Name: Un metodo di nodose Ganglia iniezione in Sprague-Dawley Rat (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: Impara a eseguire iniezioni locali di neurochimici nel ganglio nodoso per studiare l'attività del nervo vago nel ratto Sprague-Dawley. Questa tecnica chirurgica consente di analizzare le risposte fisiologiche.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Questo studio è stato sostenuto dal National Institutes of Health (Grant 1UM1HL112856).

Tutte le procedure e protocolli sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale della University of Illinois a Chicago. Gli esperimenti qui descritti sono esperimenti acuti non di sopravvivenza, e non c&#39;era l&#39;uso di unguento oculare. Mantenimento delle condizioni sterili verifica solo quando strumenti chirurgici vengono lavati con etanolo al 70% in DIH 2 O. Sacrificio di ratti alla fine dell&#39;esperimento verificato tramite sovradosaggio di IV ketamina / xilazina. 1. Preparazione degli strumenti e prodotti chimici <ol><li> Preparare soluzione madre di 0,05 M di 5-HT HCl in PBS. Poi diluire azione con PBS a una concentrazione finale 5-HT di 0,203 mm. </li><li> Diluire dronabinol in olio di sesamo ad una concentrazione di 20 mg / mL. </li><li> Tagliare lungo 20 cm di polietilene (PE) -50 tubo (ID 0,58 millimetri, OD 0,965 millimetri). Ad una estremità del tubo, tagliare una punta conica con forbici, e all&#39;altra estremità quadrata, inserire un ago 23 g. Collegare questo 23 g ago per un 1 mlsiringa e riempirlo con 0,3 ml di 50 U / ml di eparina. </li><li> Tagliate quattro pezzi di filo di seta 4-0 intrecciato e impostato sul lato. </li><li> Sterilizzare forbici chirurgiche, 2 pinze Graefe curve e 3 micro pinze con il 70% di etanolo in diH 2 O. </li></ol> 2. cateterizzazione di vena femorale Protocollo per la cateterizzazione è modificato da Jespersen et al. 21 <ol><li> Anestetizzare un ratto Sprague-Dawley con intraperitoneale (IP) ketamina / xilazina (100 mg / kg: 10 mg / kg). Pizzicare la punta del ratto e osservare qualsiasi movimento per confermare un adeguato livello di anestesia. Radere l&#39;aspetto ventrale della coscia sinistra, e l&#39;aspetto ventrale del collo. Se necessario, dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale locale, applicare una pomata oculare per prevenire la secchezza. </li><li> Rat sicura in posizione supina su un bordo chirurgica. Usare le forbici chirurgiche per tagliare via la pelle nella coscia posteriore sinistra. </li><li> Utilizzando pinze, condotta dissectio smussaton del muscolo superficiali per esporre la vena femorale. Utilizzare le pinze per separare la vena dalla arteria femorale, e mettere 2 filetti intorno alla vena femorale. </li><li> Utilizzare le pinze Graefe curve di pull-up la vena a fermare il flusso di sangue. Usando una G 22 della siringa, forare la vena femorale e poi inserire l&#39;estremità smussata del tubo PE-50 nella vena. </li><li> Controllare se il tubo PE-50 è stato inserito correttamente ritraendo lo stantuffo della siringa. Il sangue deve essere visto entrare il tubo PE-50. Tie 2 nodi intorno alla vena e PE-50 tubo utilizzando le 2 fili. </li></ol> 3. 