Name: Uso di Chironomidae (Ditteri) pupa esuvie come Rapid Bioassessment protocollo per i corpi idrici-galleggiante Surface (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Scopri le tecniche per raccogliere e processare le esuvie di pupa galleggianti di Chironomidae per la valutazione della qualità dell'acqua. Questo metodo efficiente ed economico è applicabile in quasi tutti gli ambienti acquatici.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Il finanziamento per la composizione e la pubblicazione di questo documento è stato fornito attraverso molteplici sovvenzioni e contratti al Gruppo Chironomidi Research (LC Ferrington, Jr., PI), presso il Dipartimento di Entomologia presso l&#39;Università del Minnesota. Grazie a Nathan Roberts per la condivisione di fotografie di lavoro sul campo utilizzati come figure nel video associato con questo manoscritto.

1. Preparazione del campo di raccolta Supplies <ol><li> Determinare il numero di campioni SFPE che dovrebbero essere raccolti sulla base del disegno di studio e acquisiscono un vaso campione (ad esempio, 60 ml) per ciascun campione. </li><li> Preparare due etichette di data e località per ogni barattolo campione. Posizionare uno all&#39;interno e apporre l&#39;altra all&#39;esterno del vaso. Assicurarsi che ogni etichetta data e località contiene le seguenti informazioni: paese, stato, contea, città, corpo acqua, coordinate GPS, data e nome della persona (s) la raccolta del campione. </li><li> Raccogliere altri materiali e attrezzature (vedi Tabella di materiali specifici / Equipment) specifici. </li></ol> 2. Campo Collection <ol><li> Mantenere un vassoio larvale in una mano e un setaccio nell&#39;altra. Immergere il vassoio larvale in acqua dove SFPE accumulano (ad esempio, accumuli di schiuma, strappi, vegetazione emergente, detriti, indietro vortici, e lungo i bordi delle banche) (Figura 2A), permettono watehm, esuvie, e detriti per accedere al cassetto larvale, e versare questo materiale attraverso il setaccio. Se da un campionamento in un sistema lotico, inizia all&#39;estremità a valle della portata campione e funziona monte (Figura 2B). Se da un campionamento in un sistema lentico, cominciare dalla costa sottovento. <ol><li> Ripetere il passaggio 2.1 per 10 min (o come altrimenti definito per un regime di campionamento specifico) all&#39;interno di ogni portata campione predefinito (in genere 100-200 m di campioni raccolti dai flussi, ma dipende dalla superficie totale del sito di monitoraggio acquatico); spostarsi tra le aree di accumulo SFPE a seconda dei casi. </li></ol></li><li> Concentrare detriti in una zona del vaglio utilizzando uno spruzzatore riempito con l&#39;acqua del sito campione e trasferire accuratamente campione SFPE pre-etichettato vaso campione con l&#39;ausilio di una pinza e un flusso di etanolo da una spruzzetta. Riempire vaso campione con etanolo. </li><li> Ripetere i passaggi 2,1-2,2 per tutti i campioni. </li></ol> 3. Il campione Picking NOTA: Il resto di questo protocollo riguarda un SFPE sottocampione di 300 e può essere necessario modificare per altre dimensioni sottocampione. Vedere Bouchard e Ferrington di 9 linee guida subsampling e frequenza di campionamento per adattare i metodi SFPE per raggiungere gli obiettivi e le risorse di studio specifici. <ol><li> Assegnare un flaconcino 1-dram per ogni campione SFPE; preparare una etichetta con la data e località di inserire all&#39;interno di ogni flacone e riempire la fiala ¾ con etanolo. </li><li> Togliere il coperchio dal corrispondente barattolo campione e verificare la presenza di allegato esuvie pupa. Lavare delicatamente il contenuto fuori il coperchio su una piastra di Petri con uno spruzzatore pieno di etanolo. Individuare e rimuovere l&#39;etichetta dalla parte interna del vaso campione utilizzando una pinza e delicatamente lavare contenuti fuori l&#39;etichetta sulla piastra di Petri. Mettere da parte l&#39;etichetta. </li><li> Trasferire il contenuto del barattolo campione in un vassoio larvale, risciacquo con etanolo per garantire che non SFPE rimangono nel vaso del campione. Trasferire una parte del esuvie pupa, residovuta e etanolo dal vassoio al piatto Petri. Assicurarsi che il campione è coperto in etanolo. </li><li> Porre la capsula di Petri in un microscopio stereo. Sistematicamente eseguire la scansione del contenuto della capsula di Petri per esuvie pupa. Scegli tutto exuvie pupa dal piatto con pinze e posto nel flaconcino. Non raccogliere i campioni che sono rotti (ad esempio, non hanno almeno la metà del cefalotorace e addome), secchi, o compresso per evitare problemi di identificazione successive. NOTA: Identificazione di specie spesso richiede che l&#39;intero campione è presente, anche se in alcuni casi, l&#39;identificazione-livello di genere può essere possibile con campioni parziali. <ol><li> Piatto Swirl e scansione di ulteriori esuvie pupa, comprese quelle che potrebbero essere attaccato ai lati del piatto, così come, le piccole e traslucide campioni che potrebbero non essere essere rilevato inizialmente. Ripetere l&#39;operazione fino a quando due scansioni consecutive non rivelano ulteriori esuvie pupa. </li></ol></li><li> Ripetere i punti 3.3 e3.4 fino a quando sono stati raccolti tutti o 300 esuvie pupa. Quando 300 esuvie pupe sono state raccolte, ritorno il residuo della piastra di Petri al vassoio larvale e risciacquare la piastra di Petri con etanolo. Quindi, trasferire il residuo dal vassoio larvale al barattolo campione vuoto, aggiungere l&#39;etichetta data e località, e mettere il coperchio sul vaso. Conservare o smaltire residui secondo protocolli specifici di progetto. </li></ol> 4. Campione Ordinamento <ol><li> Versare tutto scelto exuviae pupa dal flaconcino etichettato in una capsula di Petri riempite con abbastanza etanolo a coprire solo i campioni. </li><li> Sotto un microscopio stereo, campioni separati in gruppi morfologici distinti (cioè, morphotaxa) e mettono ogni morphotaxon in separatamente una fiale etichettate riempiti 3/4 ° pieno con etanolo. <ol><li> Utilizzare caratteristiche morfologiche esterne per separare chironomidi morphotaxa. Ad esempio, dal cefalotorace, utilizzare differenze nella presenza, dimensione, forma, ecolorazione dei tubercoli cefaliche, verruche frontali, setole frontali e corno toracica. Dalla addome, utilizzare spine, hookrows, shagreen, setole, e contrafforti segmenti addominali, oltre ai lobi anali di separazione morphotaxa (Figura 4A). Vedi Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder e Reiss 27 per le descrizioni aggiuntive e le figure di caratteristiche morfologiche. </li><li> Utilizzare etanolo supplementare se i campioni cominciano ad asciugare. </li></ol></li></ol> 5. Far scorrere di montaggio <ol><li> Riempire un pozzetto di una piastra a più pozzetti per ogni morphotaxon con etanolo al 95%. <ol><li> Inserite molteplici rappresentazioni (ad esempio, il 25% del totale) di ogni morphotaxon da slitta montato in singoli pozzetti della piastra. Lasciare i campioni di sedersi in bene per almeno 10 minuti a disidratarsi a sufficienza. </li></ol></li><li> Diapositive Label con sito appropriato, di raccolta e di identificazione information (Figura 3). </li><li> Porre il vetrino sul microscopio stereo. NOTA: Un modello della slitta nastro alla fase è utile per il posizionamento coerente. </li><li> Mettere una goccia di Euparal sul vetrino; diffondere la Euparal modo che approssima la dimensione del coprioggetto. Usare una ventilazione adeguata quando si lavora con Euparal. NOTA: Utilizzare una ventilazione adeguata quando si lavora con Euparal. </li><li> Incorpora un rappresentante della prima morphotaxon nel Euparal con pinze. NOTA: per invalidare l&#39;eccesso di etanolo dal campione, utilizzando una pinza, toccare delicatamente campione sul laboratorio salviette prima di incorporarlo in Euparal. </li><li> Separare il cefalotorace dall&#39;addome con pinze punta fine e / o sonde dissezione (figura 4a). <ol><li> Dividere il cefalotorace lungo la sutura ecdysial (Figura 4B) e aprire il cefalotorace modo che i bordi di sutura sono su lati opposti (Figura 4C). </li><li> Orientare la cephalothorax modo che il lato ventrale è rivolto verso l&#39;alto (Figura 4C). </li><li> Posizionare il lato dorsale addome; posizionare immediatamente sotto il cefalotorace (Figura 4C). </li></ol></li><li> Inserire un coprioggetto sul campione. Tenere vetrino in un angolo, con un bordo di toccare la diapositiva e quindi abbassare lentamente e rilasciare il vetrino per ridurre la formazione di bolle d&#39;aria. Premere leggermente sul vetrino per appiattire il campione. </li><li> Ripetere i passaggi da 5.3 tramite 5.7 per tutti i campioni disidratati. </li></ol> 6. Genus Identificazione <ol><li> Determinare genere di esemplari montati scorrevoli usando un microscopio composto. Identificare i campioni al genere con i tasti e le diagnosi in Wiederholm 28 e Ferrington, et al. 5. Se necessario, confermare l&#39;identificazione a livello di famiglia utilizzando Ferrington, et al. 5. NOTA: Ci sono stati numerosi descrizioni generiche e revisioni da Wiederholm 28 e Ferrington,et al. 5, di conseguenza, questi tasti e diagnosi sono incomplete e devono essere completati con la letteratura primaria. </li></ol>

