Name: Coltura mouse cardiaca Valvole in miniatura Tissue Culture Sistema (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 47 s
Description: Impara a coltivare le valvole cardiache murine utilizzando il sistema MTCS per la biologia cardiaca. Questo metodo consente di studiare la viabilità tissutale e la distribuzione della matrice extracellulare tramite analisi istologica.

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Questo studio è supportato dalla Dutch Heart Foundation e dall'Istituto olandese per la medicina rigenerativa.

Questo protocollo segue le linee guida LUMC dell&#39;animale comitato etico della ricerca. 1. Preparazione degli strumenti, Cultura Media e MTC Nota: eseguire tutti i preparativi in ​​cappa a flusso laminare. La MTC camera di perfusione, trappola per bolle e supporto sono descritti in Lieber et al., 2010 11. <ol><li> Disinfettare le pinze e forbici micro con il 70% di etanolo. Preparare una siringa da 5 ml con 21G ago con tampone (130 NaCl sterile Tyrode mM, 5,4 mM KCl, 6.0 mM Hepes, 1.2 MgSO mm 4, 1,2 mm KH 2 PO 4, 20 Glucosio mM, 1,5 mM CaCl 2 .2H 2 O, pH = 7.2). Preparare una siringa da 5 ml con ago 21G con la soluzione KCl sterile (100 mm). </li><li> Preparare 65 ml di terreno per cuore: DMEM supplementato con 10% siero fetale bovino, antibiotici / antimicotici (A / A; 100 unità di penicillina, 100 mg di streptomicina, e 0,25 ug di amfotericina B / ml), insulino-Transferrin-Selenio (ITS; 10 mg / ml di insulina, 5.5 mg / ml transferrina, 6.7 ng / ml selenito di sodio) e filtro sterilizzare. </li><li> Sterilizzare la camera di perfusione e gorgogliatore spruzzando con il 70% di etanolo e asciugare con carta assorbente. Assemblare la MTC (Figura 1D), tuttavia, inizialmente senza la camera di perfusione. Posizionare la trappola bolla sul cavalletto. Utilizzare una pompa peristaltica a rulli con testate pompa facile carico. <ol><li> Utilizzando tubo in silicone effettuare le connessioni tra il serbatoio (tubo da 50 ml) e la pompa, la pompa e il gorgogliatore, il gorgogliatore e serbatoio (Figura 1D). Rendere il tubo all&#39;interno dell&#39;incubatrice abbastanza lungo da permettere medio raggiungimento dell&#39;equilibrio gas con il gas nell&#39;incubatrice attraverso il tubo di gas permeabile silicio (1 m) e il tubo all&#39;esterno dell&#39;incubatrice più breve possibile. </li></ol></li><li> Riempire il tubo da 50 ml con il 70% di etanolo, accendere la pompa (velocità del flusso intorno a 1 ml / min per consentire la corretta circolazione) e lasciare che il CIR etanolocolare per 30 min per sterilizzare tutti i tubi. Rimuovere l&#39;etanolo svuotando il serbatoio e pompando l&#39;etanolo dal sistema. </li><li> Riempire il tubo da 50 ml di acqua distillata sterile, accendere la pompa e lasciare circolare l&#39;acqua per 30 minuti per sbarazzarsi di etanolo residuo. Rimuovere l&#39;acqua svuotando il serbatoio e pompare l&#39;acqua dal sistema. </li><li> Riempire il tubo da 50 ml con 45 ml di terreno, mettere lo stand nell&#39;incubatrice. Accendere il (velocità di flusso di circa 1 ml / min) e pompa circolare il mezzo di riempire tutti i tubi, rimuovere tutte le bolle d&#39;aria e permettere il mezzo di adattarsi alla composizione del gas nell&#39;incubatrice per almeno 1 ora. Mantenere l&#39;incubatore a condizioni di coltura tissutale-standard (5% di CO 2 e 37 ° C). Assicurarsi che non siano presenti bolle nel tubo. </li></ol> 2. Isolamento di Cuore mouse <ol><li> Iniettare il mouse con 500 unità di eparina. Ciò impedirà la coagulazione del sangue e consente la rimozione di blood dal cuore. Dopo 10 min, anestetizzare il mouse in una camera di induzione con 4% isoflurano utilizzando un vaporizzatore di precisione. L&#39;anestesia è sufficiente quando il mouse non risponde a pizzico piedi. </li><li> Trasferire il mouse per una tavola di dissezione e mantenere l&#39;anestesia mediante una maschera facciale collegato ad un circuito coassiale. Disinfettare la pelliccia del mouse con il 70% di alcol. Utilizzando le forbici aprire la cavità addominale per esporre la vena cava e il diaframma. </li><li> Per esporre il cuore, fare incisioni laterali a partire dall&#39;ultimo al primo costole e riflettono la gabbia toracica sopra la testa di topo. Arrestare il anestesia come mouse non respira più. Osservare il battito del cuore. </li><li> Inserire l&#39;ago 21G attaccato ad una siringa da 5 ml contenente tampone sterile Tyrode nella vena cava inferiore dalla addominale nella cavità toracica (attraverso diaframma). Assicurarsi che il sangue possa uscire dalla vena cava caudale