5-HT-indotta Apnea via IV Infusion <ol><li> Posizionare un estensimetro piezoelettrico intorno al topo per misurare la respirazione. </li><li> Modifica delle impostazioni per livello di amplificazione dell&#39;amplificatore elettronico via software amplificatore computer: per amplificare (100x) e filtro passa-banda (1-10 Hz) i segnali respiratori ottenuti dal estensimetro, set &quot;filtro highpas&quot; at &amp; #8220; AC @ 1 HZ &quot;e&quot; filtro passa-basso &quot;a&quot; 10 Hz &quot;, e impostare l&#39;amplificazione inserendo&quot; 10 &quot;per il&quot; guadagno iniziale &quot;e&quot; 100 &quot;per&quot; Total Gain &quot;.. </li><li> Modificare le impostazioni per frequenza di campionamento con l&#39;apertura di &quot;ingresso analogico&quot; via software di registrazione sul computer. Per digitalizzare (500 Hz frequenza di campionamento) con un convertitore analogico-digitale, &quot;campione&quot; a &quot;1.000 Hz&quot; e &quot;saltare&quot; ogni altro punto di registrazione da &quot;1&quot; (frequenza di campionamento effettiva 500 Hz), e si registra il segnale utilizzando il software di registrazione. </li><li> Rimuovere la siringa 1 ml dal catetere e inserire 500 microlitri siringa di vetro riempita con precisione 0,203 mM di 5-HT nel catetere. </li><li> Posizionare il 500 microlitri siringa di vetro di precisione in una pompa per infusione. Infondere 12,5 mg / kg a 350 ml / kg di soluzione di 5-HT ad una velocità di 63 ml / h. Eseguire infusioni multiple e osservare apnea nel ratto, che si vede undello SA pausa nella respirazione (≥ 2,5 sec) nei segnali respiratori registrati sul monitor del computer. </li><li> Prima di procedere con la chirurgia del collo, monitorare modello di respirazione e controllare il dolore riflesso dal pizzico punta nel ratto. Se la respirazione è irregolare, o se c&#39;è un riflesso dolore pizzico punta, amministrare IP ketamina / xilazina (100 mg / kg: 5 mg / kg) e poi ri-confermare un adeguato livello di anestesia. </li></ol> 4. Neck Surgery per esporre nodose gangli <ol><li> Rat sicura in posizione supina su un bordo chirurgica. Fare un taglio longitudinale mediana con le forbici chirurgiche al collo. </li><li> Utilizzando smussa sul muscolo platisma (utilizzando 2 micro pinze per mantenere questo muscolo chiara del sito chirurgico), esporre i muscoli sternohyoideus e omohyoideus. Separare questi muscoli per esporre l&#39;arteria carotide interna e uno dei suoi rami, l&#39;arteria pterigopalatino. </li><li> Osservare il nervo vago come corre lungo l&#39;arteria carotide interna e poi lungo th<html> e pterygopalatine arteria. Osservare come il nervo vago e arteria pterygopalatine, insieme con il nervo glossofaringeo (IX nervo cranico) e il nervo accessorio spinale (cranico XI nervo), entrano nel forame posteriori lacerati alla base del cranio. </li><li> Si noti che il ganglio nodoso è visualizzato come un rigonfiamento del nervo vago giusto prima che entri i posteriori lacerato forame. Si noti inoltre che i faringei e nervo laringeo rami si staccano gli aspetti anteriore e posteriore, rispettivamente, del ganglio nodose. 5 </li><li> Utilizzando le pinze Graefe, separare il nervo vago dalle arterie, e mettere un pezzo di filo intorno al nervo vago. Posizionare un morsetto sul filo di applicare una leggera tensione sul nervo vago, e pulire il ganglio nodose di qualunque tessuto connettivo di fornire meno resistenza quando l&#39;iniezione. </li><li> Ripetere apnea-5-HT indotta come indicato nella sezione 3 per confermare che nessun danno è stato fatto ai gangli nodose. </li></ol>TITOLO &quot;&gt; 5. Intranodose gangli Iniezione di dronabinol <ol><li> Riempire un 10 microlitri siringa di vetro di precisione a tenuta di gas apposto con 28 g di mezzo pollice ago della siringa su misura con un 35 ° smussato punta con 5 ml di dronabinol in olio di sesamo. </li><li> Inserire un micro pinza sul filo di applicare leggera tensione sul nervo vago, e forare il ganglio nodoso facendo attenzione a non forare attraverso di essa. Premere la siringa lentamente (≥ 60 sec) per iniettare l&#39;intero contenuto della siringa. Si noti che alcuni dei contenuti della siringa si fuoriuscire del ganglio. </li><li> Apnea Ripeti 5-HT-indotta come indicato al punto 3. </li></ol>

