Name: Cervello Imaging Source in modelli preclinici Rat dellepilessia focale utilizzando ad alta risoluzione EEG Recordings (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Impara l'analisi delle sorgenti cerebrali con EEG ad alta risoluzione su ratti con epilessia focale. Questo metodo non invasivo permette di identificare le regioni epilettogene per studi preclinici in neuroscienza.

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Gli autori desiderano ringraziare Pedro A. Valdes Hernandez, Francois Tadel, e Lloyd Smith per il loro preziosi consigli e fruttuosa discussione. Ringraziamo anche Rafael Torres per la correzione di bozze.

Dichiarazione etica: Tutti gli esperimenti sono eseguiti secondo le politiche stabilite dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale (IACUC) alla Florida International University (IACUC 13-004). 1. EEG Recordings <ol><li> Preparazione del mini-cap EEG <ol><li> Immergere le punte degli elettrodi del mini-cap EEG almeno 12 ore in acqua distillata da cloruro 0,2%. Risciacquare il mini-tappo EEG delicatamente in acqua distillata. Essiccare il tappo e gli elettrodi in aria. </li><li> Mix EEG elettrodo pasta con 0,9% di soluzione di NaCl nella proporzione volume di 2: 1. Aggiungere una goccia di blu di metilene, che aiuterà a visualizzare la pasta all&#39;interno dell&#39;elettrodo, gli elettrodi e sulla pelle. Prendere la pasta miscelata in una siringa. Assicurarsi che non vi siano bolle d&#39;aria nella siringa. Iniettare il gel in ciascuno dei 32 elettrodi, riempiendole senza introdurre bolle d&#39;aria. Si raccomanda di iniettare dal fondo piuttosto che la cima. Questo fornisce una migliore access a ciascun elettrodo e riduce la possibilità di gel traboccando. </li><li> Accendere EEG e sistema di registrazione fisiologica, e aprire il software di registrazione corrispondente sul computer in uso. </li></ol></li><li> Preparazione degli animali e l&#39;anestesia NOTA: epilessia cronica è stata creata utilizzando un protocollo per FCD 8 in ratti Wistar. La registrazione EEG sono stati condotti in ratti adulti Wistar (8 settimane di vita, 300-400 g). <ol><li> Registrare il peso del ratto in un foglio esperimento. Utilizzare queste informazioni per calcolare la dose sedativo (DEXDOMITOR 0,25 mg / kg). Indurre l&#39;anestesia nel ratto con 5% isoflurano e ossigeno al 100% (1 L / min a 14,7 psi). </li><li> Dopo tagliare la testa del topo, ridurre isoflurano al 2% e mantenerla per tutta la cornice del mini-cap EEG. Controllare riflessi ratto sono assenti (toe-pinch). Posizionare il ratto su una piastra elettrica nella apparato stereotassico fissando i condotti uditivi utilizzando barre di orecchio. Assicurarsi cono anestesia naso è sicuro. </li><li> Apply lubrificante pomata oftalmica per ogni occhio. </li><li> Radere i capelli supplementari sulla testa ratto e orecchie usando un rasoio. Evitare qualsiasi sanguinamento durante la rasatura. NOTA: Qualsiasi capelli lasciati sulla pelle produrrà rumore nelle registrazioni EEG. Rub pelle del topo con il 90% di alcool isopropilico per stimolare i vasi sanguigni e sgrassare la pelle. </li><li> Posizionare un tampone salino sul cuoio capelluto e coprire completamente per mantenere una buona conduttanza cutanea fino al mini-cap EEG è pronto per essere posizionato. </li><li> Collegare la temperatura, la respirazione, e tre sonde elettrocardiogramma piombo. Si noti che la temperatura viene misurata da una sonda rettale. Monitorare continuamente la fisiologia del ratto durante le procedure di registrazione. Assicurarsi che la temperatura normale è di 37 ° C, gamma respirazione è 30-60 respiri al minuto, e la frequenza cardiaca è di circa 350-450 battiti al minuto. </li></ol></li><li> Procedure di registrazione <ol><li> Rimuovere il tampone salino sul cuoio capelluto del ratto e posizionare il preparato EEG mini-cap sulla sua pelle. Fissare il mini-cap con elastici. Posizionare un elastico sul lato anteriore del cuoio capelluto, di solito davanti agli occhi, e un altro gruppo sul retro del cuoio capelluto tra le orecchie e il collo. Utilizzare una protezione di plastica sotto il collo per facilitare la respirazione normale. </li><li> Mettere uno strato di alta conduttanza elettrodi di pasta su entrambi gli elettrodi di terra e di riferimento. Mettetele sul rispettivo orecchio. NOTA: L&#39;elettrodo di riferimento può essere eventualmente collocata in altre posizioni. </li><li> Collegare il mini-tappo EEG agli amplificatori e osservare in anteprima il banco di lavoro per l&#39;impedenza degli elettrodi. Controllare le prestazioni di tutti gli elettrodi. Per una registrazione di alta qualità, assicurano che il valore di impedenza è nell&#39;intervallo di 5-30 kΩ. Se ci sono elettrodi rumorosi, fornire un migliore contatto con il cuoio capelluto da uno spostandoli all&#39;interno del ponteggio verso il cuoio capelluto o delicatamente iniettando più gel dall&#39;alto dell&#39;elettrodo. </li><li> Somministrare DEXDOMITOR (0,25 mg / kg) intraperitoneally e subito ridurre il tasso di isoflurano al 0%. Se il tasso di respirazione non è di 30-60 respiri al minuto gamma, iniziare ad aumentare il tasso di isoflurano delicatamente. Non superare il valore di 1% isoflurano. Monitorare con attenzione questo passo perché la miscela di isoflurano e DEXDOMITOR potrebbe spingere gli animali ad una condizione critica. NOTA: Sul modello preclinico di epilessia focale, isoflurano colpisce IED, mentre DEXDOMITOR non lo fa. I soggetti sotto isoflurano hanno più debole proprietà epilettogena, cioè, relativamente meno IED possono essere rilevati rispetto alle altre condizioni 7,14. La dose DEXDOMITOR è efficace per circa 2 ore. Così, per risparmiare il tempo per il suo effetto, la preparazione è stata effettuata sotto isoflurano. </li><li> Condurre registrazioni EEG. Dopo la registrazione, contrassegnare le posizioni dei tre cerchi sporgenti del mini-tappo EEG in cima alla pelle inserendo una penna di colore al loro interno prima del mini-tappo EEG viene rimosso. Usarli come punti di riferimento per la risonanza magnetica co-Iscrizione. Scatta una foto della testa ratto con i punti di riferimento. Posizionare il topo di nuovo dentro la gabbia e monitorarlo fino al recupero completo di effetto di DEXDOMITOR. NOTA: In questo esperimento, il colore rosso (colore avversario a verde) è stato utilizzato per distinguere dalle posizioni degli elettrodi (verde). Tuttavia, si consiglia di usare altri colori (viola / verde) se i piccoli punti emorragici si osservano nella pelle. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig1.jpg" /> Figura 1. Un&#39;immagine del EEG mini-tappo posizionato su un particolare topo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 2. cervello Imaging Source <ol><li> Classificazione IED NOTA: Il rilevamento IED e la classificazione viene effettuata utilizzando i codici di auto-sviluppato in MATLAB in base allaprecedente studio 15. Questo software sarà disponibile a richiesta. <ol><li> Scartare canali rumorosi ispezionando visivamente i traccianti EEG. Rimuovere artefatti EKG utilizzando un metodo automatico per la forma d&#39;onda periodica sottrazione, che si basa su un modello e una analisi di correlazione. NOTA: Normalmente, lo sperimentatore che ha registrato il EEG condivide il foglio sperimentale scritta per le informazioni del canale cattivo osservato sulla base dei valori di impedenza. Software per rimuovere gli artefatti ECG sarà disponibile anche su richiesta. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig2.jpg" /> Figura 2. Un esempio di traccia EEG mostrando diversi tipi di IED. La scatola rossa indica un tipo di IED. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Applicare un filtro passa-banda con frequenze di taglio da 3 - 150 Hz e una taccafiltrata per rimuovere la frequenza di rete (60 Hz in generale e 50 Hz in alcuni paesi) offline componente. </li><li> Rileva due tipi di IED (punte e onde aguzze). Picchi e onde aguzze costituiscono grandi eventi elettrici di 20-70 ms e 70-200 ms di durata rispettivamente. Pertanto, dopo l&#39;applicazione di un rispettivo filtro passa-banda (frequenze di taglio 15 - 50 Hz per punte e 5 - Nel 15 Hz per onde aguzze), gli IED sono rilevate in base ad ampiezza soglie 15. NOTA: Le soglie vengono automaticamente impostati 4σ come suggerito nello studio precedente per l&#39;attività multiunit 15. Qui, σ è una deviazione standard stimata del segnale passa-banda-filtrato, σ = {mediana | segnale filtrato | / 0,6745}. </li><li> Sub-classificare le punte e onde aguzze in diversi cluster. Le caratteristiche distintive di diverse punte e onde aguzze vengono estratti mediante trasformata wavelet 15. Essi sono sotto-classificate in più cluster con k-means,e il numero di cluster ottimale k è determinato utilizzando silhouette. </li><li> Calcolare la media dei segnali sub-classificati nella stessa cluster. I segnali EEG medi per ogni sottotipo IED saranno utilizzati per l&#39;analisi di origine cerebrale. </li></ol></li><li> Volume modello conduttore NOTA: Per le seguenti sezioni, il software open source, Brainstorm 12, verrà utilizzato con l&#39;atlante MRI per Wistar ratti 9. Tuttavia, MRI ratto singolo può anche essere utilizzato per generare il modello di volume conduttore se disponibile. L&#39;atlante MRI 9 può essere scaricato dal <a href="http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/db/rb/101028.html">http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/</a> . Questo sito fornisce l&#39;atlante il formato NIfTI sezione &quot;Wistar Rat MRI Atlas&quot; sotto, e può essere accessibile previa registrazione. Il software necessario per la pre-elaborazione può essere trovata anche in questo sito. <ol><li> MRI ingresso e la superficie del cervello per il software 12. <img alt="Visiva 1" src = &quot;/ files / ftp_upload / 52700 / 52700vis1.jpg&quot; /&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Generare superficie della testina con l&#39;impostazione di default. <img alt="Visivo 2" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Generare cuoio capelluto e le superfici del cranio esterna / interna in base alla risonanza magnetica per il campo principale di calcolo 12. NOTA: La risoluzione dei vertici influenza la precisione della sorgente stimata, ma molti vertici risultati in alta complessità computazionale. Numero consigliato di vertici di ogni strato è 642 per la precisione accettabile con complessità computazionale fiera. Lo spessore del cranio può essere controllato dalla MRI, e nel caso dell&#39;atlante MRI, è di circa 1 mm. Dopo aver inserito i valori superiori nel software, corrispondente triangolo faccia vertici mesh per verrà creato ogni superficie. <img alt="Visuale 3" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis3.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis3highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Controllare l&#39;orientamento e la posizione di ciascuna superficie rispetto alla MRI utilizzando l&#39;opzione di visualizzazione. Modificare di conseguenza, se le superfici non sono co-registrate 12. <img alt="Visiva 4" height="351" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis4.jpg" width="321" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis4highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Usando l&#39;immagine testa topo acquisita in 1.3.5. co-registrare le posizioni dei punti di riferimento 3 (R1, R2, e R3) in MRI. Utilizzare i punti della griglia dei punti di riferimento come riferimenti generate le posizioni degli elettrodi come gli elettrodi sono fissati sulla scaffold (Figura 3B). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig3.jpg" /> Figura picture testa 3. (A) Rat utilizzato per ottenere le posizioni degli elettrodi e (b) il diagramma mini-cap EEG con il sistema di coordinate. I puntini rossi in (A) indicano i punti di riferimento di cui al 1.3.5. che corrispondono ai numeri rossi in (B). Inoltre, i segni verdi in (A) rappresentano le posizioni degli elettrodi 32, e corrispondono ai numeri in blu (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig3highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Genera N × 3 elettrodo matrice posizione basata sui 3 punti di riferimento. Qui, N è il numero di canali (N = 32) e la colonna rappresenta il corrispondente x, y, z valori delle coordinate. NOTA: Il mini-cap EEG è un&#39;impalcatura rigida. Pertanto, una volta ottenute le 3 griglie di riferimento (R1, R2, e R3), la posizione degli elettrodi vengono impostati automaticamente. L&#39;utente dovrà solo ridefinire i valori Z in modo che il mini-tappo è opportunamente proiettata sul cuoio capelluto. Le griglie di punti N possono essere numerati in sequenza, come mostrato in Figura 3B numeri blu. L&#39;impalcatura standard per l&#39;EEG mini-cap è disponibile in commercio (Table of Materials). Il software per la co-registrazione è a disposizione della comunità anche. </li><li> Inserire il file di canali generato. <img alt="Visuale 5" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis5.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis5highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Visualizzare e confermare la posizione di tutti gli elettrodi. Modificare gli elettrodi fuori luogo 12. Il sistema di coordinate finale per l&#39;elettroposizioni de devono coincidere con il sistema di coordinate usato per le superfici suddette. NOTA: Le superfici create possono essere controllate visivamente al una risonanza magnetica utilizzando l&#39;opzione di visualizzazione, e poi, una superficie selezionata verranno visualizzati come linea gialla sulla MRI &quot;registrazione MRI Controllare MRI / registrazione di superficie.&quot;. Inoltre, i 3 punti di riferimento e le 32 posizioni elettrodi possono essere visualizzati sulla risonanza magnetica selezionando l&#39;opzione del toolbox, &quot;Mostra Sensori MRI Viewer&quot;. Le posizioni possono essere controllati visivamente confrontando le distribuzioni basate su occhi e orecchie posizioni del ratto ( Figura 4). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig4.jpg" /> Figura 4. atlante (A) RM con piano di co-registrate cervello (linea gialla), (B) il volume modello conduttore creati con le allineati 32 elettrodi e 3 punti di riferimento (punti rossi), e Atlas (C) MRI con co-registrate arbitro<html> griglia erence R1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig4highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li></ol></li><li> Cervello Imaging Source <ol><li> Calcola matrice campo di piombo 13. Inserire i valori di conducibilità che soddisfano il rapporto di pelle, il cranio e cervello come 1: 1/80: 1. Ottenere la matrice campo principale in base al modello volume conduttore e le posizioni degli elettrodi creati in 2.2. NOTA: La casella degli strumenti offre 12 l&#39;interfaccia con gli altri software per il calcolo BEM 10. Pertanto, solo i valori di conducibilità sono richiesti input. <img alt="Visiva 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis6.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis6highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Inserire i segnali EEG medi per ogni sottotipo IED memorizzato in 2.1.4. &quot;Src =&quot; / files / ftp_upload / 52700 / 52700vis7.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis7highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Ottenere soluzione sLORETA 13 basato sulla matrice campo piombo calcolato ei segnali di ingresso EEG. Selezionando l&#39;opzione metodo di stima di origine, la soluzione inversa può essere ottenuta 12. <img alt="Visuale 8" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis8.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis8highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </li><li> Tracciare le fonti stimate. </li></ol></li></ol>

