Name: Tensione e Calcio mappatura ottica a doppio canale di Colta HL-1 atriale miociti monostrato (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Impara la mappatura ottica a doppio canale di tensione e calcio in monostrati di miociti atriali HL-1. Questo metodo consente la visualizzazione simultanea dei segnali elettrici e del calcio per studiare l'elettrofisiologia cardiaca.

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Vorremmo ringraziare il Dott Claycomb per la fornitura di cellule HL-1 e protocollo dettagliato di manutenzione. Vorremmo anche ringraziare la signora Elena Carrillo e il Dr. Seth Robia per la loro assistenza con la generazione di film cellulare e Mr. Pete Caron per la sua assistenza con fare alcuni accessori per il nostro sistema duale mappatura ottica del canale. Questo lavoro è stato sostenuto da American Heart Association (10GRNT3770030 &amp; 12GRNT12050478 a XA), National Institutes of Health (HL113640 a XA), e Loyola University Development Fund Research (a XA).

1. Soluzione Preparazione <ol><li> Soluzione noradrenalina (NP) <ol><li> Sciogliere 40 mg di NP in 25 ml di 30 mM acido ascorbico (0,1475 g di acido ascorbico in 25 ml di Milli-Q (MQ) acqua depurata. Evitare l&#39;esposizione alla luce diretta durante la preparazione della soluzione perché noradrenalina (NP) è sensibile alla luce. </li><li> Filtrare la soluzione NP con un filtro a siringa da 0,22 micron. Aliquota della soluzione in 1 ml microtubi sterile e conservare a -20 ° C. Una volta congelato, NP è stabile per un mese. </li></ol></li><li> Integrata Lavare e Final Claycomb supporti <ol><li> Iniziare con 43,5 ml di Claycomb medio e integrare con 5 ml di siero bovino fetale (FBS), 0,5 ml di penicillina / streptomicina, 0,5 ml di NP e 1: 100 diluito L-Glutammina fare 50 ml di mezzo finale Claycomb integrato. Evitare l&#39;esposizione alla luce diretta durante la preparazione della soluzione perché Claycomb mezzo è sensibile alla luce. </li><li> Preparare il supporto Lavare Claycomb utilizzando la stessa ricetta del supsere realizzata Claycomb media tranne aggiungere 5% FBS e omettere la NP e componenti L-glutammina. NOTA: I media finale e Wash Claycomb integrati sono buoni per due settimane se conservato a 4 ° C senza l&#39;esposizione alla luce diretta. </li></ol></li><li> Soia soluzione inibitorio tripsina <ol><li> Sciogliere 25 mg di inibitore della tripsina di soia in 100 ml di tampone fosfato salino Ca-free e Mg-libera di Dulbecco (PBS). </li><li> Filtrare la soluzione con un filtro a siringa da 0,22 micron. NOTA: La soluzione sterilizzata è stabile per un mese se conservato a 4 ° C. </li></ol></li><li> Gelatina / fibronectina soluzione di rivestimento piatto <ol><li> Sciogliere 0.1 g di gelatina in 500 ml di acqua per fare MQ 0,02% di gelatina. </li><li> Autoclave, quindi diluire 1 ml di fibronectina in 199 ml di 0,02% gelatina e mescolare delicatamente. </li><li> Aliquota 6 ml di soluzione di gelatina in tubi separati e conservare a -20 ° C. </li></ol></li><li> Soluzione Salt Hanks &#39; <ol><li> Utilizzando scalporepiastra, sciogliere i seguenti sali in acqua MQ (mmol / L), NaCl (136,9), KCl (5,366), KH 2 PO 4 (0,4409), NaH 2 PO 4 (0.4000), MgSO 4 (0,8142), D-Glc (5,051), NaHCO 3 (4.162), HEPES (5,042), CaCl 2 (1.261). </li></ol></li><li> Soluzione di calcio di colorante sensibile (Rhod2) <ol><li> Diluire 1 mg di polvere secca