Name: Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Impara una tecnica mini-invasiva per iniezione nel nervo ottico del ratto senza aprire il cranio. Questo metodo riduce le complicanze chirurgiche e accelera il recupero, facilitando la ricerca rigenerativa in neuroscienza.

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Questo studio è stato supportato da NeuralStem, Inc. e Johns Hopkins Project RESTORE.

NOTA: Tutte le procedure sugli animali sono stati approvati dalla cura degli animali e del Comitato uso Johns Hopkins. Macchine per anestesia richiedono ispezione annuale e la calibrazione, se necessario. 1. Anestesia e Posizionamento <ol><li> Anestesia. <ol><li> Eseguire tutte le procedure chirurgiche in anestesia con 2-3% isofluorane. Confermare adeguato livello di anestesia da un pizzico punta e tasso di respirazione. Verificare che il topo non si muove in risposta ad un pizzico piedi. NOTA: Un sussulto indica anestesia che è troppo tardi e può richiedere l&#39;anestesia più lunghi prima di iniziare o una maggiore concentrazione isofluorane. Un tasso di respirazione inferiore 1 soffio ogni 2 secondi è troppo lento indica l&#39;anestesia è troppo elevata e può richiedere alleggerimento della concentrazione isofluorano. </li><li> Fissare l&#39;animale come necessario per evitare il movimento della testa durante la procedura. Mettere una goccia di lidocaina sull&#39;occhio chirurgica. Utilizzare lacrime artificiali ogni 10 minuti per evitare la secchezza mentre sotto anestesia. Dareuna iniezione di buprenorfina di 0,01 mg / kg SC pre-operatorio e poi ogni 6-8 ore, se necessario. </li></ol></li><li> Posizionamento. <ol><li> Mettere i ratti in un telaio stereotassico e tenere in caldo con una piastra elettrica. Bagnare il pelo cuoio capelluto con alcool avendo cura di evitare l&#39;esposizione sugli occhi. Utilizzare strumenti sterili e tecnica sterile per ridurre al minimo il rischio di infezioni post-operatorie. </li></ol></li></ol> 2. Controllo Eye <ol><li> Posizionare un 4-0 sutura nella congiuntiva laterale e legarlo con abbastanza sutura per consentire dolce trazione. </li></ol> 3. Dissection <ol><li> Dissezione iniziale. <ol><li> Fare un pollice un&#39;incisione ~ 1 nella pelle sovrastante cresta orbitale utilizzando una dimensione di 10 bisturi come mostrato in Figura 1. Ritrarre la pelle e la fascia sottostante e sezionare accuratamente via la fascia. Per evitare un eccessivo sanguinamento nel chirurgica, evitare di tagliare i vasi sanguigni, mentre sezionare la fascia. Utilizzare strategicamente plpunte di cotone ACED per fornire emostasi. </li></ol></li><li> Deeper dissezione. NOTA: Con una leggera trazione sulla congiuntiva tirando l&#39;occhio giù e dalla presa, il muscolo orbitale superiore entrerà in vista. Al fine di esporre il nervo ottico, questo muscolo deve essere tagliato e il grasso retro-orbitale rimosso. Il grasso può essere scartato e non deve essere sostituito dopo l&#39;iniezione. Da questo punto, la fascia nervo ottico deve essere visibile come un fascio del nervo ottico stesso, insieme con i vasi sanguigni avvolte in dura (Figura 1). <ol><li> Fai una piccola incisione nella dura con il bisturi o con un ago smussato 31 calibro di rendere penetrante meno traumatico. </li></ol></li></ol> 4. Pipetta Injector <ol><li> Estrarre una micropipetta di vetro ad un diametro di 50-100 micron. Per fornire la stabilità, montare la micropipetta su un micromanipolatore e legarsi a una siringa Hamilton collegato ad una pompa di infusione. </li><li> Tirare le perline (o cellule staminali)ricostituito in un volume 0,5-1,0 microlitri nella micropipetta retrogrado insieme con 0,5 ml di volume di soluzione di blu di metile prima e dopo. NOTA: Una velocità di infusione impostata 0,5-2 microlitri al minuto evita traumi al nervo ottico. </li></ol> 5. Iniezione <ol><li> Abbassare la punta della micropipetta sul nervo ottico appena sopra la dura intaccate. NOTA: Un piccolo, ma vivace movimento della punta di vetro nei risultati del nervo ottico nel minor danno. All&#39;inizio della pompa di infusione, il colorante blu di metile dovrebbe evidenziare l&#39;area del nervo ottico iniettato. Il colorante deve rimanere localizzata all&#39;interno del nervo ottico senza fuoriuscire nello spazio subaracnoideo. </li><li> Seguire la seconda banda di blu di metile per determinare quando l&#39;iniezione di cellule staminali è completa e ruotare la pompa di infusione fuori come la seconda dose di blu di metile viene iniettato. Mantenere la micropipetta ancora all&#39;interno del nervo ottico per 2 minuti per ogni volume 1 microlitri iniettato per prevenire altopressione espulsione al momento della revoca della micropipetta. NOTA: Un approccio alternativo è quello di collegare la punta della pipetta ad una siringa riempita di aria che può essere manipolato manualmente. In entrambi i casi, evitare una forza eccessiva per ridurre al minimo i danni ai nervi ottici. Si consiglia di iniettare più di 2 ml di volume in ogni nervo ottico. </li></ol> 6. Follow-up <ol><li> Immediato. <ol><li> Quando l&#39;iniezione, rimuovere la micropipetta insieme a qualche consiglio di cotone usati per fornire emostasi. Suturare la pelle con 3-0 seta e rimuovere la sutura congiuntivale. </li><li> Tenere ratti caldo su una piastra elettrica fino a quando non emergono dall&#39;anestesia. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li><li> Se l&#39;animale sta esibendo i segni del dolore, letargia eccessiva, atassia, o Breathin affannosog, amministrare l&#39;analgesia appropriata con buprenorfina per via intramuscolare (0,05 mg / kg) fino a tre volte al giorno. </li></ol></li><li> Lungo termine. <ol><li> Per il prossimo 24-48 ore, osservare il topo per le complicazioni di un intervento chirurgico, tra cui gonfiore o scarico dalla ferita o altri segni di dolore, come vocalizzi, aspetto curvo, non governare, o non mangiare. Considerare consultato un veterinario o l&#39;eutanasia etico, se necessario. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
<li>Quigley, H. A., Iglesia, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+to+replace+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Stem cells to replace the optic nerve.</a> Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).</li>
<li>Ghaffarieh, A., Levin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+disease+and+axon+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Optic nerve disease and axon pathophysiology.</a> International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).</li>
<li>Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+development+of+the+optic+nerve+in+rats+reared+in+the+dark+during+early+postnatal+life%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life.</a> Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).</li>
<li>Celestre, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+approaches+to+the+cervical+spine%5BTitle%5D)+AND+%22The+Orthopedic+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive approaches to the cervical spine.</a> The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).</li>
<li>Hallas, B. H., Wells, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Technique+for+Multiple+Injections+into+the+Mammalian+Optic+Nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Kopf+Carrier%22%5BJournal%5D)">A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve.</a> Kopf Carrier. 54, (2001).</li>
<li>Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+and+transplantation+in+the+retinofugal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway.</a> Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).</li>
<li>Adachi-Usami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuritis--from+diagnosis+to+optic+nerve+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nippon+Ganka+Gakkai+zasshi%22%5BJournal%5D)">Optic neuritis--from diagnosis to optic nerve transplantation.</a> Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).</li>
<li>Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+inflammation+and+demyelination+in+a+rodent+model+of+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+ophthalmology+%26+visual+science%22%5BJournal%5D)">Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).</li>
<li>Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+nanomedicine+for+vision+restoration%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+proceedings%22%5BJournal%5D)">Regenerative nanomedicine for vision restoration.</a> Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno divulgazioni significative da riportare.