<ol><li>Zhuo, H., Ichikawa, H., Helke, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurochemistry+of+the+nodose+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurochemistry of the nodose ganglion.</a> Prog. Neurobiol. 52 (2), 79-107 (1997).</li>
<li>Carley, D. W., Radulovacki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacology+of+vagal+afferent+influences+on+disordered+breathing+during+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Pharmacology of vagal afferent influences on disordered breathing during sleep.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 164 (1-2), 197-203 (2008).</li>
<li>Kuo, P., Holloway, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+acid+suppression%3A+new+pharmacologic+approaches+for+treatment+of+GERD%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Gastroenterol.+Rep%22%5BJournal%5D)">Beyond acid suppression: new pharmacologic approaches for treatment of GERD.</a> Curr. Gastroenterol. Rep. 12 (3), 175-180 (2010).</li>
<li>Maher, S. A., Dubuis, E. D., Belvisi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((G-protein+coupled+receptors+regulating+cough%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">G-protein coupled receptors regulating cough.</a> Curr. Opin. Pharmacol. 11 (3), 248-253 (2011).</li>
<li>Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreene%2C+EC+%22Anatomy+of+the+rat%22">Anatomy of the rat</a>. , Hafner. (1963).</li>
<li>Li, Y., Wu, X., Zhou, S., Owyang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-affinity+CCK-A+receptors+are+coexpressed+with+leptin+receptors+in+rat+nodose+ganglia%3A+implications+for+leptin+as+a+regulator+of+short-term+satiety%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Low-affinity CCK-A receptors are coexpressed with leptin receptors in rat nodose ganglia: implications for leptin as a regulator of short-term satiety.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 300 (2), 217-227 (1152).</li>
<li>Powley, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagal+afferent+innervation+of+the+lower+esophageal+sphincter%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Vagal afferent innervation of the lower esophageal sphincter.</a> Auton. Neurosci. 177 (2), 129-142 (2013).</li>
<li>Neuhuber, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+vagal+innervation+of+the+rat+esophagus+and+cardia%3A+a+light+and+electron+microscopic+anterograde+tracing+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Auton.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Sensory vagal innervation of the rat esophagus and cardia: a light and electron microscopic anterograde tracing study.</a> J. Auton. Nerv. Syst. 20, 243-255 (1987).</li>
<li>Rogers, R. C., Nasse, J. S., Hermann, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+methods+for+the+study+of+vagal+afferents+within+the+nucleus+of+the+solitary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging methods for the study of vagal afferents within the nucleus of the solitary tract.</a> J. Neurosci. Methods. 150 (1), 47-58 (2006).</li>
<li>Wan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+melanocortin-4+receptors+on+vagal+afferent+fibers+modulate+the+excitability+of+rat+nucleus+tractus+solitarius+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Presynaptic melanocortin-4 receptors on vagal afferent fibers modulate the excitability of rat nucleus tractus solitarius neurons.</a> J. Neurosci. 28 (19), 4957-4966 (2008).</li>
<li>Verberne, A. J., Lewis, S. J., Jarrott, B., Louis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bezold-Jarisch+reflex+is+inhibited+by+excitotoxin-induced+destruction+of+vagal+primary+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Bezold-Jarisch reflex is inhibited by excitotoxin-induced destruction of vagal primary afferent neurons.</a> Eur. J. Pharmacol. 139 (3), 365-367 (1987).</li>
<li>Lewis, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitotoxin-induced+degeneration+of+rat+vagal+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Excitotoxin-induced degeneration of rat vagal afferent neurons.</a> Neuroscience. 34 (2), 331-339 (1990).</li>
<li>Wallick, D. W., Dunlap, M. E., Stuesse, S. S., Thames, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denervation+of+vagal+cardiopulmonary+receptors+by+injection+of+kainic+acid+into+the+nodose+ganglia+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Denervation of vagal cardiopulmonary receptors by injection of kainic acid into the nodose ganglia in dogs.</a> Auton. Neurosci. 102 (1-2), 85-89 (2002).</li>
<li>Muroi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+inhibition+of+vagal+afferent+nerve+pathways+regulating+cough+using+Nav+1.7+shRNA+silencing+in+guinea+pig+nodose+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selective inhibition of vagal afferent nerve pathways regulating cough using Nav 1.7 shRNA silencing in guinea pig nodose ganglia.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 304 (11), 1017-1023 (2011).</li>
<li>Kollarik, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgene+expression+and+effective+gene+silencing+in+vagal+afferent+neurons+in+vivo+using+recombinant+adeno-associated+virus+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transgene expression and effective gene silencing in vagal afferent neurons in vivo using recombinant adeno-associated virus vectors.</a> J. Physiol. 588 (21), 4303-4315 (2010).</li>
<li>Zhang, Z., Zhang, C., Zhou, M., Xu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+opioid+mu-receptors%2C+but+not+delta-+or+kappa-receptors%2C+switches+pulmonary+C-fiber-mediated+rapid+shallow+breathing+into+an+apnea+in+anesthetized+rats%29%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Activation of opioid mu-receptors, but not delta- or kappa-receptors, switches pulmonary C-fiber-mediated rapid shallow breathing into an apnea in anesthetized rats).</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 183 (3), 211-217 (2012).</li>
<li>Calik, M. W., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranodose+ganglion+injections+of+dronabinol+attenuate+serotonin-induced+apnea+in+Sprague-Dawley+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Intranodose ganglion injections of dronabinol attenuate serotonin-induced apnea in Sprague-Dawley rat.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 190, 20-24 (2014).</li>
<li>Yoshioka, M., Goda, Y., Togashi, H., Matsumoto, M., Saito, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+characterization+of+5-hydroxytryptamine-induced+apnea+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Pharmacological characterization of 5-hydroxytryptamine-induced apnea in the rat.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 260 (2), 917-924 (1992).</li>
<li>Kopczynska, B., Szereda-Przestaszewska, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5HT2+and+5HT3+receptors%27+contribution+to+modeling+of+post-serotonin+respiratory+pattern+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">5HT2 and 5HT3 receptors' contribution to modeling of post-serotonin respiratory pattern in cats.</a> Life Sci. 75 (19), 2281-2290 (2004).</li>
<li>Fan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoid+agonists+inhibit+the+activation+of+5-HT3+receptors+in+rat+nodose+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Cannabinoid agonists inhibit the activation of 5-HT3 receptors in rat nodose ganglion neurons.</a> J. Neurophysiol. 73 (2), 907-910 (1995).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), (2012).</li>
<li>Barann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+inhibition+by+cannabinoids+of+human+5-HT3A+receptors%3A+probable+involvement+of+an+allosteric+modulatory+site%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Direct inhibition by cannabinoids of human 5-HT3A receptors: probable involvement of an allosteric modulatory site.</a> Br. J. Pharmacol. 137 (5), 589-596 (2002).</li>
<li>Bonaz, B., Picq, C., Sinniger, V., Mayol, J. F., Clarencon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation%3A+from+epilepsy+to+the+cholinergic+anti-inflammatory+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation: from epilepsy to the cholinergic anti-inflammatory pathway.</a> Neurogastroenterol. Motil. 25 (3), 208-221 (2013).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Le fasi critiche per l&#39;iniezione di sostanze neurochimiche successo nella gangli nodosi sono: 1) identificare e pulizia del tessuto connettivo off gangli nodosi; 2) confermando l&#39;integrità dei gangli nodosi prima dell&#39;iniezione; 3) e utilizzando un ago piccolo per iniettare delicatamente in, ma non completamente attraverso la puntura, gangli nodoso. Il nervo vago innerva molti organi del collo e dell&#39;addome, e trasmette le informazioni importanti come la frequenza cardiaca, l...

