Name: Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Impara a costruire una pipetta bifunzionale per microiniezioni di neurotrasmettitori e registrazioni elettrofisiologiche simultanee nel collicolo superiore del ratto. Questo metodo economico permette di inattivare strutture cerebrali profonde monitorando l'attività neuronale in tempo reale.

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Supportato da sovvenzioni da CIHR (MOP231122) e NSERC (RGPIN-2014-06503). Ringraziamo Geneviève Cyr per il suo aiuto nella preparazione degli esperimenti e nella supervisione del lavoro di laboratorio. MAL ha ricevuto una borsa di studio dal Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC).

NOTA: Tutte le procedure sono state eseguite in conformità alle direttive del Consiglio canadese per la protezione degli animali e la revisione consiglio Etico della Université de Montréal. 1. Assemblea della pipetta registrazione iniezione <ol><li> Estrarre un capillare di vetro di circa 7 cm di lunghezza (diametro esterno 1 mm) con un estrattore pipetta. </li><li> Rompere la punta del capillare e controllare l&#39;apertura al microscopio ottico. Verificare che il diametro interno è compreso tra 30 micron a 40 micron. </li><li> Inserire un lungo filo Silver 7 cm nel capillare di vetro con circa 1 cm sporgenti dall&#39;estremità non rastremata della pipetta di vetro. </li><li> Piegare il filamento eccesso ortogonalmente al capillare di vetro. </li><li> Applicare una goccia di adesivo plastica flessibile sull&#39;albero di un ago ipodermico 30 G. </li><li> Inserire un ago ipodermico 30 G nella pipetta di vetro secondo gli schemi presentati nella figura 1 </strong&gt;. </li><li> Aggiungere un secondo strato di colla per garantire un&#39;adeguata tenuta dalla giunzione tra la pipetta di vetro e l&#39;ago ipodermico. </li><li> Lasciare la pipetta asciugare con la punta rivolta verso l&#39;alto per circa 12 ore per garantire il corretto indurimento della colla. Il risultato finale è mostrato in Figura 2. </li></ol> NOTA: Questa procedura viene eseguita su esperimenti acute e la sterilizzazione del puntale non è necessaria. 2. Preparazione degli animali <ol><li> Posizionare il topo in una scatola di anestesia. </li><li> Indurre l&#39;anestesia con il 4% isoflurano per 5 a 10 min. </li><li> Posto l&#39;animale su un tavolo stereotassico con il rilievo di riscaldamento e sonda rettale per mantenere una temperatura corporea di 37 ° C. Utilizzare un cono per mantenere l&#39;anestesia con il 2% isoflurano. Fissare la testa del topo con le orecchie bar e titolare denti. </li><li> Applicare unguento oftalmico o collirio, che includono 1% Atropina scende a facilitare la dilatazione della pupilla. Per prevenire la secchezza, applicare goccia lubrificantes circa ogni 30 min. </li><li> Shave testa e pulirlo con 10% iodopovidone. </li><li> Per anestesia locale, iniettare 0,5 ml di 2% lidocaina sotto il cuoio capelluto in 2-3 posizioni sollevando la pelle ed inserendo la punta dell&#39;ago. </li><li> Conferma adeguato livello di anestesia eseguendo un pizzico piedi e osservando la mancanza di movimento. Inoltre, monitorare la frequenza cardiaca per garantire che sia entro valori normali (da 300 a 400 battiti / min). </li><li> Incidere il cuoio capelluto in una linea retta lungo la mediana con una lama di 10 # bisturi per esporre entrambe le suture coronale e sagittale. </li><li> Rivela i punti di Lambda e Bregma spingendo da parte del tessuto che copre il cranio con una spatola chirurgico. </li><li> Livellare il cranio in modo che le posizioni bregma e lambda sono sullo stesso piano. </li><li> Per impostare il punto di riferimento, utilizzare un dispositivo stereotassico con un tubo di vetro montato impostarla proprio sopra Bregma. Questo sarà il &quot;zero&quot; antero-posteriore e medcoordina le misure ial-laterali. </li><li> Impostare il punto di interesse spostando il stereotassico di montaggio alle coordinate richieste, annotare le coordinate stereotassica