<ol><li>Southerland, M. T., Stribling, J. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSoutherland%2C+MT+%22Biological+Assessment+and+Criteria%3A+Tools+for+Water+Resource+Planning+and+Decision+Making%22">Biological Assessment and Criteria: Tools for Water Resource Planning and Decision Making</a>. Davis, W. S., Simon, T. P. , Lewis Publishers. 81-96 (1995).</li>
<li>Merritt, R. W., Cummins, K. W., Resh, V. H., Batzer, D. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMerritt%2C+RW+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. 15-37 (2008).</li>
<li>Ferrington, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Sediment+and+Stream+Water+Quality+in+a+Changing+Environment%3A+Trends+and+Explanation%22">Sediment and Stream Water Quality in a Changing Environment: Trends and Explanation</a>. , International Association of Hydrological Sciences Press. 181-190 (1991).</li>
<li>Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Freshwater+Animal+Diversity+Assessment+in+Hydrobiology%22">Freshwater Animal Diversity Assessment in Hydrobiology</a>. Balian, E. V., Lévêque, C., Segers, H., Martens, K. , Springer. Netherlands. 447-455 (2008).</li>
<li>Ferrington, L. C., Berg, M. B., Coffman, W. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th ed, Kendall/Hunt Publishing Company. 847-989 (2008).</li>
<li>Armitage, P. D., Cranston, P. S., Pinder, L. C. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aArmitage%2C+PD+%22The+Chironomidae%3A+Biology+and+Ecology+of+Non-Biting+Midges%22">The Chironomidae: Biology and Ecology of Non-Biting Midges</a>. 572, Chapman & Hall. (1995).</li>
<li>Coffman, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+Flow+in+a+Woodland+Stream+Ecosystem%3A+II.+The+Taxonomic+Composition+of+the+Chironomidae+as+Determined+by+the+Collection+of+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Archiv+fur+Hydrobiologie%22%5BJournal%5D)">Energy Flow in a Woodland Stream Ecosystem: II. The Taxonomic Composition of the Chironomidae as Determined by the Collection of Pupal Exuviae.</a> Archiv fur Hydrobiologie. 71, 281-322 (1973).</li>
<li>Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Proceedings of 18th International Symposium on Chironomidae on Fauna norvegica. Ekrem, T., Stur, E., Aagaard, K. 31, (2011).</li>
<li>Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effects+of+Subsampling+and+Sampling+Frequency+on+the+Use+of+Surface-Floating+Pupal+Exuviae+to+Measure+Chironomidae+%28Diptera%29+Communities+in+Wadeable+Temperate+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Monitoring+and+Assessment%22%5BJournal%5D)">The Effects of Subsampling and Sampling Frequency on the Use of Surface-Floating Pupal Exuviae to Measure Chironomidae (Diptera) Communities in Wadeable Temperate Streams.</a> Environmental Monitoring and Assessment. 181, 205-223 (2011).</li>
<li>Wilson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+Effect+of+Sewage+Effluent+on+the+Oxford+Canal+Using+Chironomid+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Water+and+Environment+Journal%22%5BJournal%5D)">Monitoring the Effect of Sewage Effluent on the Oxford Canal Using Chironomid Pupal Exuviae.</a> Water and Environment Journal. 8, 171-182 (1994).</li>
<li>Wentsel, R., McIntosh, A., McCafferty, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+the+Midge+Chironomus+tentans+when+Exposed+to+Heavy+Metal+Contaminated+Sediment%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Emergence of the Midge Chironomus tentans when Exposed to Heavy Metal Contaminated Sediment.</a> Hydrobiologia. 57, 195-196 (1978).</li>
<li>Thienemann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Das+Sammeln+von+Puppenh%C3%A4uten+der+Chironomiden.+Eine+Bitte+um+Mitarbeit%5BTitle%5D)+AND+%22Archiv+fur+Hydrobiologie%22%5BJournal%5D)">Das Sammeln von Puppenhäuten der Chironomiden. Eine Bitte um Mitarbeit.</a> Archiv fur Hydrobiologie. 6, 213-214 (1910).</li>
<li>Anderson, A. M., Kranzfelder, P., Egan, A. T., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survey+of+Neotropical+Chironomidae+%28Diptera%29+on+San+Salvador+Island%2C+Bahamas%5BTitle%5D)+AND+%22Florida+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Survey of Neotropical Chironomidae (Diptera) on San Salvador Island, Bahamas.</a> Florida Entomologist. 97, 304-308 (2014).</li>
<li>Coffman, W. P., de la Rosa, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taxonomic+Composition+and+Temporal+Organization+of+Tropical+and+Temperate+Assemblages+of+Lotic+Chironomidae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Kansas+Entomological+Society%22%5BJournal%5D)">Taxonomic Composition and Temporal Organization of Tropical and Temperate Assemblages of Lotic Chironomidae.</a> Journal of the Kansas Entomological Society. 71, 388-406 (1998).</li>
<li>Brundin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transantarctic+Relationships+and+their+Significance%2C+as+Evidenced+by+Chironomid+Midges.+With+a+Monograph+of+the+Subfamilies+Podonominae+and+Aphroteniinae+and+the+Austral+Heptagyiae%5BTitle%5D)+AND+%22+Svenska+Vetenskapsakademiens+Handlingar%22%5BJournal%5D)">Transantarctic Relationships and their Significance, as Evidenced by Chironomid Midges. With a Monograph of the Subfamilies Podonominae and Aphroteniinae and the Austral Heptagyiae.</a> Svenska Vetenskapsakademiens Handlingar. 11, 1-472 (1966).</li>
<li>Anderson, A. M., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+and+Resilience+of+Winter-Emerging+Chironomidae+%28Diptera%29+to+a+Flood+Event%3A+Implications+for+Minnesota+Trout+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Resistance and Resilience of Winter-Emerging Chironomidae (Diptera) to a Flood Event: Implications for Minnesota Trout Streams.</a> Hydrobiologia. 707, 59-71 (2012).</li>
<li>Anderson, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Contributions+to+the+Systematics+and+Ecology+of+Aquatic+Diptera-A+Tribute+to+Ole+A.+Saether%22">Contributions to the Systematics and Ecology of Aquatic Diptera-A Tribute to Ole A. Saether</a>. , Caddis Press. 99-105 (2007).</li>
<li>Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Winter+Growth%2C+Development%2C+and+Emergence+of+Diamesa+mendotae+%28Diptera%3A+Chironomidae%29+in+Minnesota+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Winter Growth, Development, and Emergence of Diamesa mendotae (Diptera: Chironomidae) in Minnesota Streams.</a> Environmental Entomology. 38, 250-259 (2009).</li>
<li>Hardwick, R. A., Cooper, P. D., Cranston, P. S., Humphrey, C. L., Dostine, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+Temporal+Distribution+Pattens+of+Drifting+Pupal+Exuviae+of+Chironomidae+%28Diptera%29+in+Streams+of+Tropical+Northern+Australia.+%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">Spatial and Temporal Distribution Pattens of Drifting Pupal Exuviae of Chironomidae (Diptera) in Streams of Tropical Northern Australia. </a> Freshwater Biology. 34, 569-578 (1995).</li>
