Per iniziare la ventilazione con fluoro, impostare il ventilatore sulle impostazioni di controllo della pressione con una pressione da 12 a 14 millimetri di mercurio a una velocità di 60 respirazioni al minuto e utilizzare una pressione positiva di fine espirazione di tre centimetri di acqua. Applicare l'occhio su un ratto adulto sedato Dopo aver osservato l'espansione bilaterale della parete toracica, per garantire il corretto posizionamento del catetere, fissare il tubo endotracheale con una striscia di nastro adesivo.Quindi collegare l'ossigenazione del sangue e il cardiofrequenzimetro alla zampa del ratto e iniziare il monitoraggio per rimuovere il timo. Per prima cosa sterilizzare la pelle applicando lo iodio povidone su tutto il torace dell'animale. Quando lo iodio è asciutto, pulire la superficie della pelle con una garza imbevuta di etanolo al 70%.Quindi, coprire il ratto con un involucro di plastica trasparente, praticando un foro per esporre il campo operatorio sterile, quindi identificare la tacca soprasternale nella regione toracica superiore. Praticare un'incisione di due centimetri sulla linea mediana attraverso la pelle con un bisturi che inizia distalmente e si estende prossimalmente lungo lo sterno fino a due o tre millimetri sopra la tacca. Quindi eseguire una sternotomia mediana parziale di 1,5 centimetri, partendo dall'incisura soprasternale utilizzando forbici da karité con punta smussata.Quindi, utilizzare una pinza da innesto smussata per separare i muscoli della cinghia pretracheale. A questo punto, la trachea può essere vista e il catetere endotracheale deve essere visualizzato all'interno. Posiziona i rebbi di un piccolo divaricatore ALM sotto i muscoli della cinghia separati e lo sterno, quindi apri il divaricatore per esporre l'aspetto superiore del timo.Usa una pinza dumont fine per rilasciare i bordi laterali del tessuto del timo ed esporre i lobi timici inferiori. Quindi tirare il timo delicatamente e superiormente nel sito di incisione aperto, facendo attenzione a evitare i tessuti circostanti. Se necessario, ottenere l'emostasi esercitando una pressione su tutte le aree di sanguinamento con un cotton fioc sterile.Ora inserisci i lobi timici inferiori nell'incisione e liscia bruscamente gli attacchi posteriori usando una pinza e micro forbici. Quindi rimuovere il timo intatto e ispezionarlo attentamente per eventuali sezioni mancanti. Ora, rimuovere il divaricatore ALM e opporsi ai muscoli della cinghia con due suture interrotte a cinque zero maxon.Quindi applicare due gocce di adesivo tissutale cianoacrilato di grado chirurgico sulle suture. Opporsi allo sterno utilizzando 2 4 0 suture di seta posizionate attraverso gli spazi tra le costole appena sotto lo sterno per evitare lo strato muscolare sottostante. Quindi, utilizzare una sutura di nylon quattro zero per chiudere lo strato cutaneo, quindi interrompere l'isof fluoro.Per abbreviare il periodo di recupero dell'anestesia postoperatoria, pulire il sito dell'incisione e la pelle circostante con soluzione fisiologica, umida e garza, seguita da diverse gocce di bupivacaina per l'anestesia locale e da una a due gocce di colla cianoacrilica per sigillare. L'incisione continua a ventilare. Dopo che l'isof fluoro è stato spento fino a quando il ratto non mostra segni di respirazione indipendente, quindi estubare l'animale e lasciarlo riprendersi completamente sotto stretta osservazione in una gabbia posta su un cuscinetto riscaldante.In questo esperimento, il tessuto toracico è stato esaminato mediante immunoistochimica per la colorazione della citocheratina e dell'eosina ematina, rivelando una colorazione nucleare più densa del tessuto timico con l'accisa da parte di h e d e un caratteristico pattern lacy con colorazione con citocheratina, consentendo la differenziazione del tessuto timico da, ad esempio, i linfonodi toracici. I campioni di sangue periferico ottenuti dai ratti soppressi a quattro settimane sono stati quindi analizzati per la deplezione persistente delle cellule T naive. Come previsto, i ratti ThermaCo mantengono la conta complessiva delle cellule T rispetto ai ratti di controllo, ma hanno dimostrato una perdita di entrambe le popolazioni naive di cellule T CD quattro e CD otto.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come intubare in modo sicuro e rapido un ratto, sezionare e rimuovere il timo e chiudere il mediastino e l'incisione in modo da ridurre al minimo le complicanze postoperatorie.

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