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<li>Hawrylycz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Allen+Brain+Atlas%5BTitle%5D)+AND+%22Springer+Handbook+of+Bio-Neuroinformatics%22%5BJournal%5D)">The Allen Brain Atlas.</a> Springer Handbook of Bio-Neuroinformatics. , 1111-1126 (2014).</li>
<li>Schweinhardt, P., Fransson, P., Olson, L., Spenger, C., Andersson, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+template+for+spatial+normalization+of+MR+images+of+the+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A template for spatial normalization of MR images of the rat brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 129 (2), 105-113 (2003).</li>
<li>Schwarz, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+stereotaxic+MRI+template+set+for+the+rat+brain+with+tissue+class+distribution+maps+and+co-registered+anatomical+atlas%3A+application+to+pharmacological+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A stereotaxic MRI template set for the rat brain with tissue class distribution maps and co-registered anatomical atlas: application to pharmacological MRI.</a> Neuroimage. 32 (2), 538-550 (2006).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Una nuova metodologia per non invasivo multicanale registrare EEG in un particolare modello preclinico di epilessia focale è descritta. Le indicazioni per le procedure di registrazione e di analisi, con specifiche punte sperimentali, sono forniti. Ci sono stati i fattori chiave da considerare raggiungere risultati di successo. In primo luogo, per le registrazioni di EEG, ottenendo segnali di alta qualità è essenziale. La corretta viscosità della pasta EEG dovrebbe essere applicata a ciascun elettrodo durante la preparazione mini-cap, e la testa e l&#39;orecchio capelli del ratto dovrebbe essere completamente rimosso durante la rasatura. Controllo impedenza è il passo più importante per confermare la qualità delle registrazioni di EEG. In secondo luogo, per l&#39;imaging fonte cervello, generando corretto modello di volume conduttore è fondamentale. Ogni superficie deve essere co-registrato. Inoltre, le posizioni degli elettrodi generati devono avere un errore minima distanza dalle posizioni degli elettrodi reali sul cuoio capelluto del ratto. Anche se questo manoscritto presenta fonteprocedure di analisi che utilizzano Brainstorm 12, possono essere effettuate utilizzando altri software aperti 16,17 e prodotti commerciali 18,19. Inoltre, oltre sLORETA 13, altre soluzioni inverse come molteplici modelli dipolo e Beamformer possono essere applicati 4. Una limitazione di questo approccio è che l&#39;analisi del comportamento non può essere condotta in quanto la registrazione EEG è effettuata sotto sedazione. Tuttavia, rispetto agli altri metodi di registrazione EEG nel ratto 5,6, questo approccio è invasivo. I nostri risultati preliminari supportano l&#39;importanza, per una precisa classificazione di IED marcatori da registrazioni EEG per determinare le zone irritativi in un ratto con epilessia focale, nonché per valutare il loro rapporto con i meccanismi alla base di sequestro iniziazione 11. Inoltre, è stato dimostrato che la localizzazione della sorgente EEG per tali IED specifici ha mostrato una buona corrispondenza con la respective attivazione e disattivazione regioni BOLD 20. Il nostro studio stimolerà l&#39;utilizzo di modelli preclinici per valutare le strategie bed-panca-letto sviluppati da ingegneri biomedici. Ad esempio, l&#39;estrazione IED è oggi eseguita in ospedali manualmente, che ha richiesto un notevole sforzo umano. La metodologia proposta in questo studio fa automaticamente. Noi ipotizziamo che l&#39;uso di questa metodologia produrrà risultati simili quando applicato ai pazienti con FCD. Ci stiamo preparando protocolli IRB per la valutazione di questo e di altri aspetti della metodologia nel set di dati umano. Inoltre, l&#39;uso di modelli preclinici ci aiuterà a capire le capacità ei limiti di localizzazione della sorgente EEG nell&#39;epilessia 21. La stima accurata delle fonti cerebrali subalterno epilettogenesi è cruciale per le strategie terapeutiche e pianificazione chirurgica. Inoltre, avendo una piattaforma standard per la registrazione EEG in ratti sarà utile perla valutazione dell&#39;efficacia di diversi farmaci antiepilettici in studi preclinici. Questo è il primo studio in cui ratti epilettici sono registrati in modo non invasivo sotto sedazione, che aprirà nuove porte per la valutazione di biomarcatori EEG per l&#39;epilessia. Tuttavia, l&#39;intera metodologia presentata in questo studio è estendibile ad altre condizioni sperimentali e disturbi cerebrali. L&#39;EEG mini-tappo può essere utilizzato anche in altri tipi di roditori. In passato, un paradigma stimolazione zampa in ratti Wistar è stato utilizzato per valutare la qualità e la riproducibilità dei dati registrati con il mini-tappo EEG 2. Inoltre, convalide per la ricostruzione di origine cerebrale sono stati condotti da alta risoluzione cranio EEG concomitanza registrato con potenzialità laminari campo locale di ratti Wistar sotto un paradigma stimolazione baffo 22. Questa metodologia è stata sviluppata per ratti Wistar a causa dell&#39;esistenza di un atlante MRI per questo particolare ratto streno. Tuttavia, può essere applicato ad altri tipi di roditori con il loro formato standard di atlas compreso il mouse 23, Sprague-Dawley 24 e Paxinos e Watson ratti 25. Inoltre, le procedure fondamentali della nostra metodologia proposta potrebbero essere utilizzati in qualsiasi roditori modelli preclinici che EEG è una modalità importante. Tuttavia, molti aspetti di questa metodologia sono particolarmente per l&#39;epilessia, in particolare quelle relative alla pre-elaborazione EEG (rilevamento IED e classificazione). Inoltre, i ricercatori devono essere consapevoli di farmaci adeguati utilizzati per la sedazione in diversi casi. L&#39;uso di isoflurano e DEXDOMITOR nel nostro studio è stato considerato con attenzione a causa del ridotto impatto IED. Per quanto riguarda le registrazioni EEG, nel caso del mouse, l&#39;area relativamente piccola superficie del cuoio capelluto ridurrebbe il numero di canali considerevolmente.