<li>Wilson, R. S., Bright, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Use+of+Chironomid+Pupal+Exuviae+for+Characterizing+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">The Use of Chironomid Pupal Exuviae for Characterizing Streams.</a> Freshwater Biology. 3, 283-302 (1973).</li>
<li>Raunio, J., Paavola, R., Muotka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Emergence+Phenology%2C+Taxa+Tolerances+and+Taxonomic+Resolution+on+the+Use+of+the+Chironomid+Pupal+Exuvial+Technique+in+River+Biomonitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of Emergence Phenology, Taxa Tolerances and Taxonomic Resolution on the Use of the Chironomid Pupal Exuvial Technique in River Biomonitoring.</a> Freshwater Biology. 52, 165-176 (2007).</li>
<li>Ruse, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lake+Acidification+Assessed+using+Chironomid+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Fundamental+and+Applied+Limnology%22%5BJournal%5D)">Lake Acidification Assessed using Chironomid Pupal Exuviae.</a> Fundamental and Applied Limnology. 178, 267-286 (2011).</li>
<li>Rufer, M. R., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sampling+Frequency+Required+for+Chironomid+Community+Resolution+in+Urban+Lakes+with+Contrasting+Trophic+States%5BTitle%5D)+AND+%22Boletim+do+Museu+Municipal+do+Funchal+%28Hist%C3%B3ria+Natural%29+Supplement%22%5BJournal%5D)">Sampling Frequency Required for Chironomid Community Resolution in Urban Lakes with Contrasting Trophic States.</a> Boletim do Museu Municipal do Funchal (História Natural) Supplement. 13, 77-84 (2008).</li>
<li>CEN. 15196, European Committee for Standardization. Brussels. 1-13 (2006).</li>
<li>Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collection+and+Identification+of+Surface+Floating+Pupal+Exuviae+of+Chironomidae+for+Use+in+Studies+of+Surface+Water+Quality%5BTitle%5D)+AND+%22Standard+Operating+Procedure+No.+FW+130A%22%5BJournal%5D)">Collection and Identification of Surface Floating Pupal Exuviae of Chironomidae for Use in Studies of Surface Water Quality.</a> Standard Operating Procedure No. FW 130A. , (1987).</li>
<li>Saither, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glossary+of+Chironomid+Morphology+Terminology+%28Chironomidae+Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologica+Scandinavica+Supplement%22%5BJournal%5D)">Glossary of Chironomid Morphology Terminology (Chironomidae Diptera).</a> Entomologica Scandinavica Supplement. 14, 51(1980).</li>
<li>Pinder, L. C. V., Reiss, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPinder%2C+LCV+%22Chironomidae+of+the+Holarctic+region.+Keys+and+Diagnoses+Part+2.+Pupa%22">Chironomidae of the Holarctic region. Keys and Diagnoses Part 2. Pupa</a>. Wiederholm, T. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. 299-456 (1986).</li>
<li>Wiederholm, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWiederholm%2C+T+%22Chironomidae+of+the+Holarctic+region+-+Keys+and+Diagnoses%2C+Part+2%2C+Pupae%22">Chironomidae of the Holarctic region - Keys and Diagnoses, Part 2, Pupae</a>. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. (1989).</li>
<li>Merritt, R. W., Webb, D. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMerritt%2C+RW+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. (2008).</li>
<li>Wilson, R. S., Ruse, L. P., Sutcliffe, D. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWilson%2C+RS+%22A+Guide+to+the+Identification+of+Genera+of+Chironomid+Pupal+Exuviae+Occurring+in+Britain+and+Ireland+%28including+Common+Genera+from+Northern+Europe%29+and+Their+Use+in+Monitoring+Lotic+and+Lentic+Fresh+Waters%22">A Guide to the Identification of Genera of Chironomid Pupal Exuviae Occurring in Britain and Ireland (including Common Genera from Northern Europe) and Their Use in Monitoring Lotic and Lentic Fresh Waters</a>. , Freshwater Biological Association. (2005).</li>
<li>Egan, A. T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Communities+in+Freshwater+Coastal+Rock+Pools+of+Lake+Superior%2C+with+a+Focus+on+Chironomidae+%28Diptera%29%22">Communities in Freshwater Coastal Rock Pools of Lake Superior, with a Focus on Chironomidae (Diptera)</a>. , University of Minnesota. (2014).</li>
<li>Raunio, J., Heino, J., Paasivirta, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-Biting+Midges+in+Biodiversity+Conservation+and+Environmental+Assessment%3A+Findings+from+Boreal+Freshwater+Ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Indicators%22%5BJournal%5D)">Non-Biting Midges in Biodiversity Conservation and Environmental Assessment: Findings from Boreal Freshwater Ecosystems.</a> Ecological Indicators. 11, 1057-1064 (2011).</li>
<li>Kavanaugh, R. G., Egan, A. T., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+decomposition+rates+of+chironomid+%28Diptera%29+pupal+exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Chironomus%3A+Newsletter+on+Chironomidae+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting decomposition rates of chironomid (Diptera) pupal exuviae.</a> Chironomus: Newsletter on Chironomidae Research. 27, 16-24 (2014).</li>
<li>Anderson, A. M., Stur, E., Ekrem, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+Morphological+Methods+Reveal+Cryptic+Diversity+and+Three+New+Species+of+Nearctic+Micropsectra+%28Diptera%3A+Chironomidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Science%22%5BJournal%5D)">Molecular and Morphological Methods Reveal Cryptic Diversity and Three New Species of Nearctic Micropsectra (Diptera: Chironomidae).</a> Freshwater Science. 32, 892-921 (2013).</li>
<li>Ekrem, T., Willassen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+Tanytarsini+Relationships+%28Diptera%3A+Chironomidae%29+using+Mitochondrial+COII+Gene+Sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Systematics+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">Exploring Tanytarsini Relationships (Diptera: Chironomidae) using Mitochondrial COII Gene Sequences.</a> Insect Systematics & Evolution. 35, 263-276 (2004).</li>
<li>Ekrem, T., Willassen, E., Stur, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Comprehensive+DNA+Sequence+Library+is+Essential+for+Identification+with+DNA+Barcodes%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Phylogenetics+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">A Comprehensive DNA Sequence Library is Essential for Identification with DNA Barcodes.</a> Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 530-542 (2007).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Le fasi più critiche per il successo la raccolta SFPE campione, la raccolta, lo smistamento, il montaggio di diapositive, e l&#39;identificazione sono: (1) individuare le aree di elevato accumulo SFPE all&#39;interno dell&#39;area di studio durante la raccolta di campo (Figura 2A); (2) lentamente la scansione del contenuto della capsula di Petri per il rilevamento di tutti SFPE durante campione raccolta; (3) sviluppare la necessaria manualità per sezionare il cefalotorace dall&#39;addome durante il mont...