e disegnare un quadrato intorno alla zona di destinazione che segna dove verrà eseguita la craniotomia. </li><li> Utilizzare un trapano chirurgico con un trapano sterilizzato lungo la piazza marcata lentamente senza pressione per rimuovere lentamente il materiale osseo. Fare attenzione a non forare troppo a lungo nella stessa zona, in quanto la produzione di calore e causare lesioni della corteccia. </li><li> Quando l&#39;osso che delimita la craniotomia è diventata sufficientemente sottile, rimuovere con attenzione la sezione del cranio con le pinzette per esporre la corteccia. </li><li> Irrigare Spesso la corteccia esposta con liquido cerebro-spinale artificiale per evitare l&#39;essiccamento dei tessuti. NOTA: la rimozione mater Dura è inutile per il ratto come la punta di un injectrode è abbastanza robusto da penetrare. </li></ol> 3. Riempimento e montaggio del sistema di iniezione <ol><li> Riempire il5-10 microlitri microsiringa da aspirazione con olio minerale. </li><li> Riempire il ago ipodermico con la pipetta di vetro fissa con una soluzione di 0,5% Chicago Sky Blu (CSB) e acido 300 pM γ-amminobutirrico (GABA), o una soluzione di 2% lidocaina con 0,5% CSB 9. Diluire tutte le soluzioni con soluzione salina. <ol><li> Nel caso di una sostanza abbondante, riempire con una siringa regolare e utilizzare le usuali tecniche precauzionali per evitare la formazione di bolle d&#39;aria. </li><li> Nel caso di sostanze più costose, utilizzare olio minerale per riempire il injectrode e l&#39;agente chimico può quindi essere introdotto tramite aspirazione. Poiché la differenza di densità tra l&#39;olio minerale e l&#39;acqua è relativamente elevata, questa sostanza è un buon candidato per l&#39;iniezione di soluzioni acquose. NOTA: Un colorante può essere aggiunto per confermare la separazione tra i due liquidi. </li></ol></li><li> Per riempire la pipetta di iniezione, riempire una siringa da 1 ml con la soluzione per aspirazione e poi iniettare lentamente la soluzionenella pipetta di iniezione. </li><li> Prestare attenzione per perdite in regioni indicate in figura 1 con tampone queste aree pulite e osservando perdite iniettando ulteriormente la soluzione lentamente con la siringa. </li><li> Rimuovere la siringa da 1 ml. Nel fare così, essere sicuri di mantenere una leggera pressione sullo stantuffo in modo che il vuoto non rimuove la soluzione dalla pipetta iniezione. </li><li> Riempire la microsiringa con olio minerale tramite aspirazione e fissarlo saldamente alla pipetta di iniezione riempita, poi pulire attentamente tutta la soluzione in eccesso dalla injectrode assemblato con una garza. </li><li> Verificare che la punta non è bloccato iniettando un volume molto piccolo, abbastanza per vedere una piccola goccia formando sulla punta della pipetta di vetro. </li><li> Montare il injectrode sul sistema micropompa e assicurarsi che sia ben fissata. </li><li> Posizionare accuratamente la punta injectrode alle coordinate di destinazione e abbassare la punta alla superficie della corteccia. </li><li> Abbassare lentamente il injectrODE usando l&#39;apparato stereotassico alla struttura di destinazione (collicolo superiore in questo caso) utilizzando gli appositi coordinate anatomiche. </li><li> Coprire la corteccia esposta con agar calda per prevenire l&#39;essiccamento dei tessuti. </li></ol> 4. Iniezione e inattivazione reversibile <ol><li> Impostare la pompa microiniezione di iniettare 400-800 nl a 40 nl / min e premere Esegui per avviare l&#39;iniezione. Si noti che il tasso di picco mostrerà riduzione durante l&#39;iniezione. NOTA: Nel setup sperimentale, l&#39;attività neurale recuperato nel giro di un&#39;ora dopo la fine della consegna GABA. Qualsiasi dispositivo meccanico tarato può essere usato per applicare pressione sulla siringa microiniezione per condurre l&#39;iniezione. </li><li> Dopo l&#39;acquisizione dei dati elettrofisiologici, eutanasia con un metodo approvato dalla locale Comunità etico degli animali. </li></ol>

