Name: Utilizzando il Elettroretinogramma per valutare la funzione in roditori Retina e gli effetti protettivi del Remote Limb ischemico precondizionamento (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Impara a valutare la funzione retinica nei ratti adattati al buio utilizzando l'elettroretinogramma (ERG). Questo metodo dimostra gli effetti protettivi del precondizionamento ischemico remoto sul danno retinico indotto dalla luce.

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Gli autori sono grati per l&#39;assistenza della signora Sharon Spana nel monitoraggio dei roditori, il trattamento e la sperimentazione. Sostegno finanziario PhD è stato fornito da Università di Sydney e centro di ricerca australiano per l&#39;eccellenza in Vision.

Questo protocollo segue le linee guida per la cura degli animali di Università di Sydney. 1. Realizzazione di elettrodi <ol><li> Costruire l&#39;elettrodo positivo (quello che contattare la cornea) da un breve (5 cm) lunghezza del filo di platino 1-2 mm di diametro. Adatti in un loop di pochi mm di diametro. Collegare questo circuito ad un cavo tradizionale, abbastanza a lungo per raggiungere la fase di ingresso dell&#39;amplificatore (vedi Figura 4). </li><li> Costruire l&#39;elettrodo negativo (che andrà in bocca all&#39;animale) utilizzando un Ag / AgCl pellet 1-2 mm di diametro, anche collegata ad un cavo convenzione (vedi Figura 4). </li><li> Come un elettrodo di riferimento (che entrerà in groppa dell&#39;animale), utilizzare un ago ipodermico pulita (23 G), anche collegata ad un cavo di lunghezza appropriata (vedere Figura 4). </li><li> Idealmente, utilizzare cavi a tre lead forniti dai produttori di strumenti, per collegare i tre elettrodi (positiva U94; cornea, negativo → bocca, riferimento → groppa) all&#39;amplificatore. </li></ol> 2. Connessione e calibrazione di stimolo luminoso e ERG Set-up <ol><li> Creare (o individuare) un piccolo laboratorio di registrazione, che può essere fatta scuro. Dotare con uno o entrambi di una luce over-the-banco fatto rosso o una testa-spia rossa. </li><li> Utilizzare un metro lux per confermare che l&#39;illuminamento a luci rosse raggiungere l&#39;occhio del ratto durante l&#39;installazione non supera 1 lux. Nota: un filtro a densità neutra può essere utilizzato per ridurre la luminosità della lampada e la sorgente di luce della lampada deve specificamente emettere luce rossa. Adattamento scuro sarà compromessa se fonti di luce emettono inferiori (visibili) lunghezze d&#39;onda. </li><li> Sigillare tutta la luce parassita di entrare nel laboratorio di registrazione (questo spesso richiede la persistenza con nastro opaco) e preparare un filtro a densità neutra (questo può essere acquistato in fogli) grande abbastanza da contenere oltre, e così debole, qualsiasi schermo del computer si avrà nel laboratorio. Nota: luce diffusa ela luce di uno schermo sono sufficienti a pregiudicare adattamento scuro dell&#39;occhio ratto. </li><li> Collegare l&#39;amplificatore di hardware di acquisizione dati. Collegare i cavi, negativi e positivi di riferimento per l&#39;amplificatore. Assicurarsi che il computer e l&#39;unità di alimentazione Ganzfeld LED siano collegati a una presa di terra. Nota: Alcuni laboratori sono specializzati punti di terra, collegato ad una terra dell&#39;edificio; un tubo di acqua è un&#39;alternativa efficace. </li><li> Calibrare la sorgente luminosa a LED con un radiometro di ricerca di qualità. Fissare sensore dello strumento nella posizione in cui l&#39;occhio dell&#39;animale sarà situato durante un esperimento. </li><li> Programmare i LED Ganzfeld per eseguire un protocollo di ERG a tutto campo con aumenti passo-saggio in energia flash, durata del flash, flash ripetizione e tempo tra lampi, chiamato intervallo interstimuls (ISI), le impostazioni. Ad esempio, un protocollo a tutto campo si veda la tabella 1. Nota: Il full-campo ERG lampi passano da ripetitivi dim lampeggia per Blampeggia a destra in modo saggio passo. Il programma Twin Flash fa seguito al protocollo a tutto campo e consente l&#39;isolamento di coni e bastoncelli risposte. </li></ol> 3. Giorno Prima di ERG Sperimentazione <ol><li> Scuro adattare ratti Sprague-Dawley di 12 ore prima della registrazione. È conveniente fare questo in laboratorio di registrazione, una volta che la luce esterna è stata eliminata. </li></ol> 4. Giorno di ERG Sperimentazione <ol><li> Disporre per l&#39;animale sia dolcemente riscaldata durante la registrazione. Usiamo una piattaforma di metallo leggero costruito in modo che la testa dell&#39;animale può riposare al giusto punto all&#39;entrata al Ganzfeld. La piattaforma ha integrato tubo attraverso cui si pompa acqua preriscaldata a 40 ° C in un bagno d&#39;acqua. Nota: L&#39;esperienza dimostra che questo mantiene la temperatura interna dell&#39;animale a 37 ° C. </li><li> Pesare il ratto in condizioni di oscurità. Peso record e portare corretto ketamina (60 mg / kg) e xilazina (5 mg / kg) dose. Trattenere il ratto gently e iniettare anestetico per via intraperitoneale. </li><li> Nota momento dell&#39;iniezione. Una volta che l&#39;animale è incosciente (di solito entro 5 min) verificare la profondità dell&#39;anestesia pizzicando leggermente un rilievo del piede, per vedere se una risposta riflessa è presente. E &#39;meglio aspettare fino a quando questo riflesso è assente o debole, prima di procedere. </li><li> Applicare una sola goccia di atropina e un altro di proxmethacaine alla cornea. </li><li> Tagliare una lunghezza 10 centimetri di filo nero. Fare un cappio con un nodo semplice e scivolare l&#39;anello sopra l&#39;equatore dell&#39;occhio. Stringere leggermente; l&#39;effetto è quello di disegnare il bulbo oculare leggermente in avanti, con pressione minima. Ciò mantiene la cornea risulta dalle palpebre. </li><li> Applicare occhio carbomer scende verso la superficie della cornea. Garantire carbomer rimane sulla superficie corneale e non fuoriesca sulle palpebre o la faccia. </li><li> Posizionare assestamento assorbente in cima piattaforma riscaldato. </li><li> Posizionare topo sulla biancheria da letto, con la testa nel posto consigliato nell&#39;apertura del Ganzfeld. </li><li> Inserisci intsonda di temperatura ernal nel retto. Sonda di temperatura sicuro in posizione con nastro adesivo il cavo della sonda fino alla coda. </li><li> Inserire l&#39;elettrodo di riferimento (l&#39;ago 23 G) per via sottocutanea nella gamba posteriore, e la connessione all&#39;amplificatore. </li><li> Inserire l&#39;elettrodo negativo (il pellet Ag / AgCl) saldamente in bocca. Per evitare che questo scivolare fuori dalla bocca, apporre il cavo di collegamento di una superficie stabile. </li><li> Posizionare l&#39;elettrodo positivo sul centro della cornea. Utilizzando un micromanipolatore, assicurarsi che l&#39;elettrodo tocca la cornea delicatamente. </li><li> Controllare la temperatura del corpo è al 37,0-37,5 ° C. </li><li> Una volta che l&#39;animale è posizionato correttamente e gli elettrodi sono in atto, copre l&#39;intero setup (Ganzfeld e animale) con un materiale opaco (per preservare adattamento al buio). Usiamo un panno morbido nera. </li><li> Nel software di acquisizione fissato a una frequenza di campionamento 2 KHz con un tempo di raccolta di 100-1000 msec con 5 msec di prelevamento dei campioni pre-collezione. Impostare i filtri passa banda a 1-1,000Hz e assicura che il campionamento viene attivato per assaggiare il periodo di ~ 250 msec dopo un lampo. </li><li> Controllare la linea di base della registrazione. Dovrebbe essere esente da disturbi esterni, ma mostrare un po &#39;di rumore amplificatore e una oscillazione respiratoria. </li><li> Se la linea di base mostra rumori estranei, iniziare la risoluzione dei problemi. La maggior parte dei problemi sono legati allo scivolamento in posizione degli elettrodi, o incaglio. Utilizzare una gabbia di Faraday per garantire registrazioni siano privi di rumore estraneo. </li><li> Eseguire un lampo di prova, 0,4 log scot cd.sm -2. Una forma d&#39;onda ERG simile alla figura dovrebbe apparire 2A. Nelle nostre risposte tipiche di laboratorio per un 0,4 log scot cd.sm -2 Flash sono (a-wave: -474 ± 39 mV e b-wave: 1.512 ± 160 mV, n = 11). </li><li> Lasciare animale scuro riadattare per 10 min. E &#39;conveniente usare questi 10 minuti di ricontrollare