Rhod2 in 400 ml di 20% Pluronic F-127 in DMSO per fare un Rhod2 colorante soluzione madre e conservare a -20 ° C. </li><li> Diluire questa soluzione 1: 1000 con la soluzione Salt Hanks &#39;per ottenere una soluzione di lavoro finale prima di iniziare l&#39;esperimento. </li></ol></li><li> Soluzione Tensione dye sensibili (Rh237) <ol><li> Diluire 5 mg di Rh237 con 2 ml di DMSO per rendere soluzione stock e conservare a -20 ° C. Diluire soluzione madre 1: 1000 con la soluzione Salt Hanks &#39;per fare una soluzione di lavoro finale prima di iniziare l&#39;esperimento. </li></ol></li></ol> &amp; #160; NOTA: 1-4 soluzioni sono basate sul HL-1 protocollo coltura cellulare Claycomb con lievi modifiche. 2. Passaging e Coltura HL-1 atriale miociti su vetrini NOTA: Le cellule HL-1 possono essere ottenuti dal Dr. Claycomb (Louisiana State University). <ol><li> Grow HL-1 le cellule in fiasche T25 e mangimi con 5 ml di integrazioni Claycomb media quotidiana. Passage le cellule T25 flaconi ogni cinque giorni secondo la HL-1 protocollo coltura cellulare Claycomb (descritto di seguito) 10. </li><li> Coprioggetto tondo Luogo (diametro 20 mm) in 12 pozzetti piastre di coltura 24 ore prima che le cellule del pallone T25 sono completamente confluenti e pronto per essere diversi passaggi, e quindi coprire i vetrini con gelatina / fibronectina notte a 37 ° C. </li><li> Il prossimo giorno, aspirare e scartare la gelatina / fibronectina dalle piastre di coltura e di sostituirlo con 1,5 ml di integrare media finale Claycomb in ogni pozzetto. </li><li> Cellule Spalato da una cultur T25e pallone dopo aver raggiunto piena confluenza al giorno 5. Aspirare il mezzo dal pallone T25 contenente la cultura confluenti e sciacquare la cultura brevemente con PBS a 37 ° C. </li><li> Aspirare PBS e aggiungere 3 ml di 0,05% tripsina / EDTA a 37 ° C pipettando la tripsina / EDTA sul fondo del pallone T25 per evitare il contatto diretto con le cellule. Incubare a 37 ° C per 1 min. </li><li> Rimuovere tripsina / EDTA tramite aspirazione e aggiungere un altro 1,3 ml di tripsina / EDTA per bombola T25. Incubare a temperatura ambiente per 1 min. Esaminare al microscopio e se le cellule sono ancora attaccate al pallone, toccare per rimuovere completamente le cellule rimanenti. </li><li> Aggiungere 1,3 ml di inibitore della tripsina di soia per le cellule e le cellule di trasferimento del pallone in un tubo da centrifuga da 15 ml. Lavare il pallone vuoto con 5 ml di Wash Claycomb media. Aggiungere il risciacquo delle cellule nella provetta da centrifuga da 15 ml. Centrifugare a 500 g per 5 min. </li><li> Dopo centrifugazione, aspirare il surnatante e delicatamente risospendere il pellet cellularein 6 ml di mezzo integrato finale Claycomb. </li><li> Seme ciascun pozzetto di una piastra 12 pozzetti con 0,5 ml di sospensione cellulare da passaging cellulare. Alimentare le cellule con fresca INTEGRAZIONI media finale Claycomb quotidiana. NOTA: Strettamente monitorare la crescita delle cellule, tipicamente i monostrati cellulari raggiungere stato confluenti il ​​giorno 4 e le attività spontanee rimangono visibili. Poi, il monostrato colta sarà pronto per la mappatura ottica giorno 4-5. </li></ol> 3. Caricamento di calcio e di tensione coloranti sensibili alle cellule <ol><li> Per gli studi di mappatura ottica, rimuovere delicatamente il vetrino dalla piastra di coltura cellulare 