L'iniezione diretta nel nervo ottico di cellule staminali o di altri prodotti destinati a facilitare la rigenerazione fornisce un modello conveniente rispetto ad altri mezzi di iniezione nel SNC. Questa tecnica richiede meno tempo, richiede meno anestesia totale, evita la perforazione o la rimozione del cranio o del tessuto osseo, riduce i tassi di complicanze e consente un recupero più rapido dopo l'intervento chirurgico. 
Le fasi più critiche di questo protocollo includono: 1. Emostasi adegu...

Il nervo ottico offre una posizione ideale per il sistema nervoso centrale (SNC) ricerca rigenerativa comprese le condizioni oftalmologiche quali neurite ottica, glaucoma e traumi. Iniezioni di una varietà di cellule staminali hanno né dimostrato l&#39;efficacia o mostrato risultati promettenti nel sostituire persi mielina, aumentando conta assonale e / o prevenire le malattie degenerative. 1,2 Il nervo ottico umano contiene circa 1,2 milioni di assoni parallele viaggiano dalla retina al chiasma con un diametro di circa 3,0-3,5 mm. 3 Per modellare malattie umane in laboratorio, il ratto è stato utilizzato di frequente. Il nervo ottico ratto adulto contiene circa 100.000 assoni in un diametro di circa 0,5 mm. 4 Una delle maggiori limitazioni nella CNS ricerca rigenerativa è l&#39;accesso senza osso diretto. Complicanze e rischi chirurgici per l&#39;animale più elevati, se il cranio o vertebre vengono rimossi. Simile ai benefici dellaapprocci minimamente invasivi nella colonna vertebrale, 5 iniezioni del nervo ottico diretti senza aprire il cranio offrono ridotto complicazioni e un recupero più rapido. Questa tecnica è stata utilizzata in studi precedenti. 6 In questo manoscritto e video che accompagna, dimostriamo una procedura minimamente invasiva per iniettare le cellule staminali nel nervo ottico topo.