la linea di base. </li><li> A seguito della conferma del segnale stabile avviare la registrazione. </li><li> Alla fine della sessione di registrazione, controllare che il corpo temperature è stata mantenuta. Rimuovere gli elettrodi. Riapplicare carbomer polimero cornee. Permettere agli animali di recuperare su un blocco di calore finché non è completamente mobile e attivo, prima di tornare a stabulazione degli animali. </li></ol> 5. Ischemia Remote <ol><li> Eseguire ischemia a distanza sia in roditori svegli o anestetizzati. </li><li> Se l&#39;animale è anestetizzato, adagiarlo su una piattaforma riscaldata (sopra) e infilare il bracciale sfigmomanometro sulla parte superiore della arti posteriori, chiara del ginocchio. </li><li> Se gli animali sono abituati ad essere manipolati, è possibile eseguire questa procedura senza anestesia; questo richiede due persone. Una persona trattiene l&#39;animale delicatamente e il secondo si applica il bracciale sfigmomanometro e gestisce il misuratore di pressione. </li><li> Per gli animali svegli, utilizzare un pezzo di asciugamano ~ 15 centimetri x 30-50 cm per avvolgere delicatamente l&#39;animale, con uno degli arti posteriori gratuito. Posare l&#39;animale sul dorso su (ad esempio) l&#39;avambraccio sinistro, con la testa infilata tra il braccio del titolare e il tronco, e luogoil bracciale come appena descritto. </li><li> Sgonfiare il bracciale e garantire la valvola dell&#39;aria viene chiusa. Pompare il bracciale a 160 mmHg in animali anestetizzati, e a 180 mmHg negli animali svegli. Ciò supera la pressione sistolica (di solito 140 mmHg e 160 mmHg, rispettivamente). </li><li> Mantenere queste pressioni, come richiesto, utilizzando la pompa a mano. </li><li> Trascorso il tempo previsto per ischemia (usiamo 2 periodi di 5 minuti separati da 5 min riperfusione), sgonfiare la pressione del bracciale svitando la valvola dell&#39;aria. </li><li> Confermare l&#39;effetto di ischemia remota con una sonda di temperatura della pelle attaccata alla zampa. La temperatura cutanea scende tipicamente 32-30 ° C, più di 5 minuti e recupera su riperfusione. </li></ol> 6. Danni Luce <ol><li> Assicurarsi che i ratti sono in un buio adattato durante la notte, prima che la procedura di danno chiaro. </li><li> Al momento opportuno a seguito di ischemia degli arti (nei nostri esperimenti senza indugio), ogni animale viene posto singolarmente in scatole di plexiglass, with acqua e cibo in contenitori di pavimento-based. Nota: il danno indotto dalla luce può essere intrapresa solo in animali albini. </li><li> Accendere una luce bianca pre-calibrato 1.000 lux a un tempo standard (di solito 09:00) e mantenere questa condizione per 24 ore. </li></ol> 7. ERG Estrazione dei dati e analisi <ol><li> Acquisire forme d&#39;onda medio della ERG. Se necessario, corretto per una linea di base non-zero, per sottrazione. </li><li> Misurare l&#39;ampiezza della a-onda (presentato a metà a intensità elevate stimolo), come la differenza di tensione tra la linea di base e la prima (&lt;30 msec latenza) trogolo (Figura 1). </li><li> Misurare l&#39;ampiezza dell&#39;onda b come la differenza di tensione tra il picco di una onda e il positivo delle seguenti onda, tipicamente si verificano in una latenza di 80-100 msec (Figura 1). </li><li> Isolare potenziali oscillatorie utilizzando una trasformata di Fourier per filtrare i dati 60-235 Hz, con una banda di transizione 90 Hz <sup&gt; 7. Se necessario il isolato potenziale segnale oscillatorio può essere sottratta dalla forma d&#39;onda non filtrato per confermare l&#39;identità di un trogolo onda. </li><li> Il tempo implicito (latenza) del tipo A e B onda picchi può anche essere una misura utile (Figura 1). Utilizzare i gemelli lampeggia per isolare la risposta canna. Sottrarre la risposta cono (flash 2) dalla risposta mista (flash 1) per isolare la risposta asta (Figura 2). </li><li> Normalizzare l&#39;intensità della luce individuale un onda e ampiezze b-onda (post-trattamento / post-trattamento-base) o media per i gruppi di trattamento. Curve Intensity-risposta tracciare le ampiezze di gruppo e l&#39;errore contro l&#39;energia del flash. </li></ol>