12-bene e risciacquare con la soluzione Salt Hanks &#39;. </li><li> Per colorare le cellule con Ca colorante sensibile Rhod2, incubare il monostrato di cellule sul vetrino con 3 ml della ossigenato (gorgogliare con 5% di CO 2/95% O 2 gas) soluzione Rhod2 lavorare a 37 ° C a bagnomaria per 30 min . </li><li> Per colorare le cellule con V m colorante sensibiliRh237, immergere il Rhod2 caricata monostrato cellulare in 3 ml di soluzione di lavoro Rh237 ossigenata a 37 ° C in un bagno d&#39;acqua per altri 15 min. </li></ol> Mappatura 4. Dual Channel Optical <ol><li> Posizionare il monostrato cellulare, che è doppio macchiato con V m e coloranti Ca, in una camera di circolazione su un microscopio a fluorescenza invertito. Utilizzare un sistema di circolazione riscaldata per mantenere la temperatura della camera di cella a 35 ± 1 ° C. Controllare accuratamente la temperatura del perfusato regolando la velocità del flusso che circola attraverso la camera per evitare un gradiente di più di 0,3 ° C attraverso la camera. <ol><li> Prima di registrare V m / segnali Ca, lavare il monostrato cellulare con la soluzione Hanks fresco per circa 5 minuti per eliminare il colorante residuo dalle operazioni di colorazione precedenti. </li></ol></li><li> Pace monostrati cellulari sano utilizzando un elettrodo bipolare costituito da una pipetta di vetro riempita con una soluzione di Salt Hanks &#39;e silver fili avvolti intorno alla punta della pipetta come descritto in precedenza 12,17. </li><li> Pace monostrati di cellule sane in una durata del ciclo di 200-500 msec e polso larghezza di 2 ms, che prevedono una soglia di stimolazione a circa 1 mV. NOTA: per ogni lotto di monostrati coltivate, almeno due monostrati non trattati devono essere utilizzati per verificare la condizione del lotto cella. Monostrati di controllo sani dovrebbero essere in grado di essere catturato da una stimolazione elettrica a durata del ciclo di 200-500 msec. Se i monostrati di controllo non riescono a essere elettricamente ritmo, questo suggerisce che l&#39;intero lotto delle cellule non può essere adatto per esperimenti di mappatura ottica. </li><li> Per eccitare sia V m e Ca coloranti sensibili, utilizzare una sorgente di luce LED (520 nm) accoppiato con un filtro di eccitazione (510 nm / 40) e uno specchio dicroico (561 nm). <ol><li> Raccogliere i segnali fluorescenti emessi dalle cellule mediante un obiettivo 40X e split con uno specchio dicroico (594 nm) in un componente V m ed una componente Ca.Filtrare la luce emessa nel canale m V con un filtro passaggio lungo (700 nm) e la luce emessa nel canale Ca con un filtro passa banda (585/40 nm). </li><li> Raccogliere la luce fluorescente filtrata con due telecamere CCD (80 x 80 pixel, 1.000 fps; redshirt Imaging). </li><li> Per evitare dye photobleaching, effettuare registrazioni per meno di 2 secondi su ogni campo di vista di limitare il tempo di esposizione alla luce. Qui, l&#39;immagine tipicamente quattro aree diverse per ogni monostrato. </li></ol></li></ol> 5. Elaborazione dati di V mo Ca Recordings <ol><li> Per entrambi V m e segnali Ca (80 x 80 pixel), la media dei valori di intensità di venticinque (5 x 5) confinanti pixel in un valore di intensità in diversi momenti della registrazione per ridurre il rumore di fondo. NOTA: Dopo la media dei dati, ogni punto del tempo di registrazione di un potenziale d&#39;azione individuale o Ca transitoria produce una matrice di dati contenente 16 x 16 in media valori di intensità (mediacanali dati) con una risoluzione spaziale di 50 micron. </li><li> Definire tempo di attivazione (AT) di registrazione V m o segnali Ca. <ol><li> Per definire un tempo di attivazione (AT) di un potenziale d&#39;azione singola o Ca transitorio, determinare il tempo del 50% di ampiezza di picco V mo segnali Ca utilizzando un algoritmo basato su MATLAB misura come precedentemente descritto. 