dall&#39;inserzione dell&#39;ago. Profumato °Buffer e Tyrode delicatamente e con pressione costante nella vena cava fino a quando il cuore perde in parte il suo colore rosso. Nota: Il cuore rimane battere permettendo la rimozione del sangue dal cuore. </li><li> Sostituire l&#39;ago con l&#39;ago 21G attaccato ad una siringa da 5 ml contenente soluzione KCl sterile. Profumato delicatamente la soluzione KCl nella vena cava fino a quando il cuore smette di battere e rimuovere l&#39;ago. Nota: La soluzione KCl preserva cuore nella fase diastolica rilassata, che consentirà più facile inserimento degli aghi e perfusione perfusione del sistema coronarico. </li><li> Sollevare leggermente il cuore con pinze curve e con le forbici sezionano il cuore libero dal tessuto circostante, ma lasciano arterie e le vene prossimali al cuore intatto e collegato al cuore. Trasferire il cuore ad una provetta da 15 ml contenente PBS ghiacciato integrato con antibiotici / antimicotici (A / A). Conservare il cuore in PBS freddo per un massimo di 3 ore. </li></ol> 3. Cannulation dei Cuori mouse nella camera di perfusione <ol><li> Eseguire tutte le procedure di cappa a flusso laminare. Trasferire il cuore isolato dal tubo 15 ml per un piatto di 10 centimetri di Petri e aggiungere PBS integrato con A / A. </li><li> Sotto un microscopio da dissezione, utilizzare il micro forbice e pinze per rimuovere tutto il tessuto non cardiaca ma preservare l&#39;aorta ascendente almeno alla biforcazione con l&#39;arteria anonima e le vene polmonari, 2 mm prossimale al cuore. Tagliare la punta della punta del cuore per creare l&#39;accesso al lume del ventricolo sinistro (tipicamente 2 mm). Posizionare la camera di perfusione nella cappa a flusso sotto il microscopio da dissezione. </li><li> Attaccare una siringa da 5 ml con il mezzo all&#39;ago inserto utilizzando il tubo in silicone. Riempire la camera di perfusione con 20 ml di mezzo e mettere il cuore sul palco di rotazione tra i 2 aghi smussati nella camera di perfusione (Figura 1). Regolare l&#39;altezza della fase di rotazione in modo che il cuore è posizionato di fronte allaaghi. </li></ol> 4. legatura per la coltura della valvola mitrale (vedi Figura 1) <ol><li> Legare l&#39;aorta con sutura (seta 7.0). Legare l&#39;appendice atriale sinistra con sutura. Inserire l&#39;ago (nr. 1 in figura 1) attraverso la vena polmonare in atrio sinistro e legare con sutura prossimale alla sua entrata nell&#39;atrio sinistro. Assicurarsi che l&#39;ago non è troppo lontano in atrio sinistro in quanto ciò danneggerebbe la valvola mitrale. </li><li> Inserire l&#39;ago (nr.2 in figura 1) con moto lineare nel ventricolo sinistro. Trasferire il terreno dalla camera di perfusione in una provetta da 50 ml. Sigillare l&#39;ago al miocardio con colla biocompatibile. </li><li> Dopo che la colla si è asciugata, iniettare attentamente medio nel cuore collegando una siringa riempita di medio all&#39;ago nr.1 e verificare se vi siano perdite. Garantire che le uscite medie di ago nr.2 e l&#39;ultimo sangue rimanente viene perfuso dal cuore. </li></ol> 5. Ligazione per la coltura della valvola aortica (vedi Figura 1) <ol><li> Inserire l&#39;ago (nr.1 in figura 1) nell&#39;aorta e legare con suture. Assicurarsi che l&#39;ago non è troppo lontano in aorta poiché ciò danneggiare la valvola aortica. Inserire l&#39;ago (nr.2 in figura 1) con moto lineare nel ventricolo sinistro. Trasferire il terreno dalla camera di perfusione in una provetta da 50 ml. Sigillare l&#39;ago al miocardio con colla biocompatibile. </li><li> Dopo che la colla si è asciugata, iniettare attentamente medio nel cuore collegando una siringa riempita di medio all&#39;ago nr.2 e verificare se vi siano perdite. Garantire che le uscite medie di ago nr.1 e l&#39;ultimo sangue rimanente viene perfuso dal cuore. </li></ol> 6. Mettere Perfusion Camera Stand <ol><li> Riempire camera di perfusione con i 20 ml trasferiti medio. Mettere guarnizione e coperchio sulla camera e stringere con rondella e viti. </li><li> Rimuovere i MTC assemblati dal incubazionetor. Fissare la camera di perfusione sul cavalletto. Collegare il tubo (vedi Figura 1D). Posizionare il supporto in incubatrice (5% di CO 2 e 37 ° C). Collegare il tubo alla pompa. Accendere la pompa con velocità del flusso circa 600 ml / min. </li><li> Assicurarsi che nel serbatoio e / o il gorgogliatore il livello del fluido consente le visualizzazioni della presenza del flusso dalla caduta delle gocce medie in entrata. Dopo coltura, il cuore viene rimosso dal sistema, fissi ed elaborati per l&#39;esame istologico. </li></ol>