<table><tbody><tr><td>Lewis rat</td><td>Charles River</td><td>4</td><td>Qualsiasi ceppo di ratto funzionerà.</td></tr><tr><td>Macchina per anestesia</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 Macchina per anestesia per piccoli animali - Pompa</td></tr> per <tr><td>infusione</td> su palo <td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio per dissezione</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>Sorgente luminosa a fibre ottiche</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>Strumento di dissezione e stereotassica</td><td>Stoelting</td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>Estrattore per pipette</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes</td><td>World Precision Instruments</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>Lame per bisturi monouso</td><td>Harvard Apparatus</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>Forbici per iridectomia</td><td>Scienze di microscopia elettronica</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

tecnica mini-invasiva per iniezione in rat nervo ottico

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

Il nervo ottico del ratto è un modello utile per la ricerca sulla rigenerazione delle cellule staminali. L'iniezione diretta nel nervo ottico di ratto consente la somministrazione nel sistema nervoso centrale in un intervento chirurgico minimamente invasivo senza rimozione ossea. Questa tecnica descrive un approccio alla visualizzazione e all'iniezione diretta del nervo ottico dopo una piccola dissezione fasciale dalla cresta orbitale, utilizzando una sutura di trazione congiuntivale per tirare delicatamente l'occhio verso il basso e verso l'esterno. Esempi rappresentativi di un nervo ottico iniettato mostrano il successo dell'iniezione di perline colorate.

Al termine dell&#39;esperimento, i ratti sono stati sacrificati e perfusi con paraformaldeide al 4%. I nervi ottici sono stati accuratamente sezionati e montate per criostato sezionamento. La Figura 2 mostra un esempio di un ratto intera nervo ottico a bassa potenza in cui Evans colorante blu è stato iniettato per visualizzare il sito. La freccia indica la posizione precisa di iniezione. Questo dissezione è stato fatto entro pochi minuti dell&#39;iniezione come indicato dalla diffusione ristretta del co...

L'iniezione diretta nel nervo ottico del ratto è utile per la ricerca rigenerativa. Dimostriamo una tecnica minimamente invasiva per l'iniezione diretta in un nervo ottico di ratto che non comporta l'apertura del cranio. Utilizzando questo metodo, le complicanze chirurgiche sono ridotte al minimo e il recupero è più rapido.

Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

L'obiettivo generale di questa procedura è fornire un approccio minimamente invasivo per iniettare farmaci o cellule staminali nel nervo ottico di un ratto vivo. Questo viene ottenuto anestetizzando innanzitutto il ratto, posizionandolo sul supporto per dissezione ed inserendo un punto di sutura nella congiuntiva per manipolare l'occhio. Successivamente, il secondo passaggio consiste nel dissezionare l'arco orbitario dietro l'occhio per esporre il nervo ottico.Successivamente, la pipetta di vetro viene inserita nel nervo ottico e il farmaco o le cellule staminali vengono iniettati prima della chiusura del sito chirurgico e del risveglio del ratto dall'anestesia. Alla fine, dopo un determinato periodo di tempo, il ratto viene sacrificato, il nervo ottico viene dissezionato ed è possibile visualizzare gli effetti dell'iniezione chirurgica o del trapianto mediante microscopia. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti consiste nel fatto che questo approccio è minimamente invasivo, il che permette al ratto di sopravvivere per tutto il tempo necessario.Studiare gli effetti dell'iniezione chirurgica o del trapianto. A dimostrare la procedura sarà Kate Schwartz, una tecnica studentessa del mio laboratorio. Eseguire tutte le procedure chirurgiche sotto anestesia con il 2-3% di isoflurano.Verificare il corretto livello di anestesia mediante la compressione delle dita dei piedi e la frequenza respiratoria. Accertarsi che il ratto non reagisca con un sussulto alla compressione delle dita. Fissare l'animale secondo necessità per evitare movimenti della testa durante la procedura.Quindi applicare una goccia di lidocaina sull'occhio da sottoporre a intervento chirurgico. Utilizzare lacrime artificiali ogni 10 minuti per prevenire la secchezza durante l'anestesia. Somministrare un'iniezione preoperatoria di buprenorfina a una dose di 0,01 milligrammi per chilogrammo per via sottocutanea, e successivamente ogni sei-otto ore secondo necessità.Mantenere l'animale al caldo con un tappetino riscaldante. Inumidire il pelo del cuoio capelluto con alcol. Avere cura di evitare il contatto con gli occhi.Assicurarsi di utilizzare strumenti sterili e una tecnica asettica per ridurre al minimo il rischio di infezioni postoperatorie. Successivamente, posizionare un punto di sutura 4-0 nella congiuntiva laterale e annodarlo con un filo sufficientemente lungo da permettere una trazione delicata. Eseguire un'incisione di circa 2,5 cm nella cute sovrastante il margine orbitario.Utilizzando un bisturi di dimensione 10, retrarre la cute e la fascia sottostante ed esporre con attenzione la fascia. Posizionare un punto di sutura nella cute retratta per permettere l'esposizione della borsa orbitaria superiore ed evitare un eccessivo sanguinamento nella sede chirurgica.Evitare di recidere i vasi sanguigni durante la dissezione della fascia. Applicando una trazione delicata sulla congiuntiva, tirando l'occhio verso il basso e fuori dall'orbita, il muscolo orbitario superiore verrà messo in evidenza. Per esporre il nervo ottico, è necessario rimuovere il grasso retroorbitario e recidere questo muscolo.Il tessuto adiposo può essere scartato e non deve essere sostituito dopo l'iniezione. Da questo punto, la fascia del nervo ottico dovrebbe essere visibile come un fascio costituito dal nervo ottico stesso, insieme ai vasi sanguigni avvolti nella dura madre. Per proseguire con la dissezione più profonda, effettuare una piccola incisione nella DRA utilizzando un bisturi o un ago beccuccio di calibro 31 per rendere la perforazione meno traumatica; preparare inoltre una micropipetta di vetro tirata con un diametro compreso tra 50 e 100 micron per garantire stabilità.Montare la micropipetta su un micromanipolatore e collegarla a una siringa di plastica da 20 cc. Aspirare retrogradamente le perle o le cellule staminali ricostituite in 0,5-1 microlitro nella micropipetta, insieme a 0,5 microlitri di soluzione di blu di metilene prima e dopo che la pipetta di vetro sia stata caricata con il colorante. Utilizzando una siringa da 1 cc e un ago da 30 gauge, abbassare la punta della micropipetta sul nervo ottico appena sopra la dura solcata.Un minuscolo ma deciso movimento della punta di vetro verso il nervo ottico provoca il minor danno possibile applicando una pressione lenta e costante sul pistone. Il colorante blu di Evans dovrebbe evidenziare l'area del nervo ottico iniettata. Il colorante deve rimanere localizzato all'interno del nervo ottico senza fuoriuscire nello spazio subaracnoideo.Seguire la seconda banda del colorante Evan's Blue per determinare quando l'iniezione di cellule staminali è completata. Quando il volume necessario è stato iniettato nel nervo ottico, rilasciare lo stantuffo. Mantenere la micropipetta ferma all'interno del nervo ottico per cinque minuti per prevenire l'eiezione ad alta pressione al momento del ritiro della micropipetta al termine dell'iniezione.Rimuovere la pipetta microlitrica insieme a eventuali punte di cotone utilizzate per ottenere l'emostasi. Suturare la cute con seta 3.0 e rimuovere il punto di sutura congiuntivale. Mantenere i ratti al caldo su un tappetino riscaldante fino a quando non riprendono conoscenza dall'anestesia.Non lasciare un animale incustodito fino a quando non avrà ripreso una coscienza sufficiente a mantenere una posizione sterno-abdominale. Se l'animale mostra segni di dolore, inclusa eccessiva letargia, atassia o difficoltà respiratorie, somministrare un'opportuna analgesia con buprenorfina per via intramuscolare fino a tre volte al giorno. Dopo l'esperimento, i ratti sono stati sacrificati e perfusi con paraldeide.I nervi ottici sono stati accuratamente dissecati e preparati per la sezione al criostato; qui viene mostrato un esempio di un nervo ottico intero di ratto a basso ingrandimento, in cui è stato iniettato il colorante blu di Evans. Per visualizzare il sito, la freccia indica la posizione esatta dell'iniezione. Questa dissezione è stata eseguita entro pochi giorni dall'iniezione, come indicato dalla diffusione limitata del colorante lungo il nervo dopo il suo sviluppo.Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo della neurologia rigenerativa per esplorare nuovi modi di rigenerare il nervo ottico e potenzialmente ripristinare la visione perduta in questo modello di ratto di malattia demielinizzante.