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<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+abnormal+rod+photoreceptor+activity+with+the+a-wave+of+the+electroretinogram%3A+Applications+and+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Assessing abnormal rod photoreceptor activity with the a-wave of the electroretinogram: Applications and methods.</a> Documenta Ophthalmologica. 92 (4), 253-267 (1996).</li>
<li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rod-driven+a-wave+of+the+dark-adapted+mammalian+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 39, 1-22 (2014).</li>
<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+COMPUTATIONAL+MODEL+OF+THE+AMPLITUDE+AND+IMPLICIT+TIME+OF+THE+B-WAVE+OF+THE+HUMAN+ERG%5BTitle%5D)+AND+%22Visual+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A COMPUTATIONAL MODEL OF THE AMPLITUDE AND IMPLICIT TIME OF THE B-WAVE OF THE HUMAN ERG.</a> Visual Neuroscience. 8 (2), 107-126 (1992).</li>
<li>Wachtmeister, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillatory+potentials+in+the+retina%3A+what+do+they+reveal%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Oscillatory potentials in the retina: what do they reveal.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 17 (4), 485-521 (1998).</li>
</ol>

Jonathan Stone è il direttore del CSCM Pty Ltd

Il flash metodo di ERG adattata al buio sopra descritto è un metodo affidabile per valutare la funzione della retina nei ratti. Sia l&#39;una-wave e b-wave sono stati ridotti del danno chiaro. Remote precondizionamento ischemico mitigata riduzioni danni indotti luce del un-wave e b-wave. Questa conservazione della funzione retinica suggerisce che a distanza precondizionamento ischemico ha indotto neuroprotezione, simile ad altre forme di precondizionamento protettivi quali ipossia, ischemia e l&#39;esercizio 8-10.<...

L&#39;ERG è un potenziale elettrico generato dalla retina in risposta alla luce, e registrato dalla superficie corneale dell&#39;occhio. Quando le condizioni di registrazione vengono gestite accuratamente, l&#39;ERG può essere utilizzato in una varietà di modi per valutare la funzione retinica. Qui abbiamo descritto come registrare il &#39;Flash ERG&#39;, il potenziale generato quando la retina è esposto a un breve lampo, luminoso presentato in uno sfondo Ganzfeld. Il Ganzfeld disperde la luce in modo omogeneo e il lampo di luce raggiunge tutta la retina di circa uniforme. Se la retina è scuro adattato prima della registrazione, e il buio-adattamento è mantenuto come l&#39;animale è preparato per la registrazione, l&#39;ERG ha ottenuto è generato da due bastoncelli e coni. Il-scuro adattato Flash ERG ha una forma d&#39;onda caratteristica, che è stato analizzato in due modi. Innanzitutto, precoci e tardive componenti della forma d&#39;onda ERG sono stati distinti, e relativi alla sequenza di neuroneal attivazione nella retina. Il primo componente è una breve latenza andamento negativo potenziale, l&#39;a-onda (Figura 1). Questo è seguito da un potenziale positivo continuo, chiamato b-wave. La fase di salita del b-wave mostra oscillazioni, che sono considerate un componente separato (potenziali oscillatori o PO). L&#39;a-onda è considerato essere generato da fotorecettori, il b-wave dalle cellule dello strato nucleare interno e dei PO dalle cellule amacrine 1. Sulla base della forza dello stimolo, risposte a molto fioche lampeggia definito la risposta di soglia scotopica sono possibili. La risposta di soglia scotopica è inteso essere generato dalle cellule gangliari retiniche 2-4. In secondo luogo, il flash ERG può essere separata da adattamento alla luce, o da un protocollo due Flash descritto di seguito, in componenti di noccioli e cono guidato. In condizioni fotopiche, l&#39;a-onda non è rilevabile nei ratti, perché la popolazione cono è basso, ma PO e un b-wave sonochiaro 5. Nei primati, le cui retine avere popolazioni cono più elevati, sia Rod- e percorsi di cono generano un rilevabile un onda 6. Due misure utili spesso estratte dal flash ERG sono le ampiezze dei a- e b-onde, misurate come nella figura 1, con risposte in flash tipici mostrati in Figura 2. Quando la popolazione fotorecettore è ridotto, per esempio mediante esposizione a pericolosamente luminoso luce, tutti i componenti del ERG sono ridotti. Interventi neuroprotettivi, come ad esempio a distanza precondizionamento ischemico (RIP), possono essere convalidati dalla conservazione delle ampiezze delle a- e b-onde (Figura 3). In sintesi, l&#39;analisi della ERG consente confronti tra sano, leggero e della retina danneggiate neuroprotected.