È stato dimostrato che le scariche epilettiformi interictali (IED) osservate dall'EEG costituiscono utili marcatori di epilettogenesi nei pazienti con epilessia focale3. Le regioni all'interno del cervello da cui hanno origine questi IED, denominate zone irritative, possono in pratica essere localizzate sulla base delle registrazioni EEG4. I modelli preclinici sono essenziali per trovare i correlati tra queste zone irritative e le regioni effettive alla base dell'inizio delle crisi. Tuttavia, la registrazione dell'EEG da piccoli animali è impegnativa a causa della piccola superficie della testa rispetto al cuoio capelluto umano. Sebbene possano essere utilizzati metodi invasivi per la registrazione cronica nei ratti5, 6, al momento non sono disponibili tecniche per acquisire registrazioni EEG tradizionali su roditori in condizioni acute senza la necessità di anestesia.
Per risolvere questo problema, applichiamo un mini-cap EEG brevettato2, che ci permette di registrare dati EEG a 32 canali dai roditori in modo non invasivo. In questo studio, forniamo anche prove sulla necessità di un analgesico per preservare la frequenza degli IED. Pertanto, sebbene la fissazione del mini-cappuccio EEG sia stata eseguita sotto isoflurano, le registrazioni EEG sono state ottenute con i ratti solo sotto sedazione (dexdomitor)7. Il metodo proposto in questo studio può essere utilizzato in qualsiasi modello preclinico di ratto di epilessia focale. Per illustrare le capacità di questa metodologia, la applichiamo per comprendere i correlati tra le zone irritative e quelle ad esordio delle crisi epilettiche nella displasia corticale focale (FCD). A tal fine, utilizziamo un modello "a doppio colpo" di FCD8 nei ratti Wistar.
Per eseguire l'analisi della sorgente cerebrale, è necessario: a) estrarre accuratamente gli IED dai dati grezzi EEG e b) ottenere un modello di conduttore di volume per la testa del singolo animale. Per generare un modello pratico di conduttore di volume, utilizziamo un atlante MRI di ratto in vivo, comprendente immagini medie di intensità/forma e ottenute tramite registrazione non lineare di immagini T2 di 31 ratti Wistar9. Il modello diretto per il conduttore di volume generato è stato calcolato con il metodo degli elementi limite (BEM)10. Come nel caso degli esseri umani, due modelli tipici di IED (onde acute e picchi) sono stati rilevati e sottoclassificati in diversi cluster attraverso un processo intelligente di estrazione, selezione e classificazione delle caratteristiche11. Questi segnali sottoclassificati vengono utilizzati per stimare le localizzazioni delle fonti cerebrali associate a diversi tipi di zone irritative. Presentiamo le fasi dell'analisi della fonte utilizzando un noto software pubblico chiamato Brainstorm12. Le localizzazioni della sorgente EEG per ciascun sottotipo di IED e i tempi di insorgenza delle crisi sono stati eseguiti utilizzando la tomografia elettromagnetica cerebrale standardizzata a bassa risoluzione (sLORETA)13, disponibile in Brainstorm.

