Name: Analisi di autofagia in Penicillium chrysogenum Utilizzando Starvation Pads in combinazione con microscopia a fluorescenza (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Scopri come analizzare l'autofagia in Penicillium chrysogenum utilizzando i tamponi di fame e la microscopia a fluorescenza. Questo metodo consente di tracciare i marcatori fluorescenti nei vacuoli.

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CQS riceve una borsa di studio dal LOEWE Excellence Cluster for Integrative Fungal Research (IPF). L'autore desidera ringraziare Ida J. van der Klei per i ceppi di P. chrysogenum utilizzati in questo lavoro e Andreas S. Reichert per il dono della rapamicina.

1. Preparazione di P. chrysogenum per gli esperimenti da fame <ol><li> Se la P. chrysogenum ceppo di interessi è tenuto il riso (&#39;riso verde&#39;), posizionare 2-3 chicchi di riso ricoperti di sporulanti micelio in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga. Riempire con 500 microlitri YGG (10 g / l KCl, 20 g / l di glucosio, 10 g / l di lievito base di azoto, 5 g / l K 2 HPO 4 estratto di lievito, 20 g / l). <ol><li> Agitare la provetta per 30 sec in modo che le spore possano staccarsi dal riso efficiente. </li><li> Incubare la provetta per 1 giorno a temperatura ambiente (per esempio, tra 20 e 25 ° C). </li><li> Preparare una diluizione 1/50 di questa sospensione di spore in acqua di rubinetto sterile, mescolare bene. </li></ol></li><li> Se la P. chrysogenum ceppo di interesse è mantenuto su una piastra di agar (ad esempio, piastra di agar YGG), trasferire piccoli pezzi di micelio in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga contenente 400 ml di acqua di rubinetto sterile e circa 100 mg glperline culo utilizzando uno stuzzicadenti sterile o punta della pipetta. <ol><li> Vortex la provetta per 2 minuti in modo che il micelio diventa frammentata. Utilizzare immediatamente il contenuto della provetta. </li></ol></li></ol> 2. Operazioni preliminari per la frutticoltura di P. chrysogenum su Pads Starvation <ol><li> Accendere una piastra di riscaldamento e impostarla a circa 60 ° C. </li><li> Sciogliere 2 g di agarosio in 100 ml acqua di rubinetto con la cottura la soluzione in un forno a microonde. Fate attenzione che questa soluzione è del tutto chiaro dopo il riscaldamento. Se non lo è, cuocere di nuovo fino a quando l&#39;agarosio è sciolto completamente. Sia la soluzione di agarosio raffreddare a circa 60 ° C prima dell&#39;uso. </li><li> Riempire 1,5 ml provette da microcentrifuga (2-4, a seconda del numero di campioni) con 400 microlitri di acqua di rubinetto (non sterile ciascuno composti addizionali aggiunti) o 400-x microlitri (aggiunta di x ml di soluzione del composto nella fase 2.5) e collocarli sulla piastra di riscaldamento per almeno 1 minuto in modo che il Water all&#39;interno si riscalda. </li><li> Inserire vetrini contenenti una cavità centrale sulla piastra di riscaldamento per almeno 1 min. </li><li> Aggiungere 400 microlitri 2% agarosio alla soluzione in 1,5 ml provette da microcentrifuga e vortice brevemente. Dopo questo passo