<table><tbody><tr><td>PC Powerlab</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>, hardware di acquisizione a 4 canali</td><td>AD Instruments</td><td>PL 35044</td><td>Acquisizione di ERG</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE 136</td><td>Amplificatore per</td></tr><tr><td>ERG Lab chart</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>Software di raccolta segnali</td></tr><tr><td>Ganzfield</td><td>Soluzioni fotometriche</td><td>FS-250A</td><td>Stimolo luminoso</td></tr><tr><td>Sistema operativo Ganzfield</td><td>Soluzioni</td><td></td><td></td>fotometriche</tr><tr><td>Ricerca Radiometro</td><td>Tecnologie internazionali della luce</td><td>ILT-1700</td><td>calibrare la serie di luci</td></tr><tr><td>Luxmetro</td><td></td><td>LX-1010B</td><td>controllare l'illuminazione della luce rossa</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cavi Fili</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>Connect positivo, negativo elettrodi di terra all'amplificatore</td></tr><tr><td>Fili conduttori - alligatore</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>campo di terra e hardware di acquisizione al computer</td></tr><tr><td>Filo di platino 95%</td><td>A& Elettrodo positivo in metalli</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elettrodo a bocca Ag/AgCl Pellet</td><td>SDR</td><td>E205</td><td>elettrodo negativo</td></tr><tr><td>26 G ago</td><td>BD</td><td></td><td>elettrodo di terra Pompa</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>dell'acqua</td></tr><tr><td>Tubi</td><td></td><td></td><td></td></tr> a <tr><td>bagno</td><td></td><td></td><td></td>d'acqua</tr><tr><td>Sistema di coperte omeotermiche con sonda flessibile</td><td>Harvard Appartus</td><td>507222F</td><td></td></tr><tr><td>Atropina 1% con</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>midriasi topica</td></tr><tr><td>Proxmethycaine 0,5% w/v</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>anestetico topico</td></tr><tr><td>Visco lacrima collirio</td><td>Novartis</td><td></td><td>carbomer polimero</td></tr><tr><td>Filo</td><td></td><td></td><td>ritrarre la palpebra</td></tr><tr><td>Pinzetta</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adesivo riutilizzabile</td><td>Blu tac</td><td></td><td>Lampada frontale rossa fioca. Fissare gli elettrodi</td></tr><tr><td>Lettiera</td><td></td><td></td><td></td>assorbente</tr><tr><td>Ketamil - ketamina 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>dissociativo</td></tr><tr><td>Xylium - Xilazina 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>miorilassante</td></tr><tr><td>Scala</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

utilizzando il elettroretinogramma per valutare la funzione in roditori retina e gli effetti protettivi del remote limb ischemico precondizionamento

Using the Electroretinogram to Assess Function in the Rodent Retina and the Protective Effects of Remote Limb Ischemic Preconditioning

