Neural Activity Propagazione in ippocampale preparazione piegato con un penetrante Micro-elettrodo Array

L'obiettivo generale di questa procedura è introdurre il processo di apertura dell'ippocampo del roditore e posizionare la preparazione del tessuto piatto sull'array di microelettrodi penetranti. Per la registrazione. Ciò si ottiene isolando prima un ippocampo di topo da metà del suo cervello.

Il secondo passo consiste nello dispiegare la struttura curva dell'ippocampo con strumenti su misura. Successivamente, l'ippocampo aperto viene trasferito nella camera di registrazione e posizionato sull'array di registrazione. Il passaggio finale consiste nel rimuovere l'ippocampo aperto dall'array dopo l'esperimento.

In definitiva, il metodo di mappatura della normalizzazione individuale viene utilizzato nell'analisi dei dati per mostrare la propagazione dell'attività neurale registrata dall'array di microelettrodi penetranti. Ebbene, il vantaggio principale di questa tecnica è che ci permette di registrare l'attività neurale in due direzioni trasversale e longitudinale. Per vedere l'effettiva propagazione dell'attività neurale, è necessario un ippocampo intatto, srotolare i barattoli di ammaccatura e sdraiarsi in una camera di registrazione, e la propagazione avverrà quindi in entrambe le direzioni trasversali e longitudinali.

E siamo stati in grado di capire la velocità di propagazione del tessuto. Eravamo dell'attività nelle due direzioni, e siamo stati in grado di studiare i meccanismi di propagazione, in particolare, i meccanismi non sinaptici. Siamo stati in grado di vedere l'attività che si propaga con quella trasmissione sinaptica con quelle giunzioni gap e, a causa della velocità, sappiamo che non si tratta di diffusione.

Quindi ora stiamo cercando di capire i meccanismi effettivi di questa propagazione. In generale, gli individui che non conoscono questa tecnica avranno difficoltà a causa delle impegnative procedure di apertura dell'ippocampo e posizioneranno la preparazione del tessuto piatto su questo array di micro elettrodi penetranti senza danneggiare né il tessuto né l'array. Per iniziare questa procedura, posizionare la testa del mouse nel saccarosio ossigenato ghiacciato.

Un liquido cerebrospinale usa un paio di forbici sottili per rimuovere la pelle del cranio. Quindi, taglia il cranio lungo la linea mediana e le due estremità vicino al lobo temporale. Quindi sbucciare il teschio tagliato verso i lati della testa.

Per esporre il cervello, rimuovere con cura il cervello dal cranio con la spatola. Successivamente, posiziona il cervello su un palco chirurgico ghiacciato coperto con carta da filtro bagnata. Rimuovere il cervelletto con una lama ghiacciata.

Successivamente separare i due emisferi tagliando la linea mediana del cervello. Quindi posizionare i due emisferi separati in un bicchiere pieno di saccarosio ghiacciato. Un liquido cerebrospinale gorgogliava con il 95% di ossigeno e il 5% di anidride carbonica.

Trasferire una semisfera nella fase ghiacciata coperta con carta da filtro. Metti dei normali tovaglioli di carta o della carta da filtro intorno al cervello per assorbire la soluzione extra. Successivamente, utilizzare due pipette di vetro lucidato a fuoco per separare la corteccia dalla parte centrale del cervello al fine di esporre l'ippocampo.

Quindi, applicare due o tre gocce di liquido cerebrospinale ghiacciato sul fazzoletto e rimuovere la soluzione in eccesso. Tagliare le connessioni con la corteccia alle due estremità dell'ippocampo. Quindi seziona l'ippocampo dal cervello con gli strumenti di vetro lucidato a fuoco.

Successivamente separare l'intero ippocampo con il lato ous rivolto verso l'alto e il solco ippocampale rivolto verso il basso Applicare rapidamente due o tre gocce di liquido cerebrospinale ghiacciato sul tessuto e rimuovere la soluzione extra attorno ad esso. Quindi utilizzare lo strumento di vetro lucidato a fuoco per capovolgere l'intero ippocampo. Per esporre il solco, utilizzare una lama ghiacciata per tagliare il setto e le estremità temporali dell'ippocampo.

Se necessario, inserire un ago di vetro su misura nel solco e tagliare la traccia di fibra da DG a ca tre. Quindi utilizzare un anello di filo metallico per tirare il DG e aprire l'ippocampo. L'intero processo chirurgico dura solitamente circa due minuti.