se lo si desidera, aggiungere ulteriori composti (ad esempio, 1 micron rapamicina). Se questo è fatto, vortex brevemente dopo ogni sostanza aggiuntiva è pipettato al tubo. Mettere i tubi di nuovo sul tavolo di riscaldamento per evitare la solidificazione prematura. NOTA: Il volume totale della provetta deve essere di 800 ml. </li></ol> 3. Preparazione di micropreparati contenenti Pads Starvation <ol><li> Pipettare 140 ml di soluzione di agarosio nella cavità del vetrino da microscopio (che si trova ancora sulla piastra di riscaldamento). Cercate di evitare di fare le bolle, se possibile. </li><li> Mettere immediatamente un vetrino sul soluzione di agarosio. NOTA: Questo si tradurrà in una superficie piana. </li><li> Mettere il microportata vetrino sul banco di laboratorio per circa 4 minuti per consentire al pad agarosio solidificare. </li><li> Rimuovere con attenzione il vetrino dal pad agarosio sfilandolo con l&#39;aiuto di un pollice o indice (indossare guanti per evitare la contaminazione!). </li><li> Posizionare il vetrino con il pad in una camera bagnato per evitare l&#39;essiccamento. Raccomandazione: utilizzare una scatola vuota punta che ha ancora l&#39;inserto per tenere le punte delle pipette. Aggiungere acqua sterile alla casella in modo che il fondo è coperto. Collocare i vetrini sull&#39;inserto e chiudere la finestra. </li></ol> 4. inoculo dei pad da fame con P. chrysogenum e incubazione <ol><li> Pipettare 5 ml di diluizione 1/50 spore (se le colture sono state coltivate su riso) o 5 ml della soluzione diluita contenente frammenti micelio (se le colture sono state coltivate su una piastra di agar) sul centro del pad inedia. </li><li> Chiudere la camera umida e avvolgerlo in una busta di plastica (questo serve comeprotezione aggiuntiva contro essiccazione dei tamponi fame). Fare attenzione a non spostare la casella di troppo perché altrimenti saranno disturbati le gocce di inoculazione. </li><li> Conservare la scatola avvolta a temperatura ambiente per almeno 20 ore prima di analizzare i campioni. </li></ol> 5. microscopica analisi dei campioni <ol><li> Dopo 20 ore di incubazione i campioni sono pronti per l&#39;analisi al microscopio; mettere il vetrino su carta velina asciutta (fondo tende a diventare bagnato). </li><li> Pipettare una piccola quantità di acqua (circa 50 ml) sul pad fame. Mettere un coprioggetto sul pad e spremere l&#39;acqua in eccesso. Rimuovere l&#39;acqua in eccesso con un fazzolettino di carta. </li><li> Mettere il vetrino sul tavolo di osservazione del microscopio a fluorescenza. Per avere una panoramica di crescita micelio, utilizzare un obiettivo 20X. Obiettivi Utilizzare 63x o 100X per studiare la localizzazione di GFP in ife. Al fine di prevenire il graduale essiccamento del campione non analizzare i campioni perpiù di 15 minuti prima di rimetterli nella camera umida. </li><li> Ripetere 5.3 a intervalli regolari (ad esempio, dopo 40 ore e 60 ore di crescita). NOTA: Il campione può essere rimesso nella camera umida. Non è necessario rimuovere il coprioggetto quanto non influenza la crescita del micelio. </li></ol>