L'ERG è la somma di tutta l'attività retinica. L'ERG viene solitamente registrato dalla cornea, che funge da antenna che raccoglie e somma i segnali dalla retina. L'ERG è una misura sensibile dei cambiamenti nella funzione retinica che sono pan-retinici, ma è meno efficace per rilevare danni confinati a una piccola area della retina. Nel presente lavoro descriviamo come registrare l'ERG 'flash', che è il potenziale generato quando la retina è esposta a un breve lampo di luce. Descriviamo i metodi di anestesia, midriasi e gestione corneale durante la registrazione; come mantenere la retina adattata al buio; materiali e posizionamento degli elettrodi; la portata e la calibrazione dell'energia dello stimolo; registrazione dei parametri e l'estrazione dei dati. Descriviamo anche un metodo per indurre l'ischemia in un arto e come utilizzare l'ERG per valutare gli effetti di questa ischemia remota dalla retina sulla funzione retinica dopo un danno luminoso. Viene descritto un protocollo a due flash che consente l'isolamento del componente guidato dal cono dell'ERG adattato al buio e quindi la separazione dei componenti del bastoncello e del cono. Poiché può essere registrato con tecniche minimamente invasive, l'ERG è stato ampiamente utilizzato negli studi di fisiologia, farmacologia e tossicologia della retina. Descriviamo un esempio di questa utilità, in cui l'ERG viene utilizzato per valutare la funzione della retina danneggiata dalla luce, con e senza un intervento neuroprotettivo; Precondizionamento mediante ischemia remota.

Il protocollo può essere utilizzato per misurare la funzione visiva di roditore retina in vivo. L&#39;a-onda, una misura della funzione fotorecettori, e b-wave, una misura della funzione retina interna, vengono annotati in Figura 1. I asta dominato ERG segnale aumenta con la crescente stimolo luminoso, come mostrato nella figura 2A. L&#39;a-onda diventa chiaro a ~ 0,4 log scot cd.sm -2 e l&#39;ampiezza delle onde un aumenta fino a saturaz...

L'elettroretinogramma (ERG) è un potenziale elettrico generato dalla retina in risposta alla luce. Questo articolo descrive come utilizzare l'ERG per valutare la funzione retinica, nei ratti adattati al buio, e come può essere utilizzato per valutare un intervento neuroprotettivo, in questo caso il precondizionamento ischemico remoto.

Utilizzando il Elettroretinogramma per valutare la funzione in roditori Retina e gli effetti protettivi del Remote Limb ischemico precondizionamento

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the ...