Applicare altre due o tre gocce di saccarosio A CSF ghiacciato sul tessuto e rimuovere la soluzione extra attorno ad esso. Quindi taglia i bordi dell'ippocampo aperto con una lama ghiacciata. Trasferire il preparato nella camera di recupero riempita con normale A CSF e gorgogliare con il 95% di ossigeno e il 5% di anidride carbonica a temperatura ambiente per un'ora prima di trasferirlo nella camera di registrazione.

In questa procedura, riempire un flacone con un normale A CSF e un altro flacone con quattro bolle AP A CSF. Le soluzioni con il 95% di ossigeno, il 5% di anidride carbonica dall'inizio degli esperimenti. Utilizzare un connettore trivalve per controllare quale soluzione verrà selezionata durante un esperimento.

Quindi, collegare un tubo a vuoto all'uscita della camera. Per rimuovere la soluzione in un contenitore per la polvere, riscaldare la tubazione prima di erogare la soluzione nella camera di registrazione e mantenerla a una temperatura controllata di 35 gradi Celsius. Dopo aver chiuso l'ingresso e l'uscita della camera di registrazione, utilizzare un contagocce per pipette in vetro su misura per trasferire l'ippocampo aperto nella camera di registrazione.

Sotto il microscopio, posizionare l'ippocampo aperto con il lato dell'alvia rivolto verso il basso, ca un'area tre rivolta verso l'esterno e un campo rivolto verso il ricercatore, aspirare con cura la soluzione nella camera utilizzando una pipetta a vuoto dal bordo della camera di registrazione fino a quando la camera non si è asciugata e il tessuto si trova sull'array. Quindi posizionare con cura un'ancora di tessuto su misura sopra il tessuto per tenere l'ippocampo aperto sull'array. Riempire nuovamente la camera di registrazione con alcune gocce di soluzione.

Aprire gradualmente l'ingresso e l'uscita per regolare la portata a circa due gocce al secondo nella camera di sgancio per flebo. Incubare il tessuto nella camera di registrazione con A CSF normale per circa un minuto. Quindi cambia le soluzioni.

Applicare su quattro AP A CSF disciolti e regolare correttamente la portata. Incubare il tessuto in quattro AP disciolti A CSF per circa 5-10 minuti prima della registrazione. Per rimuovere il tessuto dal PMEA, controllare l'ancora del tessuto con un micromanipolatore e sollevare gradualmente l'ancora dalla camera di registrazione.

Chiudere sia l'ingresso che l'uscita per interrompere il flusso. Nella camera di registrazione, utilizzare un piccolo pennello per sollevare l'angolo del tessuto. Se il tessuto non galleggia nella soluzione, utilizzare la provetta a vuoto per asciugare accuratamente la camera con il tessuto ancora posizionato sull'array.

Quindi aprire con cautela l'ingresso per riempire gradualmente la camera e chiudere l'ingresso per interrompere il flusso. Quando la camera di registrazione è piena, usa il pennello piccolo per sollevare l'angolo del fazzoletto. Di nuovo. Se il tessuto galleggia nella soluzione, utilizzare il tubo a vuoto per aspirare il tessuto.

Aprire il flusso all'ingresso e il vuoto all'uscita. Lavare l'impianto con acqua distillata e asciugarlo. Questo è un esempio dell'attività spontanea indotta da 100 micromolari quattro AP A CSF registrati da uno dei micro elettrodi situati nella regione dendritica basale con un rapporto segnale/rumore di 34,9 decibel.

Ed ecco le attività ingrandite nel rettangolo rosso. Questi sono i dati grezzi di un altro microelettrodo situato più vicino al somata con un rapporto segnale/rumore di 27,2 decibel. Ecco un altro esempio di registrazione ottenuta da un elettrodo posizionato all'interno dello strato somatico.

In questo esempio, il rapporto segnale/rumore è di 18,53 decibel, ed ecco il rumore di base registrato da un microelettrodo. La linea di base di solito ha un valore da picco a picco da 150 a 200 microvolt e l'impedenza di un singolo elettrodo è di circa uno o due mega ohm. Questo video mostra la propagazione neurale registrata con l'array e quindi elaborata utilizzando il metodo di normalizzazione individuale.

Nell'analisi dei dati, l'intera propagazione attraverso l'intero tessuto dura circa 100 millisecondi dopo questa procedura. Altri metodi come il neuroimaging in unfolded, l'ippocampo in vitu possono anche essere eseguiti per rispondere a domande aggiuntive come il movimento dei neurofuochi. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come aprire l'ippocampo in posizione, la preparazione del tessuto piatto sulla matrice di micro lezioni.