<ol><li>Fischer, F., Hamann, A., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+quality+control%3A+an+integrated+network+of+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial quality control: an integrated network of pathways.</a> Trends Biochem. Sci. 37 (7), 284-292 (2012).</li>
<li>Pollack, J. K., Harris, S. D., Marten, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+in+filamentous+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genet.+Biol%22%5BJournal%5D)">Autophagy in filamentous fungi.</a> Fungal Genet. Biol. 46 (1), 1-8 (2009).</li>
<li>Scheckhuber, C. Q., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Podospora+anserina%3A+a+model+organism+to+study+mechanisms+of+healthy+ageing%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Genet.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Podospora anserina: a model organism to study mechanisms of healthy ageing.</a> Mol. Genet. Genomics. 280 (5), 365-374 (2008).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Iraqui, I., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Podospora+anserina+target+of+rapamycin%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Genet%22%5BJournal%5D)">Podospora anserina target of rapamycin.</a> Curr. Genet. 50 (1), 23-31 (2006).</li>
<li>Kikuma, T., Ohneda, M., Arioka, M., Kitamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+analysis+of+the+ATG8+homologue+Aoatg8+and+role+of+autophagy+in+differentiation+and+germination+in+Aspergillus+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Functional analysis of the ATG8 homologue Aoatg8 and role of autophagy in differentiation and germination in Aspergillus oryzae.</a> Eukaryot. Cell. 5 (8), 1328-1336 (2006).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Balguerie, A., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+cell+death+in+Podospora+autophagy+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Accelerated cell death in Podospora autophagy mutants.</a> Eukaryot. Cell. 4 (11), 1765-1774 (2005).</li>
<li>Veneault-Fourrey, C., Barooah, M., Egan, M., Wakley, G., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagic+fungal+cell+death+is+necessary+for+infection+by+the+rice+blast+fungus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus.</a> Science. 312 (5773), 580-583 (2006).</li>
<li>Bartoszewska, M., Kiel, J. A., Bovenberg, R. A., Veenhuis, M., van der Klei, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+deficiency+promotes+beta-lactam+production+in+Penicillium+chrysogenum%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Autophagy deficiency promotes beta-lactam production in Penicillium chrysogenum.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77 (4), 1413-1422 (2011).</li>
<li>Meijer, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisomes+are+required+for+efficient+penicillin+biosynthesis+in+Penicillium+chrysogenum%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Peroxisomes are required for efficient penicillin biosynthesis in Penicillium chrysogenum.</a> Appl. Environ. Microbiol. 76 (17), 5702-5709 (2010).</li>
<li>Cubitt, A. B., Heim, R., Adams, S. R., Boyd, A. E., Gross, L. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding%2C+improving+and+using+green+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Understanding, improving and using green fluorescent proteins.</a> Trends Biochem. Sci. 20 (11), 448-455 (1995).</li>
<li>Jung, C. H., Ro, S. H., Cao, J., Otto, N. M., Kim, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mTOR+regulation+of+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">mTOR regulation of autophagy.</a> FEBS Lett. 584 (7), 1287-1295 (2010).</li>
<li>Hickey, P. C., Read, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+living+cells+of+Aspergillus+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Mycol%22%5BJournal%5D)">Imaging living cells of Aspergillus in vitro.</a> Med. Mycol. 47, Suppl 1. S110-S119 (2009).</li>
</ol>