<ol><li>Martin, J. H., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+inactivation+in+the+analysis+of+the+central+control+of+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Pharmacological inactivation in the analysis of the central control of movement.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 145-159 (1999).</li>
<li>Ponce, C. R., Hunter, J. N., Pack, C. C., Lomber, S. G., Born, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+indirect+pathways+to+visual+response+properties+in+macaque+middle+temporal+area+MT%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+Of+Neuroscience+The+Official+Journal+Of+The+Society+For+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Contributions of indirect pathways to visual response properties in macaque middle temporal area MT.</a> The Journal Of Neuroscience The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (10), 3894-3903 (2011).</li>
<li>Lomber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+advantages+and+limitations+of+permanent+or+reversible+deactivation+techniques+in+the+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 109-117 (1999).</li>
<li>Malpeli, J., Schiller, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 1 (2), 143-151 (1979).</li>
<li>Lomber, S. G., Payne, B. R., Horel, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cryoloop%3A+an+adaptable+reversible+cooling+deactivation+method+for+behavioral+or+electrophysiological+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The cryoloop: an adaptable reversible cooling deactivation method for behavioral or electrophysiological assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 179-194 (1999).</li>
<li>Gonzalez-Perez, O., Guerrero-Cazares, H., Quiñones-Hinojosa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+deep+brain+structures+with+microinjections+for+delivery+of+drugs%2C+viral+vectors%2C+or+cell+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Targeting of deep brain structures with microinjections for delivery of drugs, viral vectors, or cell transplants.</a> Journal Of Visualized Experiments. (46), (2010).</li>
<li>Hupé, J., Chouvet, G., Bullier, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+temporal+parameters+of+cortical+inactivation+by+GABA%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Spatial and temporal parameters of cortical inactivation by GABA.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 129-143 (1999).</li>
<li>Casanova, C., McKinley, P., Molotchnikofff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsiveness+of+Reorganized+Primary+Somatosensory+%28SI%29+Cortex+after+Local+Inactivation+of+Normal+SI+Cortex+in+Chronic+Spinal+Cats%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+Motor+Research%22%5BJournal%5D)">Responsiveness of Reorganized Primary Somatosensory (SI) Cortex after Local Inactivation of Normal SI Cortex in Chronic Spinal Cats.</a> Somatosensory & Motor Research. 8 (1), 65-76 (1991).</li>
<li>Malpeli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 119-128 (1999).</li>
<li>Minville, K., Casanova, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+frequency+processing+in+posteromedial+lateral+suprasylvian+cortex+does+not+depend+on+the+projections+from+the+striate-recipient+zone+of+the+cat%E2%80%99s+lateral+posterior-pulvinar+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spatial frequency processing in posteromedial lateral suprasylvian cortex does not depend on the projections from the striate-recipient zone of the cat’s lateral posterior-pulvinar complex.</a> Neuroscience. 84 (3), 699-711 (1998).</li>
<li>Diao, Y., Wang, Y., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+the+binocular+visual+field+in+the+superior+colliculus+of+the+albino+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Representation of the binocular visual field in the superior colliculus of the albino rat.</a> Experimental Brain Research. 52 (1), 67-72 (1983).</li>
</ol>

Non abbiamo nulla da rivelare.

Il protocollo proposto è stato progettato per risolvere le sfide poste dagli attuali metodi di inattivazione reversibile. In particolare, questo progetto mira a perfezionare i metodi utilizzati per microiniezioni chimiche delle sostanze che modulano l&#39;attività neurale, in particolare nelle strutture cerebrali profonde. Una sfida tecnica emergente da questo tipo di configurazione è la necessità per entrambe le sonde da colocalized nello stesso spazio ristretto in vivo al fine di derivare registrazioni precis...