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Iniezione intravitreale è una tecnica ampiamente utilizzata nella ricerca visiva scienze per le malattie oculari o come applicazione diretta del trattamento locale. Questo video dimostra un protocollo per l'iniezione intravitreale usando una siringa da 1 ml con pipetta di vetro. Consigli utili su come evitare emorragia massiva e danno al cristallino sono dati.

Iniezione intravitreale per stabilire Modello malattie oculari

Resezione del nervo ottico è un modello ampiamente utilizzato degli adulti lesioni del SNC. Questo modello è ideale per eseguire una serie di manipolazioni sperimentali che colpiscono la retina globalmente o direttamente alla popolazione bersaglio feriti neuronale delle cellule gangliari retiniche.

Metodi per manipolazioni sperimentali dopo resezione del nervo ottico nel sistema nervoso centrale dei mammiferi

Questo video dimostra la procedura di accesso chirurgico al nervo ottico in un animale anestetizzato e la somministrazione precisa di lisolecitina per indurre la demielinizzazione focale, creando condizioni neuropatologiche per ulteriori studi.

Induzione della demielinizzazione locale nel nervo ottico mediante lisolecitina

Le iniezioni sottoretiniche sono la tecnica più comune per somministrare grandi agenti terapeutici come proteine e vettori virali ai fotorecettori e all'epitelio pigmentato retinico. Qui viene descritto un metodo alternativo nei topi che si rivolge con successo allo spazio sottoretinico con danni collaterali minimi e tempi di recupero rapidi.

Un metodo alternativo e validate iniezione per l&#39;accesso ai sottoretinico Spazio<i&gt; via</i&gt; Un approccio Transcleral posteriore

Questo protocollo mira a dimostrare una via di somministrazione venosa riproducibile che può essere utilizzata nei ratti e nei topi per tutto il periodo neonatale. Questa procedura è importante per gli studi preclinici sui roditori che desiderano rispecchiare la somministrazione di farmaci nelle unità di cura neonatale utilizzando principalmente la somministrazione endovenosa.

Un modello di roditore neonatale di iniezione venosa retroorbitaria

Questo protocollo descrive una tecnica per l'iniezione intracamerale nei ratti utilizzando un'incisione corneale centrale e un lungo tunnel nella camera anteriore. Questo metodo di iniezione riduce al minimo il rischio di indurre danni involontari ai tessuti, migliorando così la precisione e la riproducibilità.

Iniezione intracamerale nei ratti con basso rischio di effetti avversi

Presentiamo un protocollo per l'iniezione diretta del nervo vago nei ratti, che consente la somministrazione del farmaco direttamente nel nervo senza complicazioni post-iniezione. Questo metodo si applica agli studi neurologici preclinici che coinvolgono la manipolazione del sistema nervoso autonomo. Può essere utilizzato per l'iniezione diretta di nervi per altri nervi nei ratti e in altre specie, con le modifiche necessarie.

Protocollo di iniezione diretta del nervo vago per i ratti

Questo protocollo descrive una tecnica unica che utilizza un approccio transcongiuntivale per accedere al nervo ottico del ratto per le iniezioni.

Approccio transcongiuntivale per l'iniezione nel nervo ottico del ratto

Questo studio presenta una metodologia per la somministrazione di terapie nella retina e nei nervi ottici del ratto adulto. Inoltre, viene introdotto un metodo unico di recupero dei tessuti per una raccolta in blocco top-down del nervo ottico e della retina in un ratto adulto.

Somministrazione terapeutica oculare e recupero avanzato dei tessuti nei ratti adulti

Le iniezioni sottoretiniche sono una tecnica indispensabile per lo sviluppo preclinico di terapie per le malattie dei fotorecettori e dell'EPR. Descriviamo una tecnica di iniezione sottoretinica transsclerale ottimizzata nei topi che migliora le percentuali di successo intraoperatorio e riduce al minimo il danno retinico.

Tecnica di iniezione sottoretinica transsclerale minimamente invasiva ottimizzata nel topo

Impara una tecnica mini-invasiva per iniezione nel nervo ottico del ratto senza aprire il cranio. Questo metodo riduce le complicanze chirurgiche e accelera il recupero, facilitando la ricerca rigenerativa in neuroscienza.

Tecnica mini-invasiva per iniezione in Rat nervo ottico

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