<table><tbody><tr><td>Computer di acquisizione dati</td><td>Hewlett-Packard</td><td>Z210 Workstation</td><td></td></tr><tr><td>Dexdomitor</td><td>Orion Pharma</td><td>6295000</td><td>Dexmedetomidina cloridrato</td></tr><tr><td>Software di analisi EEG</td><td>The Mathworks Inc.</td><td>MATLAB R2011b</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Brainstorm:</td><td>Sylvain et al., 2001</td></tr><tr><td></td><td></td>, <td>OpenMEEG</td>, <td>Gramfort et al., 2010</td></tr><tr><td>EEG Data Streamer</td>, <td>Tucker-Davis Technologies</td>, <td>RS4 Data Streamer</td><td></td></tr>, <tr><td>EEG Electrode Past,</td><td>Biotach</td>, <td>YGB 103</td><td></td></tr>, <tr><td>EEG Preamplifier</td>, <td>BioSemiattivo</td>, <td>Two</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Brain Prodotti</td><td>BrainAmp</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tucker-Davis Technologies</td> Amplificatore <td></td><td>a bassa impedenza PZ3</td></tr><tr><td>Software di registrazione EEG</td><td>BioSemi</td><td>ActiView</td><td></td></tr><tr><td>Software di registrazione EEG</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>OpenEx - OpenDeveloper</td><td></td></tr><tr><td>Connettore EEG SCSI</td><td>BioSemi</td><td>Active Due connettori</td><td></td></tr><tr><td></td> SCSI <td>Prodotti per il cervello</td> Processore EEG con <td>connettore</td><td></td>D-sub</tr><tr><td></td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>Processore</td><td></td></tr><tr><td></td> BioAmp RZ2 <td>Tucker-Davis Technologies</td><td>Zif-Clif Digital Headstage</td><td></td></tr><tr><td>EEG ad alta risoluzione Mini-cap</td><td>Cortech Solutions</td><td>DA-AR-ELRCS32</td><td>Brevetto USA n. 13/641.834</td></tr><tr><td>Isoflurano, USP</td><td>VedcoPiramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Alcool isopropilico Soluzioni</td><td>d'acqua</td><td>3112213</td><td>soluzione al 90% v/v</td></tr><tr><td>Lubrificante Unguento oftalmico</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Sterile NaCl</td><td>Abbott</td><td>2B8203</td><td>Iniezione di cororuro di sodio vario 0,9% Software</td></tr> di <tr><td>registrazione della fisiologia</td> USP <td>ADInstruments</td><td>LabChart 7.0</td><td></td></tr><tr><td>Sistema</td> <td>di registrazione della fisiologiaADInstruments</td><td>PowerLab 8/35</td><td></td></tr><tr><td>Siringa</td><td>Monoject</td><td>200555</td><td>12cc</td></tr></tbody></table>

cervello imaging source in modelli preclinici rat dell&#39;epilessia focale utilizzando ad alta risoluzione eeg recordings

Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings

L'elettroencefalogramma (EEG) è stato tradizionalmente utilizzato per determinare quali regioni cerebrali sono i candidati più probabili per la resezione nei pazienti con epilessia focale. Questa metodologia si basa sul presupposto che le convulsioni abbiano origine dalle stesse regioni del cervello da cui emergono le scariche epilettiformi interictali (IED). I modelli preclinici sono molto utili per trovare correlazioni tra le posizioni degli IED e le regioni effettive alla base dell'inizio delle crisi nell'epilessia focale. I ratti sono stati comunemente usati negli studi preclinici sull'epilessia1; Quindi, esiste una grande varietà di modelli per l'epilessia focale in questa particolare specie. Tuttavia, è difficile registrare l'EEG multicanale ed eseguire l'imaging della sorgente cerebrale in un animale così piccolo. Per superare questo problema, combiniamo una tecnologia brevettata per ottenere registrazioni EEG a 32 canali da roditori2 e un atlante probabilistico MRI per le strutture anatomiche cerebrali nei ratti Wistar per eseguire l'imaging della sorgente cerebrale. In questo video, introduciamo le procedure per acquisire l'EEG multicanale da ratti Wistar con displasia corticale focale e descriviamo i passaggi sia per definire il modello del conduttore di volume dall'atlante MRI sia per determinare in modo univoco gli IED. Infine, convalidiamo l'intera metodologia ottenendo immagini cerebrali di IED e le confrontiamo con quelle ottenute in diversi intervalli di tempo durante l'insorgenza delle crisi.

Una volta che tutte le procedure siano debitamente compilato, fonti stimati possono essere visualizzati nella superficie del cervello del modello pre-clinico. La Figura 5 mostra le fonti stimate da un particolare sottotipo di picchi (in alto) e onde aguzze (in basso) da IED. Inoltre, figura 6 mostra come i cambiamenti di distribuzione fonte in tempi sequenziali durante uno stabilimento sequestro. Questi risultati supportano la capacità delle metodologie proposte per la registrazione ad alta risoluzione EEG su ratti affetti da epilessia focale e per condurre analisi di origine utilizzando EEG registrato. <img alt="Visiva 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig5.jpg" /> Figura 5. stimato posizioni di origine cerebrale di IED rispetto ai diversi gruppi a picchi (in alto) e onde aguzze (in basso). (A) serie temporali, (B) EEG topografia, e (C) Corrente corticali acidaces. La valutazione viene effettuata in un momento specifico marcata con una linea verticale rossa in (A). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig5highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Visiva 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig6.jpg" /> Figura 6. fonti cerebrali stimati durante il sequestro. Gli istanti sono contrassegnati come linee verticali rosse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig6highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

Questo video introduce le procedure di preparazione, registrazione e analisi della sorgente dell'EEG ad alta risoluzione su ratti sedati con un particolare modello preclinico di epilessia focale in condizioni non invasive.

Cervello Imaging Source in modelli preclinici Rat dell&#39;epilessia focale utilizzando ad alta risoluzione EEG Recordings

Electroencephalogram (EEG) has been traditionally used to determine which brain regions are the most likely candidates for resection in patients with ...