L&#39;inattivazione di aree corticali e nuclei sottocorticali è importante nello studio delle relazioni funzionali tra varie strutture cerebrali 2-4. La letteratura recente ha impiegato tecniche criogeniche chimica perdita-di-funzione o per studiare il ruolo delle strutture cerebrali 2,5. Per quanto riguarda microiniezioni farmacologiche, piccoli volumi di farmaci possono essere somministrati in una regione del cervello ad una velocità controllata, riducendo al minimo i danni collaterali al 6,7 tessuto circostante. Questa tecnica può essere usata per fornire agonisti specifici, agonisti inversi o antagonisti per studiare l&#39;effetto di differenti bersagli farmacologici sulla attività neuronale. Tali effetti possono essere studiati da cambiamenti nelle risposte neuronali provenienti da località lontane misura, consentendo ai ricercatori di studiare i rapporti tra diverse strutture corticali e subcorticali. Qui, dimostriamo l&#39;assemblaggio di un dispositivo, il injectrode, capace di both registrazione di segnali elettrofisiologici e consegna di piccole quantità di droga nel luogo di destinazione. Dimostriamo le capacità di questo sistema iniettando GABA, un inibitore comune di attività neuronale, nel ratto collicolo superiore. Questa regione è sensibile alla stimolazione visiva, che ci ha permesso di utilizzare l&#39;attività multiunit evocata visivamente per confermare la localizzazione injectrode. La reversibilità della inattivazione è stata valutata dalla ripresa della normale attività neuronale dopo la fine dell&#39;iniezione GABA. La possibilità di monitorare l&#39;attività multi-unit dal sito di iniezione consente la messa a punto dei tassi di iniezione e volumi necessari per ottenere la risposta farmacodinamica desiderato. Pertanto, un vantaggio di questa tecnica è il potenziale limitazione di danni ai tessuti causati da microperfusione, poiché i volumi efficaci piccoli vengono iniettati. Il protocollo proposto fornisce un metodo efficiente di costo per la generazione del necessar hardware monousoy per esperimenti che conducono in cui si desidera la consegna della droga e la registrazione dell&#39;attività neuronale locale.

<table><tbody><tr><td>Pompa di iniezione (UltraMicroPump III)</td><td>WPI</td><td></td><td></td></tr>#UMP3 <tr><td>Console di iniezione (Micro4 Controller)</td><td>WPI</td><td>#SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>Siringa</td><td>Hamilton Hamliton</td><td>(80301) 701LT 10 &; L</td><td>Siringhe SYR tra 5 e 10 &mu; l usato</td></tr><tr><td>Adesivo in plastica flessibile</td><td>Lepage</td><td>393915</td><td>La forma in gel è più facile da applicare sull'albero del 30&nbsp; G ago ipodermico che forma una tenuta impermeabile una volta asciutto.</td></tr><tr><td>Pipette in vetro</td><td>WPI</td><td>#TW100F-4</td><td>Parete sottile, 1&nbsp; mm diametro esterno, 0,75&nbsp; mm ID con pipette a filamento utilizzate</td></tr><tr><td>720 Needle Pipette Puller</td><td>Kopf</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Filo d'argento</td><td>A-M Systems, Inc.</td><td>782500</td><td>Nudo 0.010"</td></tr></tbody></table>

registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Qui si descrive un metodo per la costruzione di un mono-uso &quot;injectrode&quot; utilizzando parti commercialmente accessibili e convenienti. Un sistema di ispezione è stato sviluppato che consente l&#39;iniezione di un farmaco durante la registrazione di segnali elettrofisiologici dalla popolazione neuronale colpita. Questo metodo fornisce una semplice ed economica alternativa alle soluzioni commerciali. Una pipetta di vetro è stato modificato combinandolo con un ago ipodermico e un filamento d&#39;argento. Il injectrode è collegato a pompa Microsiringa commerciale per la somministrazione di farmaci. Ciò si traduce in una tecnica che fornisce feedback farmacodinamica tempo reale attraverso segnali extracellulari più unità provenienti dal sito di somministrazione di farmaci. Come un proof of concept, abbiamo registrato l&#39;attività neuronale del collicolo superiore suscitata da lampi di luce nei ratti, in concomitanza con la consegna di farmaci attraverso il injectrode. La capacità di registrazione injectrode permette la caratterizzazione funzionale del injsito ezione favorendo un controllo preciso sulla localizzazione del drug delivery. L&#39;applicazione di questo metodo si estende anche ben oltre ciò che è dimostrato qui, come la scelta di sostanza chimica caricato nel injectrode è vasta, tra cui tracciare i marcatori per esperimenti anatomici.

La costruzione del injectrode è illustrato in Figura 1. Un filo d&#39;argento (C) viene alimentato in una pipetta di vetro (D) con la porzione di filo e piegata sporge fuori dall&#39;apertura. Un ago 30 G (B) viene fissato e sigillato all&#39;apertura della pipetta di vetro con colla. Dopo la pipetta è stata riempita con la sostanza di iniezione, una siringa di vetro micro (A) è collegata all&#39;ago. È importante che vi sia una buona tenuta in cui il micro siringa collega con l&#39;ago (E) e dove il fi...