L'autore non ha nulla da rivelare.

Il metodo qui presentato permette lo studio comoda e riproducibile dell&#39;autofagia in P. chrysogenum. Ad esempio, può essere utilizzata per lo screening l&#39;efficacia di vari composti che siano in grado di modulare la risposta autofagia di questo fungo o meno. I risultati con rapamicina dimostrano che l&#39;inibizione di segnalazione TOR conduce ad una induzione pronunciato dell&#39;autofagia in P. chrysogenum che è stato dimostrato anche per altri organismi 11. <p class="jove_conte...

Funghi filamentosi sono ottimi sistemi modello per lo studio dei processi di sviluppo. Essi offrono diversi vantaggi sperimentali come la coltivazione a basso costo, un numero elevato di progenie e accessibilità genetica. L&#39;ultimo punto è di particolare rilevanza per la costruzione di trasformanti che permettono di indagare l&#39;importanza dei geni so-far non caratterizzate per diversi meccanismi cellulari. Funghi filamentosi sono stati strumentali per la delucidazione di diversi elementi e meccanismi di controllo della qualità vie cellulari come attività della proteasi per la degradazione delle proteine ​​aberranti, dinamiche mitocondriali per mantenere l&#39;integrità mitocondriale e autophagy per la rimozione di eccedenza e / o componenti cellulari disfunzionali e per mantenere vitalità cellulare in tempi di fame 1,2,3. Ci sono diverse tecniche sperimentali disponibili per lo studio dell&#39;autofagia in filamentose funghi 2: (i) ricerca di vacuoli if contengono organismi autofagiche densi quando proteasi sono inibiti mediante microscopia elettronica a trasmissione 4, (ii) visualizzazione di autophagosomes monitorando GFP-Atg8 foci tramite microscopia a fluorescenza 5,6 e (iii) il rilevamento di strutture autophagosomal acidificati utilizzando il colorante fluorescente monodansyl cadaverina 7. Qui, un nuovo metodo di coltivazione Penicillium chrysogenum per studi autofagia è presentato. L&#39;elemento principale è il &#39;pad fame&#39; che consiste semplicemente di 1% agarosio disciolto in acqua di rubinetto sterilizzata. Composti aggiuntive (ad esempio, stress, spazzini, modulatori autofagia) possono essere aggiunti al pad fino a quando non visualizzano auto-fluorescenza. Il pad si trova in vetrini contenenti una cavità centrale superficiale. Questo pad in inoculati sia con una sospensione di spore o con piccoli frammenti di micelio. Quest&#39;ultimo è consigliabile se il ceppo di interesse non sporulate in modo efficiente (ad esempio, i ceppi atg1 Δ 8). I vetrini sono posizionati in camere umide (questi possono essere facilmente costruiti utilizzando scatole di tip pipetta vuote) per prevenire l&#39;essiccamento del campione e incubate a temperatura ambiente. P. chrysogenum è in grado di crescere per alcuni giorni in queste condizioni. L&#39;autofagia può essere osservato al microscopio dall&#39;allargamento vacuolar che è un indicatore positivo per autofagia fungine. In questo contributo, una P. chrysogenum ceppo (Wisconsin 54-1255) viene utilizzato, che costituisce la proteina fluorescente verde, che si rivolge a perossisomi per la sua sequenza di 9 C-terminale &#39;SKL&#39;. Pertanto è possibile monitorare la degradazione dei perossisomi. E &#39;fattibile etichettare anche altri compartimenti della cellula (ad esempio, mitocondri) utilizzando segnali di localizzazione appropriati ed analizzare la loro degradazione. Anche se i dati di P. chrysogenum Ws54-1255 (GFP-SKL) è presentato qui, è certamente possibileper utilizzare il metodo &#39;pad fame&#39; anche per altri funghi filamentosi (es Neurospora crassa, Sordaria macrospora, specie di Aspergillus, etc.).

<table><tbody><tr><td>Vetrini per microscopio con cavità centrale</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germania</td><td>H884.1</td><td>Possono essere utilizzati più volte dopo la pulizia.</td></tr><tr><td>Perle di vetro</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germania</td><td>A553.1</td><td>Diametro: 0,25 - 0,50 mm</td></tr></tbody></table>

analisi di autofagia in<em&gt; penicillium chrysogenum</em&gt; utilizzando starvation pads in combinazione con microscopia a fluorescenza

Analysis of Autophagy in Penicillium chrysogenum by Using Starvation Pads in Combination With Fluorescence Microscopy

Lo studio dei sistemi di controllo della qualità cellulare è emerso come un campo di ricerca contemporaneo altamente dinamico e rilevante. È diventato chiaro che le cellule possiedono diverse linee di difesa contro i danni a molecole biologicamente rilevanti come gli acidi nucleici, i lipidi e le proteine. Oltre alla dinamica degli organelli (fusione/fissione/motilità/ereditarietà) e all'attività proteasica strettamente controllata, la degradazione degli organelli in eccesso, danneggiati o compromessi da parte dell'autofagia (auto-alimentazione cellulare) ha ricevuto molta attenzione da parte della comunità scientifica. La regolazione dell'autofagia è piuttosto complessa e dipende da fattori genetici e ambientali, molti dei quali non sono stati finora chiariti. Qui viene presentato un nuovo metodo che consente lo studio conveniente dell'autofagia nel fungo filamentoso Penicillium chrysogenum. Si basa sulla crescita del fungo sui cosiddetti "cuscinetti di fame" per stimolare l'autofagia in modo riproducibile. I campioni vengono analizzati direttamente al microscopio e valutati per l'induzione/progresso dell'autofagia. Il protocollo qui presentato non è limitato all'uso con P. chrysogenum e può essere facilmente adattato per l'uso in altri funghi filamentosi.