Programmi di monitoraggio biologico, che utilizzano organismi viventi per valutare la salute ambientale, sono spesso utilizzati per valutare la qualità dell&#39;acqua o monitorare il successo dei programmi di risanamento degli ecosistemi. Protocolli bioassessment Rapid (RBP) utilizzano assemblaggi di macroinvertebrati bentonici sono stati popolari tra agenzie statali delle risorse idriche dal 1989 1. I metodi tradizionali di campionamento macroinvertebrati bentonici per RBPs, come ad esempio il dip-net, Surber campionatore, e Hess campionatore 2, può essere tempo- , costoso, e può misurare solo assemblaggi da un particolare microhabitat 3. Un efficiente, RBP alternativa per la generazione di informazioni biologiche su un determinato corpo idrico prevede la raccolta di Chironomidae esuvie pupa-galleggiante di superficie (SFPE) 3. Il Chironomidae (Insecta: Diptera), comunemente noto come moscerini non pungenti, sono le mosche olometaboli che si verificano in genere in ambienti acquatici prima di emergere come adulti<html> 60, sulla superficie dell&#39;acqua. La famiglia chironomidi ricche di specie, con circa 5.000 specie descritte in tutto il mondo; tuttavia, ben 20.000 specie sono stimati a esistere 4. Chironomidi sono utili per documentare la qualità dell&#39;acqua e degli habitat in molti ecosistemi acquatici a causa della loro elevata diversità e variabili livelli di tolleranza inquinamento 5. Inoltre, essi sono spesso i più abbondanti e diffusi macroinvertebrati bentonici in sistemi acquatici, in genere pari al 50% o più delle specie nella comunità 5,6. Dopo emersione dell&#39;adulto terrestre, il esuvie pupa (fuso pelle pupa) rimane che galleggia sulla superficie dell&#39;acqua (Figura 1). Esuvie pupa si accumulano lungo le sponde o dietro gli ostacoli attraverso l&#39;azione della corrente del vento o l&#39;acqua e possono essere facilmente e rapidamente raccolti per dare un campione globale di specie chironomidi che sono emerse durante il precedente 24-48 ore 7. S copi &quot;&gt; L&#39;abbondanza relativa e la composizione tassonomica di raccolta SFPE riflette la qualità delle acque, considerando che alcune specie sono l&#39;inquinamento molto tolleranti, mentre altri sono molto sensibili 5 Il metodo SFPE ha molti vantaggi rispetto alle tecniche di campionamento chironomidi larvale tradizionali, tra cui:. (1) minima , se del caso, habitat anomalia si verifica in una zona di campionamento; (2) i campioni non si concentrano sulla raccolta di organismi viventi, ma piuttosto il non vivente pelle, in modo che la traiettoria di dinamiche comunitarie non sono interessati, (3) l&#39;identificazione di genere, e spesso le specie, è relativamente facile dato le chiavi e le descrizioni 3 appropriati; (4) la raccolta, l&#39;elaborazione e l&#39;identificazione dei campioni è efficiente ed economico rispetto ai metodi di campionamento tradizionali 3,8,9, (5) esuvie accumulati rappresentano taxa che abbia avuto origine da una vasta gamma di microhabitat 10, (6) il metodo è applicabile in quasi tutti gli ambienti acquatici, compresi i torrenti e fiumi, estuari, lakes, stagni, piscine naturali e delle zone umide; e (7) SFPE forse essere un indicatore più sensibile della salute degli ecosistemi in quanto rappresentano gli individui che hanno completato tutte le fasi immature e emerse con successo da adulti 11. Il metodo SFPE non è un nuovo approccio per la raccolta di informazioni sulle comunità chironomidi. L&#39;uso di SFPE fu suggerita da Thienemann 12 nei primi anni del 1900. Una serie di studi hanno usato SFPE per le indagini tassonomiche (ad esempio, 13-15), la biodiversità e studi ecologici (ad esempio 7,16-19), e le valutazioni biologiche (ad esempio, 20-22). Inoltre, alcuni studi hanno affrontato diversi aspetti del piano di campionamento, dimensione del campione, e il numero di eventi di campione necessari per il raggiungimento di vari livelli di rilevamento di specie o di generi (ad esempio, 8,9,23). Questi studi indicano che relativamente alte percentuali di specie o di generi possono essere rilevati con moderata effort o spese connessi con l&#39;elaborazione del campione. Ad esempio, Anderson e Ferrington 8 stabilito che sulla base di un sottocampione di 100-conteggio, 1/3 meno tempo è stato necessario per raccogliere campioni SFPE rispetto a tuffo-net campioni. Un altro studio ha determinato che 3-4 i campioni SFPE possono essere ordinati e identificati per ogni campione dip-net e che i campioni SFPE sono più efficienti rispetto ai campioni dip-net a specie di rivelazione come ricchezza di specie è aumentato di 3. Per esempio, in luoghi con ricchezza di specie valori di 15-16 specie, l&#39;efficienza dip-medio netto è stato del 45,7%, mentre i campioni SFPE erano 97,8% efficiente 3. È importante sottolineare che il metodo SFPE è stato standardizzato nell&#39;Unione europea 24 (conosciuta come tecnica chironomidi pupa esuvie (CPET)) e in Nord America il 25 per valutazione ecologica, ma il metodo non è stato descritto in dettaglio. Una applicazione della metodologia SFPE è stato descritto da Ferrington, et al. <sup&gt; 3; tuttavia, l&#39;obiettivo primario di questo studio è stato quello di valutare l&#39;efficienza, l&#39;efficacia, e l&#39;economia del metodo di SFPE. Lo scopo di questo lavoro è quello di descrivere tutte le fasi del metodo SFPE in dettaglio, compresa la raccolta di campioni, il trattamento di laboratorio, il montaggio di diapositive, e l&#39;identificazione genere. Il target comprende dottorandi, ricercatori e professionisti interessati ad espandere tradizionali attività di monitoraggio della qualità delle acque nei loro studi.