<ol><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2014+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics--2014 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 129, e28-e292 (2013).</li>
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<li>Butcher, J. T., Simmons, C. A., Warnock, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanobiology+of+the+Aortic+Heart+Valve%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+valve+disease%22%5BJournal%5D)">Mechanobiology of the Aortic Heart Valve.</a> The Journal of heart valve disease. 17 (1), 62-73 (2008).</li>
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<li>Combs, M. D., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+valve+development%3A+Regulatory+networks+in+development+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Heart valve development: Regulatory networks in development and disease.</a> Circulation Research. 105, 408-421 (2009).</li>
<li>Kruithof, B. P. T., Duim, S. N., Moerkamp, A. T., Goumans, M. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF%CE%B2+and+BMP+signaling+in+cardiac+cushion+formation%3A+lessons+from+mice+and+chicken%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%3B+research+in+biological+diversity%22%5BJournal%5D)">TGFβ and BMP signaling in cardiac cushion formation: lessons from mice and chicken.</a> Differentiation; research in biological diversity. 84 (1), 89-102 (2012).</li>
<li>Lieber, S. C., Kruithof, B. P. T., Aubry, N., Vatner, S. F., Gaussin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+of+a+miniature+tissue+culture+system+to+culture+mouse+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+biomedical+engineering%22%5BJournal%5D)">Design of a miniature tissue culture system to culture mouse heart valves.</a> Annals of biomedical engineering. 38 (3), 674-682 (2010).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Fasi critiche coltivando le valvole cardiache di topo comprendono rendendo il tempo tra escissione del cuore dal mouse e la legatura nella camera di perfusione più breve possibile per la sussistenza e legatura degli aghi perpendicolare alle valvole per assicurare la corretta direzione del flusso . Inoltre, il controllo della portata dopo legatura nella camera di perfusione senza prodotto garantisce il corretto inserimento e legatura di aghi. È fondamentale mantenere una cultura sterile, di evitare bolle d&#39;aria nel t...