12 </li><li> Revisionare manualmente l&#39;ATS analizzato per eliminare eventuali errori che possono verificarsi durante l&#39;analisi del programma. </li><li> Conservare la definita AT matrice (16 x 16 in media i canali di dati) del potenziale d&#39;azione registrata e transitori di calcio, rispettivamente, nel software utilizzato. </li></ol></li><li> Calcola potenziale d&#39;azione o di calcio transitori velocità di conduzione (CV) vettori sulla matrice AT utilizzando il metodo di analisi campo vettoriale, come descritto in precedenza, con piccole modifiche 12,18. <ol><li> Calcolare il vettore CV di un canale dati relativi al suo circostante AT punti dati (5 ×; 5 vicina media canali dati) per simulare una superficie polinomiale liscia di tempi di attivazione (AT superficie) utilizzando un algoritmo di minimi quadrati all&#39;interno del programma MATLAB 12,18. </li><li> Calcolare la conduzione di vettore utilizzando le formule seguenti Formula 1: <img alt="Equazione 1" fo:content-width="1.5in" src="/files/ftp_upload/52542/52542eq1.jpg" /> Formula 2: θ = arctan [(dy / dT) / (dx / dT)] NOTA: Ve è un vettore CV proiettata a xey assi; dx / dt è la proiezione del vettore CV in asse x; dy / dt è la proiezione del vettore CV in asse y. T è la superficie AT; x, y riferiscono alla 2-D coordinate; T x = ∂T / ∂x è la derivata parziale di T rispetto ax; T y = ∂T / ∂y è la derivata parziale di T rispetto a y; θ è la direzione finale di un vettore CV. </li><li> Gruppo tutti i vettori della matrice AT in 36 percorsi, ciascuno dei quali copre un settore di dieci gradi sulla bussola. &lt;/ Li&gt; <li> Selezionare il percorso che contiene la più grande popolazione dei vettori CV tra le 36 vie di conduzione. Calcolare il CV medio di questa via per rappresentare il CV del monostrato. </li></ol></li></ol> 6. Visualizzazione della propagazione delle onde anteriore <ol><li> Normalizzare l&#39;intensità di un potenziale d&#39;azione individuale o Ca transitoria a differenti tempi di registrazione relativi al suo valore di picco utilizzando il software MATLAB segnale. </li><li> Temporaneamente memorizzare i dati di intensità normalizzate di ogni punto di tempo registrato in una matrice di 16 x 16 intensità nel software MATLAB utilizzato. </li><li> Costruire una mappa di intensità codice colore dalla matrice intensità memorizzato di ogni punto di tempo di registrazione utilizzando la funzione surf.m. NOTA: Nella mappa intensità, rosso rappresenta elevata intensità del V mo segnali Ca, e blu riflette bassa intensità dei segnali di fluorescenza. </li><li> Creare un file .avi utilizzando la funzione avifile.m. </li><li> Salva tutto l&#39;imappe ntensity in diversi momenti della registrazione del potenziale d&#39;azione o Ca transitoria con la funzione addframe.m. NOTA: A questo punto, verranno generati due file avi separati di V m e Ca propagazione. </li></ol>