La segnalazione afferente attraverso il nervo vago (nervo cranico X) trasmette importanti informazioni viscerali generali al sistema nervoso centrale (SNC) dai recettori baro-, chemio-, osmo-epatici, cardiaci, polmonari e gastrici situati negli organi dell'addome e del torace. Il nervo vago comunica informazioni da stimoli come la frequenza cardiaca, la pressione sanguigna, l'irritazione broncopolmonare e la distensione gastrointestinale al nucleo del tratto solitario (NTS) del midollo. I corpi cellulari dei neuroni pseudounipolari del nervo vago si trovano nei gangli nodosi e petrosali, di cui la maggior parte si trova nel primo. Le cellule gangliari nodose contengono una ricchezza di recettori per aminoacidi, monoammine, neuropeptidi e altre sostanze neurochimiche che, una volta attivate, possono modificare l'attività del nervo vago afferente. 1 Numerose innervazioni dei nervi vago afferenti accoppiate con la diversità dei recettori situati sui gangli nodosi illustrano l'importanza biologica di questo nervo cranico e i farmaci sistemici che non attraversano il sistema nervoso centrale mirati ai recettori sui gangli nodosi possono essere utilizzati per trattare varie malattie, come l'apnea notturna, la malattia da reflusso gastroesofageo, o tosse cronica. 2-4
La facilità di accesso ai gangli nodosi si presta alla manipolazione sperimentale mediante incisione longitudinale della linea mediana praticata al collo. Il nervo vago emerge dal forame lacerato posteriore alla base del cranio e mostra immediatamente un rigonfiamento del nervo che è il ganglio nodosario. Il ganglio nodoso è facilmente riconoscibile per via di due rami nervosi che da esso nascono: anteriormente il ramo faringeo; e ramo laringeo posteriormente superiore. 5 Precedenti manipolazioni sperimentali dei gangli nodosi hanno comportato registrazioni elettrofisiologiche,6 iniezioni di composti immunoistochimici o immunofluorescenti per tracciati nervosi,7-10 superfusione o iniezioni di neuroeccitotossine,11-13 iniezioni di virus adeno-associato a recettori knockdown,14,15 e iniezioni di sostanze neurochimiche specifiche del recettore per modificare l'attività del nervo vago. 16,17
Le iniezioni sistemiche di sostanze neurochimiche sono problematiche in quanto il trattamento sistemico colpisce sia il sistema nervoso periferico che quello centrale. Pertanto, il trattamento sistemico non isola l'effetto delle sostanze neurochimiche sull'attività del nervo vagale afferente. Questo protocollo descrive un metodo che utilizza l'attrezzatura prontamente disponibile per le iniezioni intranodose nel ratto Sprague-Dawley che modula l'attività del nervo vago senza influenzare il sistema nervoso centrale. La stimolazione dei recettori della serotonina di tipo 3 (5-HT3) sui gangli nodosari mediante infusione endovenosa (IV) di serotonina (5-HT) induce il riflesso di Bezold-Jarisch, una tripletta di risposta vagale di bradicardia, ipotensione e apnea, che può essere abolita dalla vagatomia sopranodosaria. 11,17-19 L'apnea è facilmente misurabile posizionando un trasduttore respiratorio intorno all'addome del ratto. 17,18 I cannabinoidi diminuiscono la corrente indotta dalla 5-HT nelle cellule dei gangli nodososi,20 e le iniezioni intranodose di gangli di dronabinolo attenuano l'apnea indotta dalla 5-HT.