<table><tbody><tr><td>Etanolo</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25309B&nbsp;</td><td>70-95%</td></tr><tr><td>Flaconi di plastica</td><td>Fisher Scientific</td><td>0340923B</td><td></td></tr><tr><td>Barattolo per campioni</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333510B</td><td>Vetro o plastica, 60 ml consigliato</td></tr><tr><td>Setaccio analitico</td><td>Advantech</td><td>120SS12F</td><td>Dimensione della maglia da 125 micron</td></tr><tr><td>Vassoio larvale</td><td>BioQuip</td><td>5524</td><td>Bianco</td></tr><tr><td>Stereomicroscopio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiale con conchiglie in vetro</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333926B</td><td>Contagocce in plastica da 1 dram</td></tr><tr><td></td><td>Thermo Scientific</td><td>1371110</td><td>da 30 a 35 gocce/mL</td></tr><tr><td>Pinze fini</td><td>BioQuip</td><td>4524</td><td>#5</td></tr><tr><td>Piastra di Petri</td><td>Carolina</td><td>741158</td><td></td></tr><tr><td>Piastra multipozzetto</td> in vetro o plastica <td>Thermo Scientific</td><td>144530</td><td>Vetro o plastica</td></tr><tr><td>Microvetrini</td><td>Thermo Scientific</td><td>3010002</td><td>3 x 1 pollice</td></tr><tr><td>Vetrini di copertura</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-519-21G</td><td>Mezzo di montaggio Euparal circolare o quadrato</td></tr><tr><td>.</td><td>BioQuip</td><td>6372B</td><td></td></tr><tr><td>Pigma pen</td><td>BioQuip</td><td>1154F</td><td>Sonda nera</td></tr><tr><td></td><td>BioQuip</td><td>4751</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional&trade;</td><td>Telefono 34120</td><td></td></tr></tbody></table>