Malattia della valvola cardiaca è una delle principali cause di morbilità e mortalità nel mondo occidentale; la sua prevalenza aumenta con l&#39;età e colpisce oltre il 10% della popolazione di 75 anni e più 1. Le valvole della parte sistemica del cuore, le valvole aortica e mitrale, sono per lo più colpite. Malattia della valvola cardiaca è caratterizzata dalla perdita della struttura altamente organizzata delle valvole, che provoca l&#39;alterazione delle proprietà meccaniche 2. L&#39;integrità strutturale è quindi cruciale per il funzionamento della valvola. Le foglioline della valvola sono costituiti da cellule interstiziali valvolari (VIC), cellule endoteliali valvolari (VEC) e matrice extracellulare, che è altamente organizzato in un modello a strati 3,4. I VIC sono responsabili della sintesi ECM, degradazione e organizzazione. Fattori che emana dal flusso sanguigno, EC o residenti in atto ECM sulle VIC orchestrare la sua funzione. In aggiunta,forze meccaniche del foglio durante il ciclo cardiaco conseguente laminare o sollecitazione di taglio oscillatoria, sollecitazioni di compressione o di trazione che influenzano il comportamento di VIC 5. Per comprendere come è regolata la struttura della valvola, deve prima essere compreso come VIC rispondere alle diverse serie di stimoli sperimentati durante il ciclo cardiaco. Studi in vitro sono stati molto informato circa le caratteristiche e le abilità delle cellule valvolari. La risposta di queste cellule in vitro, tuttavia, non sempre simulare accuratamente la risposta in vivo 6; per esempio, la risposta agli stimoli VIC dipende dalla presenza di cellule endoteliali e la composizione ECM 5. Inoltre, la risposta delle cellule valvolari agli stimoli dipende dalla loro posizione specifica nel foglietto 7. Oltre agli stimoli biochimici, il comportamento delle cellule valvolari è determinata da forze meccaniche o agisconon la valvola 8. Ogni regione della valvola è sottoposto a un insieme specifico di sollecitazioni emodinamiche. Sebbene attuali ex vivo i modelli hanno dimostrato che le forze meccaniche sono importanti determinanti della struttura valvolare 5, i meccanismi associati sono ancora poco chiari. Mentre i modelli in vivo hanno fornito informazioni sui meccanismi molecolari alla base dello sviluppo valvolare 9,10, intuizioni adulto valvolare biologia è ancora sfuggente. Pertanto, un modello in vivo ex flusso è stato sviluppato in cui le valvole cardiache possono essere coltivati ​​nella loro posizione naturale nel cuore per un periodo di tempo prolungato 11. Questo ha il vantaggio che le valvole rimangono nella loro configurazione naturale e le VIC sperimentano lo stesso ambiente in vivo, rendendo le risposte VICS a stimoli più naturale possibile. Inoltre, la cultura delle valvole nella loro posizione naturale nel cuore facilita sottoponendo ogniregione valvolare alle relative sollecitazioni emodinamiche. In questo modello ex vivo, cioè, il Sistema Miniature Tissue Culture (MTC), le valvole possono essere sottoposto a diversi stimoli biochimici ed emodinamici permettendo l&#39;indagine del loro ruolo nel rimodellamento della valvola cardiaca.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco' s Modified Eagle Medium</td><td>Life Technologies</td><td>10569-010</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino</td><td>Life Technologies</td><td>26140</td><td></td></tr><tr><td>Insulin-Transferrin-Selenium</td><td>Life Technologies</td><td>41400-045</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic-Antimycotic</td><td>Life Technologies</td><td>15240-06</td><td></td></tr><tr><td>Silk 7-0</td><td>Ethicon</td><td>768G</td><td></td></tr><tr><td>100 mm piatto</td> <td>di colturaGreiner bio-one</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>tubo da 50 ml</td><td>Greiner bio-one</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>siringa da 5 ml</td><td>BD</td><td>309649</td><td></td></tr><tr><td>ago da 21 G</td><td>BD</td><td>304432</td><td></td></tr><tr><td>eparina</td><td>LEO</td><td>012866-08</td><td></td></tr><tr><td>Pinze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-00</td><td></td></tr><tr><td>Micro forbici, Economy, tipo Vannas</td><td>Tedpella</td><td>1346</td><td></td></tr><tr><td>Tubo in silicone</td><td>Thermo Scientific</td><td>8060-0020</td><td>I.D. x O.D. x Parete: 1,59 x 3,18 x 0,79 mm</td></tr><tr><td>Tubo in silicone per pompa</td><td>Masterflex</td><td>96400-13</td><td>I.D. x O.D. x Parete: 0,8 x1,59 x 0,40 mm</td></tr><tr><td>Colla biocompatibile (Histoacryl)</td><td>B. Braun</td><td>1050071</td><td></td></tr><tr><td>vaporizzatore di precisione</td><td>Dr&auml; ger</td><td>Vapor 200</td><td></td></tr><tr><td>pompa peristaltica a rulli</td><td>Masterflex</td><td>7521-35</td><td></td></tr><tr><td>Testa della pompa a caricamento facile</td><td>Masterflex</td><td>7518-00</td><td></td></tr><tr><td>Camera di</td><td></td><td></td> flusso <td>vedi Lieber et al., 2010</td></tr><tr><td>Trappola</td><td></td><td></td> per bolle <td>vedi Lieber et al., 2010</td></tr></tbody></table>