<table><tbody><tr><td>5-HT HCl</td><td>MP Biomedicals</td><td>215376591</td><td>12,5 &; g/kg per 350 &micro; l/kg</td></tr><tr><td>Dronabinol (Marinol) 10 mg Capsule (80 & micro; g/&micro; l)</td><td>AbbVie</td><td>NDC 0051-0023-21</td><td>Diluire con olio di sesamo a 20 &; micro; g/&micro; l</td></tr><tr><td>Olio di sesamo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3547</td><td></td></tr><tr><td>Intramedic Polyethylene-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td>Ordinato da VWR (Cat. # 63019-047)</td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5138</td><td>Due sono necessari</td></tr><tr><td>Johns Hopkins Bulldog Clamp</td><td>Roboz</td><td>RS-7441</td><td>Tre sono necessari</td></tr><tr><td>Estensimetro piezoelettrico</td><td>Ambu</td><td>813255-100</td><td></td></tr><tr><td>Acquisizione dati Sottosistemi USB</td><td>DataWave Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sciworks Experimenter Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CyberAmp</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Siringa, 500 &; l, Modello 1750 TLL</td><td>Hamilton Company</td><td>81220</td><td></td></tr><tr><td>Siringa, 10 & micro; l, modello 1801 RN</td><td>7659-01</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ago, 28 g, mozzo piccolo RN</td><td>7803-02</td><td>stile di punta 4, angolo 35, lunghezza 0,5 pollici</td><td></td></tr></tbody></table>