L'obiettivo generale di questa procedura è testare la funzione visiva in ratti normali esposti alla luce dannosa e in ratti sottoposti a precondizionamento ischemico remoto e poi esposti alla luce dannosa, utilizzando l'ERG, dimostrando così gli effetti protettivi dell'ischemia remota agli arti sulla retina. Questo viene realizzato prima adattando i ratti al buio per 12 ore. Il secondo passaggio consiste nel registrare l'ERG di base in condizioni di adattamento al buio, utilizzando stimoli luminosi a LED e un amplificatore digitale.Successivamente, sottoporre i ratti a uno stress retinico esponendoli a una luce intensa e continua. L'ultimo passaggio consiste nel confrontare le registrazioni di ERG dei ratti danneggiati dalla luce con quelle dei ratti precondizionati mediante ischemia arti distale, e misurare le risposte dei fotoricettori osservate nell'onda A e le risposte della retina interna osservate nell'onda B. In definitiva, l'ERG in condizioni di adattamento al buio viene utilizzato per valutare la funzione visiva scotopica.Pertanto, questo metodo può fornire informazioni sulla neuroprotezione basata sull'ischemia remota. Può inoltre essere applicato ad altre forme di danno retinico e alla sperimentazione farmacologica delle malattie, nonché allo screening di animali con difetti visivi. Per iniziare questa procedura, adattare il ratto al buio per 12 ore, quindi anestetizzarlo mediante iniezione della miscela di chetamina e xilazina.Una volta che l'animale è incosciente, verificare la profondità dell'anestesia pizzicando leggermente il piede per accertarsi che la risposta riflessa sia assente. Successivamente, applicare una goccia di atropina e una goccia di proparacaína sulla cornea. Tagliare un filo nero lungo 10 centimetri.Quindi creare un cappio con il filo e far scivolare il cappio attorno all'equatore dell'occhio, leggermente stretto per tirare leggermente in avanti il bulbo oculare e mantenere la cornea libera dalla palpebra. Successivamente, applicare colliri carmer sulle cornee. Posizionare il ratto sulla lettiera assorbente posta sopra la piattaforma riscaldata, con la testa inserita nell'apertura del ganzfeld.Quindi inserire la sonda per la temperatura interna nel retto per assicurare che la temperatura corporea sia mantenuta a 37 gradi Celsius, e fissare la sonda in posizione applicando del nastro adesivo al suo cavo sulla coda del ratto. Successivamente, inserire l'elettrodo di riferimento sottocutaneamente nell'arto posteriore. Posizionare saldamente l'elettrodo negativo in bocca per evitare che scivoli fuori dalla cavità orale.Fissare il cavo di collegamento a una superficie stabile. Quindi posizionare l'elettrodo positivo al centro della cornea e assicurarsi che l'elettrodo tocchi delicatamente la cornea utilizzando un micromanipolatore. Una volta posizionati gli elettrodi, coprire l'intero apparato, inclusi il ganzfeld e l'animale, con un materiale opaco per preservare l'adattamento al buio.Nel software di acquisizione, impostare una frequenza di campionamento di due kilohertz con cinque millisecondi per il campionamento pre-raccolta e un tempo di raccolta compreso tra 100 e 1000 millisecondi. Successivamente, impostare i filtri passa-banda da uno a 1000 hertz e assicurarsi che il campionamento sia attivato per un periodo di 100 millisecondi successivo a un lampo.Ora, verificare la linea di base della registrazione. Dovrebbe essere priva di rumori estranei, ma mostrare il rumore dell'amplificatore e le oscillazioni respiratorie. Quindi eseguire un flash di prova.Questa è una tipica forma d'onda ERG in risposta al lampo di prova. Al termine, lasciare che l'animale si riadatti al buio per 10 minuti. Successivamente, verificare nuovamente la linea di base per un segnale stabile.In seguito, iniziare la registrazione. Al termine della sessione di registrazione, verificare la stabilità della temperatura corporea dell'animale. Rimuovere gli elettrodi, quindi riapplicare il polimero carmer alle cornee. Successivamente, permettere all'animale di riprendersi su un tappetino riscaldante fino a quando non sarà completamente mobile e attivo, prima di riconsegnarlo al ricovero animale.Questa figura mostra la misurazione dell'onda a e dell'onda B da un ERG in condizioni di adattamento al buio. La traccia mostrata qui è registrata dalla cornea di un occhio adattato al buio in risposta a un lampo luminoso intenso somministrato al tempo indicato come T zero. L'ampiezza dell'onda a viene misurata dalla linea di base fino al primo minimo.L'ampiezza dell'onda B viene misurata dal minimo dell'onda A al picco positivo successivo. La latenza viene misurata dall'artefatto dello stimolo al punto di interesse sul tracciato, ad esempio il minimo dell'onda A. Il segnale ERG grezzo dominante aumenta all'aumentare dello stimolo luminoso.Un'onda diventa evidente a circa 0,4 log scotopic candela secondi per metro quadrato, e il paradigma del doppio lampo è stato utilizzato per separare il segnale ERG misto in risposte dei coni e dei bastoncelli. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita entro 30 minuti.

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Questo video dimostra la preparazione di un modello di ratto per studiare la salute della retina e l'integrità del percorso visivo. Il potenziale evocato visivo e il riferimento per l'elettroretinografia e gli elettrodi attivi sono collegati al ratto, seguiti dall'allineamento della piattaforma con il ratto davanti alla ciotola di Ganzfeld per un'illuminazione uniforme della retina e dalla chiusura della gabbia di Faraday per evitare interferenze esterne.

Preparazione di un modello di ratto per valutare l'integrità del percorso visivo utilizzando una configurazione di elettrofisiologia

Fonte: Brandli, A. Precondizionamento ischemico remoto degli arti: una tecnica neuroprotettiva nei roditori. J. Vis. Exp. (2015)Questo video dimostra un protocollo di precondizionamento ischemico degli arti non invasivo nei ratti per indurre la neuroprotezione sistemica. La procedura prevede l'occlusione arteriosa controllata e la riperfusione, innescando percorsi di stress cellulare che rilasciano fattori protettivi. Questi fattori aumentano la resistenza alle lesioni ischemiche e metaboliche...