coltura mouse cardiaca valvole in miniatura tissue culture sistema

Culturing Mouse Cardiac Valves in the Miniature Tissue Culture System

La malattia delle valvole cardiache è un grosso problema nel mondo occidentale e non è disponibile alcun trattamento efficace. Ciò è dovuto principalmente alla mancanza di conoscenza dei meccanismi molecolari, cellulari e meccanici alla base del mantenimento e/o della perdita della struttura valvolare. 
Gli attuali modelli utilizzati per studiare la biologia valvolare includono colture in vitro di cellule endoteliali valvolari e interstiziali. Sebbene i modelli di coltura in vitro forniscano meccanismi sia cellulari che molecolari, i meccanismi coinvolti nell'organizzazione 3D della valvola rimangono poco chiari. Mentre i modelli in vivo hanno fornito informazioni sui meccanismi molecolari alla base dello sviluppo valvolare, le informazioni sulla biologia valvolare adulta sono ancora sfuggenti. 
Per poter studiare la regolazione dell'organizzazione 3D valvolare a livello tissutale, cellulare e molecolare, abbiamo sviluppato il sistema di coltura tissutale in miniatura. In questo modello di flusso ex vivo, la valvola mitrale o aortica viene coltivata nella sua posizione naturale nel cuore. La configurazione e la composizione naturali del lembo vengono mantenute, consentendo la risposta più naturale delle cellule valvolari agli stimoli. Le valvole rimangono vitali e rispondono alle mutevoli condizioni ambientali. Questo MTCS può fornire vantaggi nello studio di questioni tra cui, a titolo esemplificativo ma non esaustivo, in che modo l'organizzazione 3D influisce sulla biologia valvolare, quali fattori influenzano l'organizzazione 3D della valvola e quale rete di vie di segnalazione regola l'organizzazione 3D della valvola.

La valvola aortica (Figura 2) o valvola mitrale 11 possono essere coltivate per almeno 3 giorni. Coltivando in posizione aperta (che rappresenta la posizione sistolico della valvola aortica e la posizione diastolica per la valvola mitrale), cellule valvolari rimangono vitali. Nessuna morte cellulare è osservato come determinato dall&#39;assenza di TUNEL-positive cellule (Figura 2H, I) o spaccati caspasi-3 espressione (non mostrato e Lieber et al., 2010 11)...

Qui, presentiamo un modello di flusso ex vivo in cui le valvole cardiache murine possono essere coltivate consentendo lo studio della biologia della valvola.

Coltura mouse cardiaca Valvole in miniatura Tissue Culture Sistema

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the ...

L'obiettivo generale di questa procedura è coltivare le valvole cardiache del topo utilizzando il sistema miniaturizzato di coltura tissutale, o MTCS. Questo viene realizzato innanzitutto assemblando il MTCS senza la camera di perfusione e facendo circolare il mezzo per precondizionare il sistema. Nel secondo passaggio, il cuore del topo viene prelevato e preparato per la cannullazione.Successivamente, il cuore viene posizionato nella camera di perfusione dove viene cannullato per una coltura della valvola mitrale o aortica. La camera di perfusione viene quindi inserita nel sistema MTCS e la pompa viene avviata. Infine, l'analisi istologica viene utilizzata per valutare la vitalità, la morfologia e la distribuzione della matrice extracellulare della valvola.Iniziare utilizzando pezzi di tubo in silicone per creare collegamenti tra il serbatoio e la pompa, tra la pompa e il trappolabolle, e tra il trappolabolle e il serbatoio. Una volta collegati tutti i tubi, riempire il serbatoio con etanolo al 70%.Accendere la pompa a una velocità di flusso di un millilitro al minuto e lasciare circolare l'etanolo per sterilizzare i tubi. Dopo 30 minuti, svuotare il serbatoio ed espellere l'etano

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In questo video, dimostriamo l'isolamento delle cellule interstiziali della valvola aortica dal cuore di un topo adulto utilizzando una procedura di collagenasi in due fasi e la loro successiva coltura in un basso volume di terreno di crescita.