un metodo di nodose ganglia iniezione in sprague-dawley rat

A Method of Nodose Ganglia Injection in Sprague-Dawley Rat

La segnalazione afferente attraverso il nervo vago trasmette importanti informazioni viscerali generali al sistema nervoso centrale da molti recettori diversi situati negli organi dell'addome e del torace. Il nervo vago comunica informazioni da stimoli come la frequenza cardiaca, la pressione sanguigna, l'irritazione broncopolmonare e la distensione gastrointestinale al nucleo del tratto solitario del midollo. I corpi cellulari del nervo vago si trovano nel nodoso e nei gangli petrosali, di cui la maggior parte si trova nel primo. I gangli nodosi contengono una ricchezza di recettori per aminoacidi, monoammine, neuropeptidi e altre sostanze neurochimiche che possono modificare l'attività del nervo vago afferente. La modifica delle afferenze vagali attraverso trattamenti farmacologici periferici sistemici mirati ai recettori sui gangli nodossi ha il potenziale per il trattamento di malattie come l'apnea notturna, la malattia da reflusso gastroesofageo o la tosse cronica. Il protocollo qui descrive un metodo di iniezione di sostanze neurochimiche direttamente nel ganglio nodosario. L'iniezione di sostanze neurochimiche direttamente nei gangli nodosi consente lo studio degli effetti esclusivamente sui corpi cellulari che modulano l'attività nervosa afferente e previene la complicanza del coinvolgimento del sistema nervoso centrale come si vede nel trattamento neurochimico sistemico. Utilizzando attrezzature facilmente reperibili e poco costose, le iniezioni intranodose di gangli possono essere facilmente eseguite in ratti Sprague-Dawley anestetizzati.

Figura 1 rappresenta registrazione respirazione campione in ratti che avevano infusione di 5-HT per indurre apnea prima e dopo le iniezioni gangli intranodose di dronabinol. 5-HT attiva 5-HT 3 recettori sulla gangli nodose che contribuiscono al riflesso Bezold-Jarisch di bradicardia, ipotensione, e apnea. 11,17-19 Intranodose iniezioni gangli di dronabinol attivano recettori CB inibitori, o modula allostericamente 5-HT 3 recettori che inibiscono l'eccitazione-5-HT indott...

La segnalazione vagale afferente trasmette informazioni importanti al sistema nervoso centrale dai recettori situati negli organi dell'addome e del torace. I gangli nodosari dei nervi vagi contengono molti tipi di recettori che modulano l'attività vagale. Questo protocollo descrive un metodo di iniezioni locali di sostanze neurochimiche nei gangli nodos.

Un metodo di nodose Ganglia iniezione in Sprague-Dawley Rat

Afferent signaling via the vagus nerve transmits important general visceral information to the central nervous system from many diverse receptors located ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di eseguire iniezioni locali di sostanze neurochimiche direttamente nei gangli del cappio per studiare l'effetto delle sostanze neurochimiche sul comportamento fisiologico relativo al nervo vago. Ciò si ottiene eseguendo prima un intervento chirurgico al collo per visualizzare i gangli del cappio e i nervi vaghi. Il secondo passo consiste nell'isolare e pulire i gangli del cappio dai tessuti connettivi.Quindi, iniettare la sostanza neurochimica di interesse nei gangli senza dosaggio. Il passo finale consiste nel misurare gli effetti fisiologici e comportamentali della modulazione dell'attività del nervo vagale mediante iniezioni locali di sostanze neurochimiche nei gangli senza dose. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo delle neuroscienze, come ad esempio se le sostanze neurochimiche somministrate localmente modulano l'attività del nervo vago.In generale, gli individui nuovi a questo metodo possono avere difficoltà perché ci vogliono capacità motorie molto fini per iniettare nei gangli senza dosaggio. La pratica è fondamentale. Innanzitutto, preparare una soluzione madre di serotonina cloridrato 0,05 mol

a-method-of-nodose-ganglia-injection-in-sprague-dawley-rat

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Fonte: Cheah, M., et al. Iniezione del ganglio della radice dorsale e lesione da schiacciamento della radice dorsale come modello per la rigenerazione sensoriale degli assoni. J. Vis. Exp. (2017). Questo video mostra una procedura passo-passo per iniettare una sospensione virale nei gangli della radice dorsale (DRG) e indurre una lesione assonale controllata attraverso uno schiacciamento della radice dorsale in un ratto anestetizzato. Il protocollo prevede l'esposizione dei DRG, la...

Modellazione della rigenerazione sensoriale degli assoni in un ratto utilizzando l'iniezione del ganglio della radice dorsale e la lesione da schiacciamento della radice dorsale

L'iniezione diretta nel nervo ottico del ratto è utile per la ricerca rigenerativa. Dimostriamo una tecnica minimamente invasiva per l'iniezione diretta in un nervo ottico di ratto che non comporta l'apertura del cranio. Utilizzando questo metodo, le complicanze chirurgiche sono ridotte al minimo e il recupero è più rapido.

Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico

Questo protocollo presenta l'uso di un'iniezione di ganglio della radice dorsale (DRG) con un vettore virale e una concomitante lesione da schiacciamento della radice dorsale in un ratto adulto come modello per studiare la rigenerazione sensoriale degli assoni. Questo modello è adatto per studiare l'uso della terapia genica per promuovere la rigenerazione sensoriale degli assoni.

Radice dorsale Ganglion iniezione e dorsale radice Lesioni Crush come un modello per sensoriale Axon Regeneration

Descriviamo un metodo per laminotomia in maiali che fornisce l'accesso ai gangli della radice dorsale lombare (DRG) per iniezione intraganglionic. Progresso di iniezione è monitorato intraoperatively e istologicamente confermato fino a 21 giorni dopo la chirurgia. Questo protocollo potrebbe essere utilizzato per futuri studi preclinici su iniezione di DRG.

Laminotomia per accesso del ganglio di radice dorsale lombare e l'iniezione nei suini

L'iniezione intraspinal di recombinase dipendente ricombinanti virus adeno-associato (rAAV) può essere utilizzato per manipolare qualsiasi tipo di cellula geneticamente etichettati nel midollo spinale. Qui descriviamo come trasduce neuroni nel corno dorsale del midollo spinale lombare. Questa tecnica consente funzionale interrogatorio del sottotipo del neurone manipolati.

Espressione del Transgene di mediata da Virus adeno-associato in neuroni geneticamente definiti del midollo spinale

Questo protocollo dimostra iniezione di un vettore virale retrogradely trasportabile nel tessuto del midollo spinale del ratto. Il vettore è preso alla sinapsi e trasportato al corpo cellulare dei neuroni bersaglio. Questo modello è adatto per l'analisi retrograda di importanti vie spinali o cellule targeting per applicazioni di terapia genica.

Iniezione diretta di un vettore lentivirale evidenzia più vie motorie del midollo spinale del ratto

Qui, descriviamo un metodo per fornire farmaci al sistema nervoso centrale del ratto impiantando un catetere nello spazio lombare intrateco della colonna vertebrale. Ci concentriamo sulla consegna di oligonucleotidi antisenso, anche se questo metodo è adatto per la consegna di altre modalità terapeutiche pure.

Consegna intratecala di Oligonucleotidi Antisense nel Rat Central Nervous System

Questo protocollo descrive la preparazione dettagliata e a basso input del campione per il sequenziamento a nucleo singolo, compresa la dissezione dei gangli cervicali e stellati superiori del topo, la dissociazione cellulare, la crioconservazione, l'isolamento del nucleo e il codice a barre hashtag.

Isolamento del nucleo a basso ingresso e multiplexing con anticorpi con codice a barre dei gangli simpatici del topo per il sequenziamento dell'RNA a nucleo singolo

Un'iniezione intratecale lombare rappresenta una via di somministrazione traslazionalmente rilevante per la somministrazione della terapia genica al sistema nervoso centrale. Questo protocollo standardizzato completo per le iniezioni intratecali lombari in topi e ratti neonatali, giovani e adulti mira a guidare i ricercatori nell'adozione di questa tecnica per gli studi preclinici di terapia genica.

Iniezione intratecale lombare di vettori di terapia genica per il targeting del sistema nervoso centrale in topi e ratti

Presentiamo un protocollo per l'iniezione diretta del nervo vago nei ratti, che consente la somministrazione del farmaco direttamente nel nervo senza complicazioni post-iniezione. Questo metodo si applica agli studi neurologici preclinici che coinvolgono la manipolazione del sistema nervoso autonomo. Può essere utilizzato per l'iniezione diretta di nervi per altri nervi nei ratti e in altre specie, con le modifiche necessarie.

Protocollo di iniezione diretta del nervo vago per i ratti

Questo protocollo descrive una tecnica unica che utilizza un approccio transcongiuntivale per accedere al nervo ottico del ratto per le iniezioni.

Approccio transcongiuntivale per l'iniezione nel nervo ottico del ratto

Impara a eseguire iniezioni locali di neurochimici nel ganglio nodoso per studiare l'attività del nervo vago nel ratto Sprague-Dawley. Questa tecnica chirurgica consente di analizzare le risposte fisiologiche.

Un metodo di nodose Ganglia iniezione in Sprague-Dawley Rat

Esplora altri video