Per dimostrare l&#39;utilità del protocollo sopra descritto degrado perossisoma nel P. chrysogenum ceppo Ws54-1255 (GFP-SKL) è stato analizzato. In questo ceppo GFP-SKL è di solito importato in perossisomi 9. Ciò provoca la comparsa di molteplici forme sferiche quando il campione viene analizzato tramite microscopia a fluorescenza. Se si verifica l&#39;autofagia, vacuoli ingrandire. GFP-SKL viene incorporato nel vacuoli da autofagia (pexophagy). A causa del fatto che la GFP è resistente alla degradaz...

Qui viene presentato un metodo comodo e potente per studiare l'autofagia in Penicillium chrysogenum utilizzando tamponi di fame (miscele di agarosio e acqua di rubinetto in un vetrino da microscopio contenente una cavità centrale).

Analisi di autofagia in<em&gt; Penicillium chrysogenum</em&gt; Utilizzando Starvation Pads in combinazione con microscopia a fluorescenza

The study of cellular quality control systems has emerged as a highly dynamic and relevant field of contemporary research. It has become clear that cells ...

Lo scopo di questa procedura è indurre e osservare l'autofagia in un fungo filamentoso. Questo obiettivo viene raggiunto innanzitutto inoculando piccoli volumi di mezzo contenente nutrienti con spore o piccoli frammenti di micelio. Nel secondo passaggio, vengono preparati dei tamponi di privazione nelle cavità di vetrini microscopici in vetro, quindi l'inoculo viene trasferito sui tamponi.Nell'ultimo passaggio, i tamponi di privazione vengono incubati in una camera umida per indurre l'autofagia. In definitiva, l'autofagia può essere monitorata osservando il transito di proteine marcatrici fluorescenti di interesse verso le vacuole mediante microscopia fluorescente. Questo metodo può contribuire allo studio di questioni fondamentali nel campo della biologia cellulare, come l'identificazione di nuovi composti che modulano il processo di autofagia.Per preparare un esperimento di privazione di nutrienti, se il ceppo di P cresa genum di interesse è conservato su riso verde, posizionare dapprima due o tre chicchi di riso ricoperti di micelio saturo in una provetta da centrifuga micro da 1,5 ml e riempire la provetta con 500 microlitri di mezzo di crescita YE (estratto di lievito e glucosio) o mezzo GG completo. Quindi vortexare la provetta per 30 secondi in modo che le spore si stacchino dal riso e incubare la provetta per un giorno a temperatura ambiente. Il giorno successivo, diluire il sospensione di spore a un rapporto di 1 a 50 in acqua del rubinetto sterile e mescolare accuratamente se il p cryogen è conservato su agar. Utilizzare una pipetta per trasferire piccoli frammenti di micelio in un tubo microcentrifuga da 1,5 millilitro contenente 400 microlitri di acqua di rubinetto sterile e circa 100 milligrammi di perline di vetro. Successivamente, vortexare il tubo per due minuti in modo che i miceli vengano frammentati. Per coltivare il genere PCE su un pad di privazione, riscaldare prima una piastra termica a circa 60 gradi Celsius.Successivamente, sciogliere due grammi di aros in 100 millilitri di acqua di rubinetto nel microonde fino a quando la soluzione risultante è completamente limpida, mentre l'aros si raffredda a circa 60 gradi Celsius. Etichettare un tubo microcentrifuga da 1,5 millilitri per campione con 400 microlitri di acqua di rubinetto sterile o soluzione del composto. Quindi riscaldare i tubi e i vetrini portaoggetti sulla piastra riscaldante per almeno 60 secondi.Trasferire 400 microlitri di aros a 60 gradi Celsius in tutti i tubi, portando il volume totale in ciascun tubo a 800 microlitri, quindi vortexare brevemente i tubi e rimetterli sulla piastra riscaldante