uso di chironomidae (ditteri) pupa esuvie come rapid bioassessment protocollo per i corpi idrici-galleggiante surface

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Protocolli bioassessment veloce con assemblaggi di macroinvertebrati bentonici sono stati utilizzati con successo per valutare l&#39;impatto umano sulla qualità dell&#39;acqua. Purtroppo, i metodi di campionamento tradizionali bentonici larvale, come il dip-net, possono essere in termini di tempo e costosa. Un protocollo alternativo prevede la raccolta di Chironomidae pupa esuvie fluttuante superficie (SFPE). Chironomidae è una famiglia ricca di specie di mosche (Ditteri) le cui fasi immature tipicamente si verificano in habitat acquatici. Chironomidi adulti emergono dall&#39;acqua, lasciando la pelle pupa o esuvie, che galleggia sulla superficie dell&#39;acqua. Esuvie spesso si accumulano lungo le sponde o dietro ostruzioni da parte all&#39;azione del vento o l&#39;acqua corrente, dove possono essere raccolti per valutare la diversità chironomidi e ricchezza. Chironomidi possono essere utilizzati come indicatori biologici importanti, poiché alcune specie sono più tolleranti all&#39;inquinamento di altri. Pertanto, l&#39;abbondanza relativa e la composizione delle raccolte SFPE rifletterecambiamenti nella qualità dell&#39;acqua. Qui, metodi associati raccolta sul campo, l&#39;elaborazione in laboratorio, il montaggio scorrevole, e l&#39;identificazione di chironomid SFPE sono descritte in dettaglio. I vantaggi del metodo SFPE includono minimo disturbo in una zona di prelievo, raccolta del campione efficiente ed economico e relativi laboratori, facilità di identificazione, applicabilità in quasi tutti gli ambienti acquatici, e una misura potenzialmente più sensibile di stress dell&#39;ecosistema. Limitazioni includono l&#39;impossibilità di determinare l&#39;uso microhabitat larvale e l&#39;incapacità di individuare esuvie pupa specie se non sono stati associati con i maschi adulti.

La Figura 1 illustra il ciclo di vita chironomid; stadi immaturi (uovo, larva, pupa) in genere si svolgono in, o strettamente legate, un ambiente acquatico. Al termine della fase di vita larvale, la larva costruisce un riparo tubo-like e si attacca con le secrezioni seta al substrato circostante e verifica impupamento. Una volta che l&#39;adulto in via di sviluppo è maturato, la pupa si libera e nuota alla superficie dell&#39;acqua in cui l&#39;adulto può emergere dalla esuvie pupa. Il esuvie riempie di...

I protocolli di biovalutazione rapida che utilizzano macroinvertebrati bentonici sono spesso utilizzati per monitorare e valutare la qualità dell'acqua. Un protocollo efficiente prevede la raccolta di esuvie pupali galleggianti in superficie (SFPE) di Chironomidae. Qui vengono descritte le tecniche per la raccolta sul campo, l'elaborazione in laboratorio, il montaggio dei vetrini e l'identificazione di Chironomidae SFPE.

Uso di Chironomidae (Ditteri) pupa esuvie come Rapid Bioassessment protocollo per i corpi idrici-galleggiante Surface