L'obiettivo generale di questa procedura è eseguire un'analisi della sorgente cerebrale utilizzando registrazioni EEG ad alta risoluzione ottenute da ratti con epilessia focale. Questo viene realizzato innanzitutto posizionando un mini cappuccio EEG in acqua distillata con cloruro allo 0,2% per tutta la notte e riempiendo ogni elettrodo il giorno successivo con una pasta conduttiva mista per migliorare l'impedenza degli elettrodi. Il secondo passaggio consiste nel posizionare il mini cappuccio EEG su un ratto sedato e registrare dati EEG ad alta risoluzione.Successivamente, i segnali EEG registrati vengono pre-elaborati per ottenere segnali medi relativi a diversi tipi di attività epilettiforme intercritica, utilizzando il metodo basato sulla soglia e il metodo di decomposizione wavelet. L'ultimo passaggio consiste nel generare il modello di conduttore volumetrico della testa del ratto con le posizioni degli elettrodi, basato su una risonanza magnetica individuale o probabilistica. Infine, viene calcolata la soluzione inversa ES Loretta per mostrare le sorgenti cerebrali stimate che si presume siano correlate alle regioni cerebrali epilettogeniche.I modelli preclinici di RAM sono molto utili per lo studio dell'epigenesi mediante tecniche elettrofisiologiche. Sebbene in passato siano state utilizzate registrazioni elettrofisiologiche invasive per studiare il ratto epilettico, non esistono tecniche disponibili per effettuare un'immagine della sorgente cerebrale completa in questo ratto senza l'anestesia con ago. In questo studio, proponiamo un'intera metodologia per raggiungere tale obiettivo.In questo video, vi mostrerò come preparare e configurare l'EEG mini. Mi occuperò di tutte le procedure necessarie per la preparazione dell'RU prima della registrazione. Durante una registrazione G, gestirò l'apparecchiatura e il software per la registrazione G.Inoltre, mostrerò come eseguire l'analisi della sorgente cerebrale a partire dai dati registrati. Per iniziare questa procedura, mescolare la pasta per elettrodi EEG con soluzione di 0,9%NACL. Aggiungere una goccia di blu di metilene per facilitare la visualizzazione della pasta per elettrodi all'interno degli elettrodi e sulla pelle.Successivamente, inserire la pasta miscelata in una siringa e assicurarsi che non siano presenti bolle d'aria. Poi riempire tutti e 32 gli elettrodi con la pasta partendo dal basso, senza introdurre bolle d'aria, come parte della procedura di preparazione del ratto; dopo aver rasato la testa del ratto, ridurre l'isoflurano al 2%. Quindi posizionare il ratto sul tappetino riscaldante all'interno dell'apparato stereotassico. Fissare i condotti uditivi con le barre auricolari e posizionare saldamente il cono nasale per la somministrazione dell'anestetico.Successivamente, applicare un unguento oftalmico sugli occhi dell'animale. Poi rasare la testa e strofinare la pelle con alcol isopropilico al 90% per stimolare i vasi sanguigni e rimuovere il sebo. Quindi posizionare un tampone salino sul cuoio capelluto e coprirlo completamente per mantenere una buona conducibilit&agrave; cutanea fino a quando il mini cappuccio EEG non &egrave; pronto per essere posizionato.Collegare le sonde per la temperatura della respirazione e l'elettrocardiogramma a tre derivazioni al corpo del ratto per monitorarne continuamente la fisiologia durante la procedura di registrazione. In questa procedura, rimuovere il batuffolo di soluzione salina dalla cute del cranio del ratto e posizionare il mini cappuccio EEG preparato sulla sua pelle. Fissare il mini cappuccio con fasce di gomma.Applicare uno strato di pasta conduttrice ad alta conducibilità su entrambi gli elettrodi, quello di riferimento e quello di terra. Successivamente, posizionarli sui rispettivi padiglioni auricolari. Quindi collegare il minicasco EEG all'amplificatore.Esaminare un'anteprima dei tracciati EEG e verificare il funzionamento di tutti gli elettrodi. Somministrare quindi Dexter a 0,25 milligrammi per chilogrammo al ratto per via intraperitoneale e ridurre immediatamente la concentrazione di isoflurano allo 0%. Se la frequenza respiratoria non rientra nell'intervallo compreso tra 30 e 60 atti al minuto, aumentare delicatamente la concentrazione di isoflurano fino ad un massimo dell'1%. Iniziare ora la registrazione EEG e verificare la presenza di attività parossistica nei tracciati EEG. Al termine della registrazione, segnare le posizioni dei tre cerchi sporgenti del mini cappuccio EEG sulla superficie della pelle inserendo una penna colorata al loro interno.Prima di rimuovere il mini cap EEG, scattare una foto della testa del ratto con i punti di riferimento. Il rilevamento e la classificazione degli IED vengono eseguiti utilizzando codici sviluppati in autonomia in matlab; i segnali EEG medi per ciascun sottotipo di IED vengono utilizzati per l'analisi della sorgente cerebrale. Nella procedura seguente, il software open source brainstorm verrà utilizzato insieme all'atlante MRI per i ratti di Worcester: inserire l'MRI e la superficie cerebrale nel software e generare la superficie della testa con le impostazioni predefinite.Quindi generare le superfici del cuoio capelluto e del cranio interno ed esterno in base alla risonanza magnetica. Per il calcolo del campo di guida, verificare l'orientamento e la posizione di ciascuna superficie rispetto alla risonanza magnetica, utilizzando l'opzione di visualizzazione e l'immagine acquisita della testa del ratto per coregistrare le posizioni dei tre punti di riferimento nella risonanza magnetica e i punti della griglia dei punti di riferimento. Come riferimenti, generare le posizioni degli elettrodi poiché gli elettrodi sono fissati sul supporto. Successivamente, inserire il file di canale generato nel software Brainstorm per la visualizzazione e confermare la posizione di tutti gli elettrodi al fine di calcolare la matrice del campo di guida.Inserire i valori di conducibilità che soddisfano il rapporto tra cute, cranio e cervello. Ottenere la matrice del campo di derivazione in base al modello di conduttore volumetrico e alle posizioni degli elettrodi create. Successivamente, inserire i segnali EEG medi per un sottotipo di IED selezionando l'opzione del metodo di stima della sorgente, come S Loretta.La soluzione inversa sarà ottenuta sulla base della matrice del campo guida calcolata e dei segnali EEG in ingresso nel grafico finale. Le sorgenti stimate qui mostrate sono le serie temporali delle localizzazioni delle sorgenti cerebrali dei DICE rispetto ai diversi cluster nei picchi e nelle onde appuntite. La valutazione è stata eseguita in un istante specifico indicato con una linea verticale rossa.Ecco le topografie EEG e le sorgenti corticali di corrente. Questa figura mostra le sorgenti cerebrali stimate durante la crisi epilettica, i singoli istanti temporali sono indicati con linee verticali rosse. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come preparare il mini cap facile da indossare per registrare un EEG ad alta risoluzione e di come condurre un'analisi delle sorgenti cerebrali nel ratto.La metodologia che abbiamo presentato qui è stata applicata a un modello clinico per comprendere i meccanismi alla base dell'epigenesi.