per evitare la solidificazione prematura. Ora pipettare 140 microlitri della soluzione di aros appropriata nella cavità di ciascun vetrino da microscopio. Facendo attenzione a non formare bolle, appiattire immediatamente l'aros con coprioggetti, quindi lasciare riposare i vetrini per circa quattro minuti.A temperatura ambiente, quando i pad di agarosio si sono solidificati, utilizzare il pollice o l'indice per rimuovere con attenzione i coverslip e posizionare i vetrini con i pad in una camera umida. Successivamente, pipettare cinque microlitri del P. aeruginosa precedentemente preparato al centro del pad di privazione e avvolgere la camera umida in un sacchetto di plastica per una maggiore protezione contro la disidratazione, avendo cura di non muovere eccessivamente la scatola né di disturbare le colture. Quindi conservare gli inoculi a temperatura ambiente per almeno 20 ore prima di analizzare i campioni.Il giorno successivo, trasferire i vetrini su carta assorbente asciutta e quindi aggiungere 50 microlitri di acqua su ciascun tampone di privazione. Utilizzare un coprioggetto per espellere l'acqua in eccesso, rimuovendola con carta assorbente fresca. Successivamente, per ogni vetrino, utilizzare un obiettivo 20x per acquisire una visione d'insieme della crescita del micelio.Per valutare la localizzazione della GFP nell'Hy-Fi, aprire le immagini con l'obiettivo 63 x o 100 x. Infine, riposizionare i vetrini nella camera umida dopo ogni osservazione, fino al successivo punto sperimentale.In queste immagini, il ceppo G-F-P-S-K-L-P Creo Genum è stato utilizzato per valutare la degradazione dei perossisomi a 20 ore di incubazione. La GFP non è stata osservata nei vacuoli, né questi organelli erano ingranditi. Tuttavia, a 40 ore di crescita, i vacuoli marcati con GFP sono stati visualizzati in alcuni ife, indicando l'attivazione dell'autofagia, con ulteriore osservazione della fluorescenza GFP e vacuoli ingranditi a 60 ore.In questo esperimento, un mutante delta 80 G uno di p caressa Genum è stato utilizzato come controllo negativo. Si noti l'assenza di ingrandimento della vacuolo e di GFP, anche dopo 60 ore di crescita. Come controllo positivo, è stato utilizzato il farmaco stimolante l'autofagia, la rapamicina, come osservato con il ceppo G-F-P-S-K-L non trattato. Le vacuole marcate con GFP sono diventate visibili dopo 40 ore di crescita, con l'Hy-Fi che si è riempito completamente di grandi vacuole contenenti GFP entro 60 ore.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come analizzare l'autofagia nei funghi mentis.

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Un saggio microscopia a fluorescenza per Mitophagy monitoraggio nel lievito Saccharomyces cerevisiae

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Analisi quantitativa di autofagia usando 3D avanzato microscopia a fluorescenza

Time-lapse microscopia di marcatori autofagia fluorescente permette il monitoraggio della risposta autofagia dinamica con alta risoluzione temporale. Utilizzando l'autofagia specifico e marcatori di organelli in una combinazione di 3 colori diversi, siamo in grado di seguire il contributo di una proteina di formazione dell'autofagosoma in un contesto spaziale e temporale robusto.

Imaging cellulare dal vivo dei primi autofagia Eventi: Omegasomes e oltre

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Cecal legatura e la puntura indotta da sepsi come modello per studiare autofagia nei topi

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Uso di<em&gt; Shigella flexneri</em&gt; Per studiare le interazioni autofagia-Citoscheletro

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