Qui, realizziamo una pipetta di vetro con una doppia funzione: inibizione delle strutture cerebrali profonde mediante microiniezioni di farmaci e monitoraggio in tempo reale dei loro effetti attraverso registrazioni elettrofisiologiche simultanee.

Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

L'obiettivo generale di questa procedura è costruire una sonda iniettabile economica per microiniettare neurotrasmettitori nel collicolo superiore del ratto mentre si monitora l'attività neuronale multiunitaria. Questo risultato si ottiene innanzitutto creando una pipetta di vetro utilizzando un capillare di vetro e un tiratore verticale per micropipette. Il secondo passaggio consiste nell'inserire un filo d'argento nel capillare, con un tratto di filo che sporge dall'estremità non affusolata.Successivamente, viene utilizzata una colla per creare un sigillo stretto tra la pipetta di vetro e un ago ipodermico. I passaggi finali consistono nel riempire la pipetta con una soluzione di GABA colorata di blu Chicago, collegata a una microsiringa riempita con olio minerale e fissata a un microiniettore. In definitiva, questa costruzione di un iniettore realizzato con componenti accessibili ed economici può essere utilizzata per inattivare strutture cerebrali profonde registrando l'attività neuronale dell'area inattivata prima, durante e dopo l'iniezione di un farmaco.Questo metodo presenta alcuni vantaggi rispetto ad altri metodi esistenti, come le impulsi di pressione basati su gas e i sistemi di iniezione fotica. Uno di questi è che si tratta di un metodo economico che consente un controllo basato sulla funzione del rilascio del farmaco, limitando così i danni ai tessuti causati da un'eccessiva iniezione. Un altro vantaggio offerto da questo sistema è la capacità combinata di registrazione, che permette un controllo efficace della componente temporale della deattivazione neuronale.Per preparare le pipette di iniezione per la registrazione, tirare innanzitutto una capillare lunga sette centimetri con un diametro esterno di un millimetro per un modello verticale cop. Sette 20 o unità simile. Impostare il riscaldatore su 18 e il solenoide su uno; successivamente, indossando guanti, rompere manualmente la punta per creare un'apertura e verificare al microscopio che il diametro interno sia compreso tra 30 e 40 micrometri.Misurare questo con il righello del mirino. Ciò produrrà un'impedenza relativamente bassa compresa tra 0,3 e 0,6 megaohm. Successivamente, dall'estremità non conica, inserire un filo d'argento nella pipetta per circa sette centimetri, lasciandone sporgere uno o due centimetri dall'estremità della pipetta.Piegare questo eccesso di filo metallico ortogonalmente rispetto alla capillare. Successivamente, prendere un ago ipodermico da 30 gauge e applicare un adesivo plastico flessibile sull'asta. Quindi inserire lentamente l'ago nella pipetta.Nella misura del possibile, aggiungere altro adesivo per creare un sigillo al giunto tra la pipetta e l'ago. Con la punta della pipetta rivolta verso l'alto, lasciare asciugare l'insieme per circa 12 ore.Dopo aver anestetizzato il ratto e posizionato nella struttura stereotassica, applicare un unguento oftalmico e rasare completamente la testa. Dopo aver applicato un anestetico locale e aver verificato il livello chirurgico di anestesia, procedere con l'incisione del cuoio capelluto lungo la linea mediana utilizzando una lama da bisturi numero 10. Ciò esporrà le suture coronale e sagittale.Quindi, utilizzando una spatola chirurgica, identificare i riferimenti anatomici Lambda e bgma. Regolare la posizione della testa in modo che questi punti di riferimento siano allineati sullo stesso piano orizzontale. Successivamente, azzerare un puntatore rigido e fine, come un tubo di vetro, sul bgma.Successivamente, regolare la posizione del tubo in una zona di interesse utilizzando le coordinate del bgma. Utilizzare il pennarello per disegnare un quadrato intorno all'area bersaglio per la craniotomia. Ora, con il trapano chirurgico sterilizzato, rimuovere lentamente l'osso lungo i segni.Cominciare utilizzando la minima pressione possibile e mantenere il trapano in movimento per evitare danni ai tessuti causati dal calore generato dall'attrito quando l'osso diventa sottile; rimuovere con attenzione la sezione quadrata utilizzando pinzette. La Dora MA non necessita di essere rimossa poiché l'iniezione la attraverserà comunque. Mantenere il cortex esposto irrorato con liquido cerebrospinale.Preparare l'iniettato riempiendo prima una siringa da cinque a dieci microlitri con olio minerale. Successivamente, preparare il farmaco di interesse con un colorante in soluzione salina fisiologica. Qui, lo sky blue di Chicago allo 0,5% viene mescolato con 300 micromolare di GABA.Ora riempire la pipetta di iniezione caricando prima una siringa da un millilitro con una soluzione preparata e poi utilizzando la siringa per caricare la pipetta. Quando si rimuove la siringa, mantenere una leggera pressione sul pistone, in modo che un vuoto non rimuova la soluzione dal canale di iniezione. Verificare la presenza di fuoriuscite di liquido in corrispondenza dei possibili punti di perdita.Asciugare qualsiasi liquido in eccesso e verificare nuovamente la presenza di perdite. Ora, collegare la siringa micros con olio minerale al canale di iniezione. Quindi, rimuovere qualsiasi soluzione in eccesso.Con garza. Controllare la punta dell'iniezione. Dovrebbe essere possibile far fluire piccole gocce di soluzione attraverso di essa; in caso contrario, è ostruita oppure montare ora con sicurezza l'iniettore su un sistema di micro-pompa.Quindi spostare la posizione della micropipetta di iniezione alle coordinate target e abbassare l'elettrodo fino al collicolo superiore, che può essere identificato mediante la registrazione dei potenziali evocati visivi. Durante l'abbassamento dell'elettrodo, applicare una leggera pressione positiva erogando un flusso ridotto di iniezione per evitare l'occlusione. Interrompere l'iniezione quando la struttura viene raggiunta.Dopo aver inserito l'ago, coprire la corteccia esposta con agar caldo per prevenire la disidratazione. Dopo il posizionamento finale dell'elettrodo, attendere 30 minuti per consentire la stabilizzazione del tessuto circostante l'elettrodo. Quindi iniettare da 400 a 800 nanolitri di soluzione a un ritmo di 40 nanolitri al minuto fino a quando non si osserva un'attivazione dell'attività neuronale nel collicolo superiore; durante l'iniezione della soluzione inibitoria, l'elettrodo dovrebbe mostrare una riduzione degli impulsi.I potenziali evocati visivi sono stati ottenuti nel collicolo superiore. Dopo un lampo di 300 millisecondi all'occhio controlaterale a seguito dell'iniezione di GABA, l'attività di scarica in risposta a uno stimolo luminoso è stata soppressa per 45-60 minuti. Durante questa procedura, è importante verificare la presenza di perdite durante il caricamento e assicurarsi che la soluzione del farmaco fluisca liberamente attraverso la punta di iniezione.