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

L'obiettivo generale di questa procedura è descrivere le tecniche per la raccolta e l'elaborazione di campioni di chironomidi, pupa galleggianti in superficie, per la valutazione della qualità dell'acqua. Ciò viene realizzato innanzitutto raccogliendo campioni sul campo di Chironomidae da ambienti acquatici. Nel secondo passaggio, viene prelevato un sottocampione di 300 esemplari da ciascun campione di campo, e i campioni vengono separati in gruppi morfologici distinti.Nell'ultima fase, si montano su vetrini da microscopio diversi rappresentanti di ciascun gruppo. Infine, i campioni vengono identificati fino al livello di genere o specie per valutare le condizioni della qualità dell'acqua. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come il campionamento tradizionale di macroinvertebrati bentonici, è che la raccolta e l'elaborazione dei campioni risultano efficienti, economiche e applicabili in quasi tutti gli ambienti acquatici.L'utilizzo di questa tecnica fornisce informazioni preziose per studi di monitoraggio biologico e può offrire spunti su come i siti cambiano nel tempo a causa di disturbi, eventi inquinanti o cambiamenti climatici. Sebbene ci si concentri su come questa tecnica possa essere utilizzata in un habitat fluviale, essa può essere facilmente applicata ad altri sistemi acquatici come fiumi, laghi, stagni, estuari, paludi o pozze rocciose. Prima di recarsi sul campo, inserire un'etichetta con data e località all'interno e un'etichetta all'esterno di ogni barattolo campione da utilizzare per il campionamento.Quindi, per ogni campione, tenendo un vassoio per larve in una mano e un setaccio nell'altra, immergere il vassoio per larve nell'acqua in cui si accumulano gli esudati pupillari quando l'acqua, insieme agli esudati pupillari e ai detriti, entra nel vassoio per larve o nel campione attraverso il setaccio. Dopo 10 minuti di raccolta, utilizzare una bottiglia riempita con acqua prelevata dal tratto campionato per concentrare tutti i detriti in un'area del setaccio. Successivamente, utilizzando pinzette e un flusso di etanolo, trasferire con cura gli esudati pupillari nel barattolo campione pre-etichettato appropriato e riempire il barattolo con etanolo.Per iniziare il prelievo dei campioni, applicare l'etichetta con la data e il luogo appropriati su una provetta Dr Vial per ciascun campione di essudato pupillare e riempire la provetta per tre quarti con etanolo. Successivamente, rimuovere il coperchio dal barattolo del campione corrispondente e verificare la presenza di eventuali residui di pupa attaccati al coperchio. Utilizzando una bottiglia a spruzzo contenente etanolo, risciacquare delicatamente il contenuto del coperchio in una piastra di Petri.Quindi rimuovere l'etichetta dall'interno del barattolo del campione. Risciacquare delicatamente il contenuto dell'etichetta nella piastra di Petri e mettere da parte l'etichetta. Successivamente, trasferire il contenuto del barattolo in un vassoio bianco per larve e risciacquare il barattolo con etanolo per assicurarsi che nessun essudato pupale rimanga nel barattolo.Trasferire un'eloquente del residuo dell'esudato pupale e dell'etanolo dal vassoio larvale alla piastra di Petri. Assicurarsi che il campione sia completamente coperto di etanolo. Successivamente, posizionare la piastra di Petri sotto un microscopio stereoscopico e scansionare sistematicamente la piastra alla ricerca degli organismi.Successivamente, utilizzare pinzette per trasferire l'esudato pupillare dalla piastra nel relativo vial corrispondente. Evitare di raccogliere esudato pupillare rotto o secco per prevenire problemi di identificazione successivi. Quando tutto l'esudato pupillare visibile è stato trasferito, agitare e ispezionare la piastra altre tre volte alla ricerca di eventuali campioni aggiuntivi, inclusi quelli che potrebbero essere attaccati alle pareti della piastra.Dopo aver selezionato 300 esemplari di pupa, restituire il residuo dalla piastra di Petri al vassoio delle larve e risciacquare la piastra di Petri con etanolo. Successivamente, trasferire il residuo dal vassoio delle larve al barattolo del campione vuoto. Aggiungere l'etichetta con la data e il luogo al barattolo e posizionare il coperchio sopra il barattolo per ordinare i campioni.Versare il campione di pupa da un vial etichettato in una piastra di Petri riempita con etanolo in quantità sufficiente a coprire appena i campioni. Successivamente, utilizzando un microscopio stereoscopico, impiegare le caratteristiche morfologiche esterne della pupa di Chironomus per separare i campioni in morfotipi, trasferendo i diversi morfotipi in vial separatamente etichettati. Riempire i vial per tre quarti con etanolo. Ad esempio, quando si classifica in base al morfotipo toracico, utilizzare le differenze nella presenza, dimensione, forma e colorazione del corno toracico per distinguere i campioni.Se la classificazione avviene in base all'addome, utilizzare le spine, i peli e gli speroni dei segmenti addominali e del lobo anale per la separazione morfologica. Dopo il raggruppamento, riempire un pozzetto di una piastra multipozzetto per ogni asson morfologico con etanolo al 95% e inserire più esemplari di ciascun taxon morfologico in pozzetti individuali della piastra per almeno 10 minuti, per consentire una sufficiente disidratazione. Successivamente, mentre i campioni si stanno asciugando, etichettare i vetrini con le informazioni appropriate relative al sito di raccolta e all'identificazione per montare gli esemplari di *Phlebotomus*.Attacca un modello del vetrino alla piastra di un microscopio e posiziona un vetrino sopra questo modello. Quindi spandi una goccia di URL sul vetrino in modo che si avvicini alle dimensioni di un coprioggetto ed usa una pinzetta per battere delicatamente un assone rappresentativo del primo asse morfologico su un panno da laboratorio per rimuovere l’eccesso di etanolo. Ora incorpora il campione nell’URL e utilizza una pinzetta con punta a spina e una sonda da dissezione per separare la sepha thax dall’addome.L'aspetto più difficile di questa procedura consiste nello sviluppare la destrezza manuale necessaria per dissezionare il tórace cefalico dall'addome durante il montaggio su vetrino. Per garantire il successo della dissezione, utilizzare pinzette a punta fine o sonde da dissezione per separare l'esoscheletro tra il tórace cefalico e il primo segmento addominale. Come dimostrato, dividere il tórace cefalico lungo la sutura esale.Quindi aprire il torace cefalico in modo che i bordi della sutura si trovino su lati opposti, e orientarlo in modo che il lato ventrale sia rivolto verso l'alto. Posizionare l'addome con il lato dorsale verso l'alto e collocarlo immediatamente al di sotto del torace cefalico. Successivamente, tenere un coprioggetto inclinato con un'estremità che tocca il vetrino, abbassarlo lentamente e rilasciarlo per ridurre la formazione di bolle d'aria.Infine, premere leggermente sul vetrino per appiattire il campione e utilizzare un microscopio composto per determinare il genere del campione montato su vetrino. In questi grafici, vengono mostrate curve di accumulo tassonomico per campioni di esemplari raccolti da 16 laghi urbani del Minnesota, al fine di determinare il numero di specie presenti in ciascun lago. Ogni linea dati rappresenta uno dei laghi, e ogni punto dati rappresenta un campione mensile raccolto da aprile a ottobre 2005, dimostrando che l'acquisizione di quattro campioni per lago ha permesso di recuperare la maggior parte della comunità di Chironomidae e di rilevare eventuali variazioni stagionali significative all'interno dei laghi. Studi di monitoraggio a lungo termine dei Chironomidae possono essere utilizzati per valutare i cambiamenti climatici nei laghi del Minnesota, poiché le variazioni di parametri ambientali come la profondità del lago e la concentrazione di fosforo possono influenzare il numero cumulativo di specie rilevate lungo un gradiente di chimica lacustre.In effetti, come illustra questo grafico, il numero cumulativo di specie riscontrate aumenta all'aumentare del rapporto tra la concentrazione media di fosforo e la profondità media. Il passaggio più critico per un prelievo riuscito dell'esudato pupillare consiste nell'individuare aree con elevata accumulazione di esudato all'interno dell'area di studio. Durante l'avvio dei campioni in laboratorio, è importante esaminare lentamente il contenuto della piastra di Petri, poiché alcuni campioni possono essere leggermente pigmentati e aderire alle dimensioni della piastra.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come raccogliere e processare campioni di galleggiamento superficiale dell'omie per progetti finalizzati al monitoraggio e alla valutazione della qualità dell'acqua.