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Nessun conflitto di interessi dichiarato.

Questo articolo descrive gli aspetti chiave della mappatura ottica in una colta HL-1 atriale myocyte monostrato colorati con coloranti fluorescenti sensibili di calcio e di tensione. Esso comprende coltura un ottimo HL-1 monostrato cellulare, l&#39;installazione delle apparecchiature di mappatura, mappando un monostrato colta, e l&#39;analisi dei dati. Per mappare con successo cellule in coltura, la chiave è quello di preparare un monostrato cellulare uniformemente distribuito. Quando la sem...

Un calcio unico (Ca) e la tensione (V m) doppia mappatura ottica del canale tecnica 1-5 sta emergendo come uno strumento efficace per registrare simultaneamente i segnali V m e Ca sia cuori intatti e monostrati di cellule in coltura. Questa tecnica permette di ottenere informazioni potenti sul rapporto tra transienti di calcio e potenziali di azione per meglio comprendere i meccanismi elettrofisiologici sottostanti di aritmie cardiache. Monostrati di cellule in coltura hanno dimostrato di essere un modello cellulare utile per studiare elettrofisiologia cardiaca e il meccanismo alla base di aritmie. 4,6-8 HL-1 le cellule sono una linea di cultura myocyte atriale ben caratterizzato. Cellule HL-1 mantengono anche un genotipo e fenotipo differenziato in modo univoco che include morfologica, elettrofisiologico, e le caratteristiche farmacologiche di miociti atriali adulti. Queste cellule esprimono geni e proteine ​​cardiache, tra cui important canali ionici cardiaci (ie, L- e canali del calcio di tipo T) 9 e isoforme maturi di proteine ​​contrattili sarcomeriche normalmente presenti nei miociti atriali adulti come gli altri e ci hanno già segnalato. 10-13 Inoltre, HL-1 le cellule possono essere colta per formare un 2-dimensionale (2-D) miociti monostrato. Così, i vantaggi dell&#39;utilizzo di colture monostrato HL-1 sono: 1) il costo relativamente più basso e più facile da mantenere una linea di cultura miociti di isolare e coltura miociti neonatali primarie; 2) un monostrato confluente di cellule riduce la complessità strutturale che derivano dalla struttura 3-D del cuore; 3) un monostrato di cellule in grado di eliminare l&#39;interferenza della fibrosi interstiziale che si verifica nel cuore intatta. Questo può essere utilizzato per analizzare specifiche funzioni elettrofisiologiche di un gruppo di miociti senza interferenze di fibroblasti e matrice interstiziale; 4) valutazione delle conseguenze funzionali di manipolazione farmacologica o genetica in culmonostrati cellulari turati possono essere efficacemente raggiunti. Pertanto, HL-1 le cellule sono diventate un modello cellulare ampiamente utilizzato per studiare diversi aspetti della fisiologia miociti e attività elettriche anormali stimolazione indotta. 13-16 Tuttavia, la gestione e la cura speciale è richiesto per la cultura monostrati di cellule sane che rispondono a esterni La stimolazione elettrica per gli studi di mappatura ottica. Inoltre, la doppia procedura di tintura colorazione fluorescente potrebbe facilmente danneggiare l&#39;integrità della coltura monostrati di cellule confluenti. Pertanto, l&#39;esecuzione di V m / CA a doppio canale di mappatura ottica in coltura HL-1 monolayers è stata una grande sfida. L&#39;obiettivo di questo metodo è quello di fornire i passaggi chiave per l&#39;esecuzione con successo doppia mappatura ottica del canale in coltura HL-1 monostrati. Qui abbiamo fornito ampi dettagli su un protocollo ottimizzato per la preparazione monostrato HL-1 cellule, doppia mappatura ottica canale di un monostrato di cellule in coltura, e l&#39;elaborazione dei dati di mappatura.