Precondizionamento ischemico non invasivo degli arti in un modello di ratto per la neuroprotezione

La retina roditore è da tempo riconosciuta come finestra accessibile al cervello. In questa nota tecnica fornendo un protocollo che utilizza il modello murino di retinopatia indotta da ossigeno per studiare i meccanismi che portano al fallimento di rigenerazione vascolare nel sistema nervoso centrale dopo lesione ischemica. Il sistema descritto può anche essere sfruttata per esplorare le strategie per promuovere la ricrescita dei vasi sanguigni funzionali all'interno della retina e del SNC.

Assessment of Vascular rigenerazione nel SNC Utilizzo del Retina mouse

Precondizionamento ischemico remoto (RIP) è un metodo di tessuti condizionamento contro lo stress dannoso. Abbiamo stabilito un metodo di ischemia telecomando verso l'arto posteriore, gonfiando un bracciale sfigmomanometro per 5-10 min. Le capacità neuroprotettive del RIP sono stati dimostrati in un modello di degenerazione retinica nei roditori.

Arto Remote ischemica precondizionamento: una tecnica neuroprotettivo nei roditori

Ex vivo ERG può essere utilizzato per registrare l'attività elettrica delle cellule retiniche direttamente da retine intatte isolate di animali o esseri umani. Dimostriamo qui come i comuni sistemi ERG in vivo possano essere adattati per registrazioni ERG ex vivo al fine di sezionare l'attività elettrica delle cellule retiniche.

Simultaneo<em&gt; Ex vivo</em&gt; Test funzionale di due retine per<em&gt; In vivo</em&gt; Sistema Elettroretinogramma

Questo protocollo descrive la misurazione simultanea dell'elettroretinogramma e dei potenziali evocati visivi in ratti anestetizzati.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall'occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde.

L&#39;impianto e la registrazione di Wireless Elettroretinogramma e potenziale visivo evocato ratto conscio

Qui, presentiamo un metodo per registrare le risposte elettriche evocate dalla luce dell'epitelio pigmentato retinico (RPE) nei topi usando una tecnica nota come DC-ENG descritta per la prima volta da Marmorstein, Peachey e colleghi nei primi anni 2000.

Elettroretinogramma ad accoppiamento diretto (DC-ERG) per la registrazione delle risposte elettriche evocate dalla luce dell'epitelio pigmentato retinico del mouse

Qui, descriviamo un modello di topo di ischemia retinica mediante occlusione bilaterale transitoria comune dell'arteria carotide usando suture semplici e un morsetto. Questo modello può essere utile per comprendere i meccanismi patologici dell'ischemia retinica causati da anomalie cardiovascolari.

Un modello murino di lesione retinica ischemica indotta dall'occlusione dell'arteria carotide comune transiente

La modifica dell'array multielettrodo esistente o delle apparecchiature patch clamp rende l'elettroretinogramma ex vivo più ampiamente accessibile. Metodi migliorati per registrare e mantenere le risposte alla luce ex vivo facilitano lo studio della funzione dei fotorecettori e delle cellule bipolari ON nella retina sana, nei modelli animali di malattie degli occhi e nelle retine dei donatori umani.

Ottimizzazione della configurazione e delle condizioni per l'elettroretinogramma ex vivo per studiare la funzione della retina in occhi piccoli e grandi

Questo protocollo modella il danno da ischemia-riperfusione retinica in un occhio di topo inducendo l'ischemia retinica tramite incannulamento della camera anteriore e aumento della pressione intraoculare, seguito dalla normalizzazione della pressione intraoculare per avviare la riperfusione.

Induzione di lesioni da ischemia-riperfusione retinica in un modello di occhio murino

Impara a valutare la funzione retinica nei ratti adattati al buio utilizzando l'elettroretinogramma (ERG). Questo metodo dimostra gli effetti protettivi del precondizionamento ischemico remoto sul danno retinico indotto dalla luce.

Utilizzando il Elettroretinogramma per valutare la funzione in roditori Retina e gli effetti protettivi del Remote Limb ischemico precondizionamento (Video) | JoVE Journal

Utilizzando il Elettroretinogramma per valutare la funzione in roditori Retina e gli effetti protettivi del Remote Limb ischemico precondizionamento

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