Isolamento delle cellule interstiziali valvolari di topo: un metodo enzimatico per isolare e coltivare VIC dalla valvola aortica di topo

Questo video dimostra una tecnica di analisi per valutare la calcificazione delle cellule interstiziali della valvola aortica in vitro. Il test aiuta a quantificare la concentrazione di calcio utilizzando il reagente arsenazo III, un colorante sensibile al calcio che reagisce con gli ioni calcio per formare un complesso calcio-arsenazo di colore viola.

Test di calcificazione per misurare la concentrazione di calcio nelle cellule interstiziali della valvola aortica

Qui si descrive l'isolamento di cardiomyoctyes adulte di topo mediante un sistema di perfusione Langendorff. Le cellule risultanti sono Ca2 +-tolerant, elettricamente quiescente e può essere colta e trasfettate con-adeno o lentivirus per manipolare l'espressione genica. La loro funzionalità può anche essere analizzato con il sistema MMSYS e tecniche di patch clamp.

Isolamento, Cultura e caratterizzazione funzionale di topo adulto Cardiomyoctyes

Studi di sviluppo nel topo sono ostacolati dalla inaccessibilità dell'embrione durante la gestazione. Per promuovere la cultura a lungo termine del cuore embrionale in fase avanzata di gestazione, abbiamo sviluppato un protocollo in cui il cuore asportato è colto in un semi-solido, Matrigel diluito.

A Novel<em&gt; Ex vivo</em&gt; Metodo di Cultura per il mouse embrionale del cuore

Descriviamo un metodo affidabile per l'isolamento di cardiomiociti di topo adulto. Questo protocollo produce un risultato coerente per la cultura di cardiomiociti adulti funzionali da una varietà di topi geneticamente modificati.

Isolamento e Cultura del topo adulto Cardiomyocytes per Cell Signaling e<em&gt; In vitro</em&gt; Cardiaca Ipertrofia

Al fine di comprendere i meccanismi cellulari e molecolari alla base neotissue formazione e lo sviluppo di stenosi in ingegneria tessutale valvole cardiache, è stato sviluppato un modello murino di trapianto di valvole cardiache eterotopico. Una valvola cardiaca polmonare è stato trapiantato al destinatario utilizzando la tecnica di trapianto di cuore eterotopico.

Il trapianto di valvola polmonare Utilizzando un modello murino di trapianto cardiaco eterotopico

La capacità di isolare le cellule endoteliali delle valvole cardiache (VEC) è fondamentale per comprendere i meccanismi di sviluppo, mantenimento e malattia delle valvole.  Qui descriviamo l'isolamento di VEC da topi Tie2-GFP embrionali e adulti utilizzando FACS che consentiranno studi che determineranno il contributo dei VEC nei processi di sviluppo e malattia.

Isolamento di cellule murine endoteliali Valve

Questo protocollo descrive un metodo passo-passo per l'isolamento riproducibile e la coltura a lungo termine di cardiomiociti di topo adulto con alta resa, purezza e vitalità.

Isolamento, cultura e trasduzione di topo adulto cardiomiociti

I modelli in vitro di angiogenesi coronarica possono essere utilizzati per la scoperta dei meccanismi cellulari e molecolari dell'angiogenesi coronarica. Le colture in vitro espiante di venosus e tessuti endocardio mostrano una solida crescita in risposta al VEGF-A e mostrano un modello simile di espressione COUP-TFII come in vivo.

Modello in vitro dell'angiogenesi coronarica

Qui, presentiamo un protocollo per l'isolamento, la trasfezione e la cultura a lungo termine dei cardiomiociti adulti di topi e ratti.

Isolamento, trasfezione e cultura a lungo termine di cardiomiociti per topi e ratti adulti

Questo articolo descrive l'isolamento delle cellule della valvola aortica del topo con una procedura in due fase di collagenasi. Le cellule isolate della valvola del topo sono importanti per eseguire diversi saggi, come questo saggio di calcificazione in vitro, e per studiare le vie molecolari che portano alla mineralizzazione della valvola aortica.

Isolamento delle celle della valvola interstiziale del topo per studiare la calcificazione della valvola aortica in vitro

Impara a coltivare le valvole cardiache murine utilizzando il sistema MTCS per la biologia cardiaca. Questo metodo consente di studiare la viabilità tissutale e la distribuzione della matrice extracellulare tramite analisi istologica.

Coltura mouse cardiaca Valvole in miniatura Tissue Culture Sistema

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