<table><tbody><tr><td>Rhod2 polvere secca</td><td>AAT Bioquest</td><td>21062</td><td></td></tr><tr><td>pluronico</td><td>AAT Bioquest</td><td>20050</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>276855</td><td></td></tr><tr><td>Rh237</td><td>Invitrogen</td><td>S-1109</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>P0662</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4</td><td>Sigma</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucosio</td><td>Sigma</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>C3881</td><td></td></tr><tr><td>HEPE</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td></td></tr></tbody></table>

tensione e calcio mappatura ottica a doppio canale di colta hl-1 atriale miociti monostrato

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Mappatura ottico ha dimostrato di essere una tecnica utile per rilevare l&#39;attività elettrica cardiaca sia cuori intatta ex vivo e in monostrati miociti in coltura. Cellule HL-1 sono stati ampiamente utilizzati come un modello cellulare 2-dimensionale per studiare diversi aspetti della fisiologia cardiaca. Tuttavia, è stata una grande sfida per la mappa otticamente calcio (Ca) transienti e potenziali d&#39;azione contemporaneamente dallo stesso campo visivo in una colta HL-1 monostrato cellulare atriale. Questo perché è necessario trattamento e la cura speciale per preparare le cellule sane che possono essere catturati elettricamente e otticamente mappate. Pertanto, abbiamo sviluppato un protocollo di lavoro ottimale per la doppia mappatura ottica del canale. In questo manoscritto, abbiamo descritto in dettaglio come eseguire l&#39;esperimento di mappatura ottica doppio canale. Questo protocollo è uno strumento utile per migliorare la comprensione del potenziale d&#39;azione propagazione e cinetica Ca in sviluppo aritmia.

Un confluenti monostrato colto presenta un ritmo intrinseco regolare come dimostrato in Movie 1. Abbiamo quindi effettuato V m / Ca doppia mappatura ottica del canale in una completamente confluenti HL-1 monostrato. Figura 1A mostra esempi di tracce di V m e segnali Ca da una registrazione singola battere. Mappe isocrone rappresentativi di propagazione uniforme V m e segnali Ca utilizzando il sistema duale mappatura ottica canale sono mostrate nelle <str...

Questo articolo descrive la tecnica utilizzata per eseguire la mappatura ottica a doppio canale in monostrati di cellule atriali HL-1 in coltura. Questo protocollo unico consente la visualizzazione simultanea dell'attività del calcio (Ca) e del voltaggio (Vm) nella stessa area per il rilevamento e l'analisi dettagliati delle proprietà elettrofisiologiche dei monostrati di coltura.

Tensione e Calcio mappatura ottica a doppio canale di Colta HL-1 atriale miociti monostrato

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

L'obiettivo generale di questa procedura è mappare simultaneamente i potenziali transmembrana e i transitori di calcio in monocapati atriali HL uno carichi di coloranti per il calcio e per il voltaggio. Questo viene ottenuto innanzitutto coltivando le cellule HL uno su un cover slip fino a raggiungere una densità confluenza adeguata. Il secondo passaggio consiste nel caricare nei cellule i coloranti sensibili al calcio e al voltaggio.Successivamente, il monolayer di HL viene stimolato con un elettrodo bipolare. L'ultimo passaggio consiste nel registrare i potenziali d'azione e i segnali transitori del calcio mediante microscopia a fluorescenza. Infine, i tracciati del potenziale d'azione e del transitorio del calcio possono essere compilati per mostrare la propagazione dei segnali attraverso il monolayer confluenziale nel tempo.Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo dell'elettrofisiologia cardiaca, ad esempio in che modo calcio, transitori e potenziali d'azione siano correlati. Nelle proprietà elettrofisiologiche di cellule HL-1 in coltura sottoposte a diversi trattamenti farmacologici, sebbene questo metodo possa fornire informazioni sui modell

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Questo articolo descrive le procedure di base per lo svolgimento di esperimenti di mappatura ottica nella Langendorff-perfuso cuore di coniglio con il sistema di imaging panoramico, e il doppio (tensione e calcio) modalità di imaging.

Multiparametrica mappatura ottica del Langendorff-perfuso Rabbit Heart

In questo documento i dettagli della procedura di dissezione, la configurazione strumentale, e delle condizioni sperimentali durante la mappatura ottica del potenziale transmembrana (Vm) e calcio intracellulare transitoria (CAT) in intatti Langendorff isolato perfuso cuori mouse.