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Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

Questo video dimostra il metodo di impiantare un sistema di elettrodi sulla testa in un ratto anestetizzato per il rilevamento delle crisi in tempo reale. La procedura include il posizionamento di elettrodi di stimolazione e registrazione, il loro fissaggio con cemento dentale e il collegamento a un amplificatore montato sulla testa.

Impianto di un sistema di elettrodi sulla testa in un modello di ratto per il rilevamento delle crisi epilettiche in tempo reale

Questo video mostra un metodo per la registrazione EEG ad alta risoluzione in un modello di ratto di epilessia focale. Delinea i passaggi coinvolti nella preparazione del ratto, collegando un mini-berretto EEG multicanale al cuoio capelluto del ratto e registrando l'EEG per identificare gli eventi correlati alle convulsioni caratteristici del modello di epilessia.

Registrazione elettroencefalografica in un modello di ratto di epilessia focale

Questo video mostra la registrazione elettroencefalografica (EEG) delle crisi epilettiche nei ratti indotti dall'epilessia. Un ratto con elettrodi impiantati nell'ippocampo ventrale viene collegato al sistema di registrazione EEG e posto in una camera di plexiglass. Il ratto è autorizzato a muoversi liberamente mentre l'attività cerebrale viene registrata per monitorare l'insorgenza di convulsioni.

Registrazione elettroencefalografica delle crisi epilettiche nei ratti indotti da epilessia

Qui dimostriamo l'uso di una tecnologia abilitante wireless per l'elettroencefalogramma (EEG) in modelli di roditori neonatali di malattie umane. Con la telemetria, non ci sono connessioni ingombranti, consentendo così comportamenti naturali.

A lungo termine EEG monitoraggio continuo in piccolo roditore modelli di malattie umane Utilizzo del Sistema Epoch Trasmettitore Wireless

Vengono fornite istruzioni per la costruzione a basso costo e l'impianto chirurgico di un montaggio elettroencefalografico cronico transcranico ad alta densità nei topi. Vengono inoltre descritte le tecniche di registrazione, estrazione ed elaborazione dei segnali.

Ad alta densità elettroencefalografico Acquisizione in un modello di roditore Utilizzando risorse a basso costo e open-source

Questo protocollo descrive un metodo semplice per la registrazione simultanea di co-localizzato l'elettroencefalografia (EEG) e multi-laminare locale campo potenziale in un ratto anestetizzato. Un foro della bava nel cranio per l'inserimento di un microelettrodo è indicato per produrre distorsione trascurabile del segnale EEG.

Registrazione simultanea di co-localizzato elettroencefalografia e potenziali di campo locale nel roditore

Vi illustriamo come eseguire registrazione ed elettrica modulazione di attività epileptiform indotta da 4-aminopyridine in fettine di cervello del roditore utilizzando matrici microelettrodo. Una camera di registrazione personalizzata mantiene la vitalità del tessuto durante prolungate sessioni sperimentali. Live mapping di elettrodo e selezione di coppie stimolante sono eseguite da un'interfaccia di utente grafica personalizzata.

Registrazione e modulazione di attività Epileptiform in fettine di cervello del roditore accoppiate a matrici di microelettrodi

Questo articolo descrive in dettaglio le procedure di registrazione simultanea dell'elettroencefalogramma e della risonanza magnetica funzionale (EEG-fMRI) che possono essere utilizzate sia in ambito clinico che di ricerca. Sono incluse anche le procedure di elaborazione EEG per rimuovere gli artefatti di imaging per la revisione clinica. Questo studio si concentra sull'esempio dell'epilessia durante il periodo interictale.

Configurazione delle apparecchiature e rimozione degli artefatti per elettroencefalogramma simultaneo e risonanza magnetica funzionale per la revisione clinica nell'epilessia

La magnetoencefalografia (MEG) e l'elettroencefalografia ad alta densità (HD-EEG) sono raramente registrate contemporaneamente, sebbene forniscano informazioni di conferma e complementari. Qui, illustriamo il setup sperimentale per la registrazione simultanea di MEG e HD-EEG e la metodologia per l'analisi di questi dati con l'obiettivo di localizzare le aree cerebrali epilettogene ed eloquenti nei bambini con epilessia resistente ai farmaci.

Imaging della sorgente elettromagnetica nella valutazione prechirurgica di bambini con epilessia resistente ai farmaci

Questo protocollo è stato sviluppato per creare un sistema affidabile e facilmente accessibile per la registrazione dell'EEG dei roditori in movimento libero.

Un protocollo economico e minimamente invasivo per la registrazione dell'elettroencefalografia cronica multisito in topi che si muovono liberamente

Impara l'analisi delle sorgenti cerebrali con EEG ad alta risoluzione su ratti con epilessia focale. Questo metodo non invasivo permette di identificare le regioni epilettogene per studi preclinici in neuroscienza.

Cervello Imaging Source in modelli preclinici Rat dell'epilessia focale utilizzando ad alta risoluzione EEG Recordings

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