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Neuroscienze

Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

La procedura è descritta per manipolare l'attività dei neuroni cerebrali corticali piramidali optogenetically mentre l'elettroencefalogramma, elettromiogramma, e cerebrale concentrazione di lattato sono monitorati. Registrazioni sperimentali vengono eseguite su cavo-frenati topi, mentre subiscono spontanee sonno / veglia cicli. Optogenetic apparecchiatura è assemblata nel nostro laboratorio, apparecchi registrazione è commercialmente disponibile.

Elettroencefalografia simultanea, in tempo reale misura della concentrazione di lattato e la manipolazione Optogenetic di attività neuronale nella corteccia cerebrale Rodentia

Questo protocollo delinea l'assemblaggio e l'uso di un iniettore per la somministrazione precisa di farmaci in regioni cerebrali mirate di un ratto anestetizzato, seguito dal monitoraggio dell'attività neuronale attraverso segnali elettrici registrati.

Microiniezione di farmaci con registrazione elettrofisiologica in un cervello di ratto

Questo video mostra la procedura dettagliata per preparare un ratto anestetizzato per registrazioni elettrofisiologiche dell'attività cerebrale da più siti. Il cuoio capelluto viene sezionato per accedere al cranio e vengono praticati dei fori in punti precisi per installare e fissare gli elettrodi. Gli elettrodi a microfilo di tungsteno vengono quindi inseriti nella posizione mirata per registrare i dati.