Mappatura ottico dei potenziali d&#39;azione e transitori Calcio nel Cuore mouse

Descriviamo l'isolamento di miociti atriali umani, che possono essere utilizzati per Ca...

Isolamento dei miociti atriali umane per misure simultanee di Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transitori e correnti di membrana

Questo articolo viene descritto il protocollo dettagliato e le attrezzature necessarie per la mappatura ottica doppio di transmembrana potenziale (V m) e senza reticolo intra-sarcoplasmatico (SR) Ca 2+ nel cuore di coniglio Langendorff-perfusione. Questo metodo consente l'osservazione diretta e la quantificazione delle Vm e SR Ca 2+ dinamica nel cuore intatto.

Mappatura ottica di Intra-reticolo sarcoplasmatico Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; E transmembrana potenziale nel Rabbit Heart Langendorff-perfuso

Questo protocollo descrive la valutazione elettrofisiologica degli atrii murini che utilizza un sistema di mappatura ottico con un'alta risoluzione temporale e spaziale, tra cui registrazioni duale della tensione della membrana e Ca2 + transitoria sotto programmato stimolazione tramite un catetere elettrodo specializzato.

Valutazione elettrofisiologica di Atria murino con Mapping ottico ad alta risoluzione

Presentiamo la metodologia per l'isolamento dei miociti murini e come ottenere tracce di tensione o calcio contemporaneamente con tracce di accorciamento sarcomero utilizzando la fotometria a fluorescenza con misurazioni simultanee della geometria cellulare digitale.

Imaging ottico di miociti Murine Ventricolari isolati

Questo protocollo descrive la procedura per sezionare e coltivare fette cardiache umane per test preclinici sui farmaci e descrive in dettaglio l'uso della mappatura ottica per la registrazione simultanea della tensione transmembrana e dei segnali di calcio intracellulare da queste fette.

Valutazione elettrofisiologia cardiaca preclinica mediante mappatura ottica a doppia tensione e calcio delle fette cardiache di organitypica umana

Qui descriviamo l'acquisizione ottica e la caratterizzazione di potenziali d'azione da cardiomiociti derivati da cellule staminali pluripotenti indotte utilizzando un sistema di fotometria modulare ad alta velocità.

Misurazione del potenziale d'azione ottico a singola cellula in cardiomiociti derivati da cellule staminali pluripotenti indotte umane

I modelli murini consentono di studiare i meccanismi chiave dell'aritmogenesi. A tale scopo, sono necessari cardiomiociti di alta qualità per eseguire misurazioni patch-clamp. Qui viene descritto un metodo per isolare i miociti atriali e ventricolari murini tramite perfusione Langendorff a base di enzimi retrogradi, che consente misurazioni simultanee di transitori di calcio e corrente di calcio di tipo L.

Isolamento di miociti atriali e ventricolari murini di alta qualità per misurazioni simultanee di transitori Ca2+ e corrente di calcio di tipo L

Questo protocollo introduce la mappatura ottica a doppio colorante di cuori di topo ottenuti da animali wild-type e knock-in affetti da tachicardia ventricolare polimorfa catecolaminergica, comprese le misurazioni elettrofisiologiche del voltaggio transmembrana e dei transitori intracellulari di Ca2+ con un'elevata risoluzione temporale e spaziale.

Mappatura ottica a doppio colorante di cuori da topi knock-in RyR2R2474S di tachicardia ventricolare polimorfa catecolaminergica

Impara la mappatura ottica a doppio canale di tensione e calcio in monostrati di miociti atriali HL-1. Questo metodo consente la visualizzazione simultanea dei segnali elettrici e del calcio per studiare l'elettrofisiologia cardiaca.

Tensione e Calcio mappatura ottica a doppio canale di Colta HL-1 atriale miociti monostrato

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