use-chironomidae-diptera-surface-floating-pupal-exuviae-as-rapid

Research

Ricerca

JoVE Journal

Environment

Ambiente

In questo video, descriviamo il test di contatto larvale per valutare la tossicità dell'antagonista del recettore della dopamina amitriptilina sulle larve di zanzare al terzo stadio di stadio, vettori noti di diverse malattie infettive umane. La valutazione della mortalità larvale dopo l'incubazione con diverse concentrazioni di amitriptilina su diversi intervalli di tempo aiuta a determinare la sua concentrazione letale 50.

Saggio di contatto larvale: una procedura per valutare la mortalità larvale delle zanzare a seguito del contatto diretto con il composto larvicida di prova

Presentiamo il VacuSIP, un metodo semplice, non intrusivo e affidabile per il campionamento puntuale pulito e accurato dell'acqua. Il sistema è stato sviluppato e valutato per la raccolta simultanea dell'acqua inalata ed espirata da alimentatori di sospensioni bentoniche in situ, per misurare in modo pulito la rimozione e l'escrezione del particolato e dei composti disciolti.

VacuSIP, un metodo migliorato per Inex<em&gt; In Situ</em&gt; Misura di particolato e sciolto composti elaborati da Alimentatori sospensioni attive

Questo protocollo descrive l'uso di tamponi di pozzetto e analisi dei fanghi, dei sistemi di zebrafish, che conduce alla rilevazione aumentata rispetto all'utilizzo esclusivo di sentinelle per rilevare gli agenti patogeni quali Aeromonas hydrophila, Mycobacterium spp. e  Tomentosa di Pseudocapillaria. Viene proposto anche un sistema per monitorare le uova p. tomentosa in quarantena.

Selezione ambientale di hydrophila dell'aeromonas, Mycobacterium spp. e Pseudocapillaria tomentosa in Zebrafish sistemi

Questo articolo riassume gli attributi di progettazione e l'efficacia dei sistemi di trattamento che trattano le acque di scarico urbane e l'irrigazione dell'agricoltura per rimuovere i pesticidi e altri contaminanti associati alla tossicità acquatica.

Sistemi di trattamento vegetale per la rimozione dei contaminanti associati alla tossicità dell&#39;acqua superficiale nell&#39;agricoltura e nella rottura urbana

La capacità di rilevare con precisione le trascrizioni o proteine nei tessuti della drosofila è fondamentale per lo studio della loro abbondanza e localizzazione relazionati al processo di sviluppo. Ecco la descrizione di una procedura semplice per dissecare pupale ali. Queste ali possono essere utilizzate come campioni in diverse tecniche (immunohistochemistry, analisi di PCR, ecc.).

Un metodo rapido ed efficiente per sezionare Pupal ali della drosofila adatto per Immunodetections o analisi di PCR

Analisi del contenuto intestinale più comune di macroinvertebrati sono visive. Che richiedono intensa conoscenza diversità morfologica degli organismi di preda, essi perdere morbido corposo preda e, grazie alla forte comminuzione della preda, sono quasi impossibile per alcuni organismi, tra cui anfipodi. Forniamo dettagliati, romanzo approcci genetici per macroinvertebrati preda identificazione nella dieta di anfipodi.

Protocollo di laboratorio per analisi genetiche del contenuto dell'intestino del rDNA acquatica macroinvertebrati Using Group-specific Primers

In situ bioindications consentono la determinazione dell'idoneità di un ambiente per le specie minacciate di estinzione cozza. Descriviamo due metodi basati sull'esposizione giovanile di mitili d'acqua dolce perle in gabbie all'habitat oligotrofici fiume. Entrambi i metodi sono implementati nelle varianti per open water e ambienti acquatici hyporheic.

Bioindicazione test di idoneità ambiente Stream per giovani d'acqua dolce perla cozze utilizzando metodi di esposizione In Situ

Qui, presentiamo un protocollo per studiare la preferenza di impupamento delle larve mature di Ectropis grisescens in risposta a fattori di terreno (ad es., substrato tipo e contenuto di umidità) utilizzando analisi biologiche scelta. Presentiamo anche un protocollo di analisi biologiche no-scelta per determinare i fattori che influenzano i comportamenti di impupamento e sopravvivenza di E. grisescens.

Scelta e analisi biologiche No-scelta per studiare l'impupamento preferenza e il successo di emersione di Ectropis grisescens

Questo protocollo presenta un metodo per valutare la velocità di alimentazione del crostaceo legnoso, Limnoria, misurando la produzione di pellet fecale. Questo metodo è progettato per l'uso in laboratori non specializzati e ha il potenziale per l'incorporazione nei protocolli di test standard, per valutare una maggiore durata del legno in condizioni marine.

Test rapidi di resistenza del legno alla biodegradazione da parte di crostacei marini che annoiano il legno

L'articolo si basa sulla creazione di un protocollo adattato per scansionare, rilevare, ordinare e identificare oggetti digitalizzati corrispondenti a macroinvertebrati fluviali bentonici utilizzando una procedura di imaging semiautomatica. Questa procedura consente l'acquisizione delle distribuzioni dimensionali individuali e delle metriche dimensionali di una comunità di macroinvertebrati in circa 1 ora.

Elaborazione automatica delle immagini per determinare la struttura delle dimensioni della comunità dei macroinvertebrati fluviali

Scopri le tecniche per raccogliere e processare le esuvie di pupa galleggianti di Chironomidae per la valutazione della qualità dell'acqua. Questo metodo efficiente ed economico è applicabile in quasi tutti gli ambienti acquatici.

Uso di Chironomidae (Ditteri) pupa esuvie come Rapid Bioassessment protocollo per i corpi idrici-galleggiante Surface

Esplora altri video