Registrazioni elettrofisiologiche in vivo di attività cerebrali da più siti nei ratti

Il video mostra la registrazione elettrofisiologica simultanea da più regioni cerebrali in un ratto utilizzando un array di micro-drive integrativo. Gli elettrodi di registrazione sono posizionati nel bulbo olfattivo, gli elettrodi di riferimento nella corteccia frontale e gli elettrodi array di micro-drive nell'ippocampo. Il ratto può foraggiare liberamente e la registrazione simultanea da tutti gli elettrodi impiantati viene registrata utilizzando l'array.

Un metodo di array di micro-drive per la registrazione elettrofisiologica da più regioni cerebrali

Questo video mostra la procedura per le registrazioni simultanee di elettroencefalografia co-localizzata (EEG) e potenziali di campo locale (LFP) in un ratto anestetizzato. Il processo prevede la preparazione del ratto e l'applicazione di elettrodi stimolanti ai suoi cuscinetti di baffi. Un elettrodo a ragno EEG viene posizionato sul cranio del ratto per le misurazioni EEG di superficie. Allo stesso tempo, un microelettrodo multicanale viene inserito in una specifica regione del cervello...

Registrazioni elettroencefalografiche concomitanti e di potenziale di campo locale in un ratto anestetizzato

Fonte: Lai, J., et al. Registrazione elettrofisiologica simultanea e microiniezioni di agenti inibitori nel cervello dei roditori. J. Vis. Exp. (2015)Questo video mostra una tecnica basata su microiniezione per la registrazione e l'inibizione neuronale simultanea nel collicolo superiore del ratto. La procedura prevede il targeting stereotassico, la perforazione del cranio e l'inserimento di un iniettore, che rilascia un neurotrasmettitore inibitorio durante la registrazione dell'attività...

Inibizione dell'attività neuronale e sua rilevazione mediante elettrofisiologia in un ratto

Presentiamo metodi per la costruzione di elettrodi per registrare simultaneamente l'attività neurale extracellulare e rilasciare più sostanze neuroattive in prossimità dei siti di registrazione nei topi svegli. Questa tecnica consente l'analisi dettagliata di input sinaptici locali putativi al neurone di interesse.

Extracellulare La registrazione di un neurone attività combinata con Microiontophoretic applicazione di sostanze neuroattivi nei topi Awake

Questo protocollo descrive un metodo semplice per la registrazione simultanea di co-localizzato l'elettroencefalografia (EEG) e multi-laminare locale campo potenziale in un ratto anestetizzato. Un foro della bava nel cranio per l'inserimento di un microelettrodo è indicato per produrre distorsione trascurabile del segnale EEG.

Registrazione simultanea di co-localizzato elettroencefalografia e potenziali di campo locale nel roditore

Vi illustriamo come eseguire registrazione ed elettrica modulazione di attività epileptiform indotta da 4-aminopyridine in fettine di cervello del roditore utilizzando matrici microelettrodo. Una camera di registrazione personalizzata mantiene la vitalità del tessuto durante prolungate sessioni sperimentali. Live mapping di elettrodo e selezione di coppie stimolante sono eseguite da un'interfaccia di utente grafica personalizzata.

Registrazione e modulazione di attività Epileptiform in fettine di cervello del roditore accoppiate a matrici di microelettrodi

Vi presentiamo un sistema di microinierode progettato per l'elettrofisiologia e la somministrazione assistita di sonde sperimentali (ad esempio, nanosensori, microelettrodi), con infusione di farmaci opzionali. I componenti microfluidici ampiamente disponibili sono accoppiati a una cannula contenente la sonda. È incluso un protocollo passo-passo per la costruzione di microinierode, con risultati durante l'infusione di muscimolo nella corteccia macaca.

Sistema di microinietatra per l'infusione combinata di farmaci e l'elettrofisiologia

Impara a costruire una pipetta bifunzionale per microiniezioni di neurotrasmettitori e registrazioni elettrofisiologiche simultanee nel collicolo superiore del ratto. Questo metodo economico permette di inattivare strutture cerebrali profonde monitorando l'attività neuronale in tempo reale.

Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

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