Name: Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 11 s
Description: Impara a prelevare sangue dalla vena laterale della coda del ratto con minimo stress. Questa tecnica non invasiva permette campionamenti ripetuti per studi longitudinali e analisi di biomarcatori in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ringraziamo Virginia Doherty e Junmei Yao per l&#39;assistenza tecnica. Questa ricerca è stata finanziata dal NIMH (R01 MH084966), e la US Army Research Office e la Defense Advanced Research Projects Agency (concedere W911NF-10-1-0059) per KAG.

Tutti gli esperimenti sono stati fatti usando ratti maschi adulti a lungo Evans. Tutte le procedure sono state in conformità con i National Institutes of Health (NIH) Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio e sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale del Massachusetts Institute of Technology e la cura degli animali ed uso Review Ufficio il USAMRMC. 1. Preparazione <ol><li> Heparinise il catetere e la siringa inserendo l&#39;ago schermato in un tubo contenente eparina 500 microlitri (1,000 USP unità / ml) e poi aspirando ed espellendo soluzione di eparina attraverso l&#39;ago. <ol><li> Attaccare un catetere farfalla alla siringa. Mantenere la schermatura sopra l&#39;ago del catetere per proteggere la punta affilata da danni. </li><li> Prelevare un volume di eparina che è leggermente maggiore del volume di sangue che sarà incassato. Staccare la siringa e riempirlo con l&#39;aria. </li><li> Rimontare la siringa al catetere e utilizzare ilaria per espellere soluzione di eparina in eccesso; garantire solo tracce rimangono nel tubo, ago e siringa. </li><li> Posizionare il catetere sterile, con la siringa ancora attaccata, su una superficie sterile. </li></ol></li><li> Garantire rapidamente il topo in un panno pulito assicurando che anteriori e hindpaws sono in una posizione comoda e la respirazione è illimitata. <ol><li> Fissare l&#39;involucro con il gancio e le bandelle; garantire che i genitali esterni non sono ristretti. </li><li> Avere un assistente con dolcezza e fermezza frenare il ratto (addome e alla base della coda) su un piano di lavoro solido con la coda appende fuori del bordo del contatore. </li></ol></li></ol> Campionamento 2. Sangue <ol><li> Immergere la coda in acqua 42 ° C per 40-50 secondi a dilatare i vasi sanguigni e asciugare la coda con un tovagliolo di carta. Individuare la vena della coda per essere dissanguato (ruotare tutto il corpo con la coda per evitare torsioni della coda). Nota: il riscaldamento sufficiente della coda è fondamentale per la rapida collection di un campione di sangue. Se il sistema vascolare è ristretto, il corretto posizionamento del catetere è difficile, e il flusso di sangue viene notevolmente ridotto. Un rilievo di riscaldamento può essere utilizzata come alternativa alla immersione in acqua. </li><li> Identificare il punto di campionamento. Nota: L&#39;arteria si trova lungo l&#39;aspetto metà dorsale della coda; non utilizzare questo per il campionamento. <ol><li> Per oggetto sia le vene posteriori sinistro e destro che si trovano lateralmente all&#39;arteria. Pigmentazione della coda, che varia dalla tensione e aumenta con l&#39;età, può oscurare alcuni della vascolarizzazione. Obiettivo una porzione della vena nella porzione inferiore della coda. </li><li> Pulire l&#39;area di destinazione con il 2% clorexidina soluzione antisettica. </li></ol></li><li> Creare pressione negativa nella siringa e il catetere ritirando lo stantuffo da zero a circa 50 microlitri. </li><li> Tenere la coda delicatamente e saldamente vicino alla punta per mantenere la coda dritta in tutta la raccolta del campione. Assicurarsi che il flusso di sangue non è occluso da una presa troppo stretta.</li><li> Lentamente inserire il catetere nella vena con un angolo basso circa 5 cm dalla punta della coda. Quando la vena è penetrato, il sangue scorrerà nel catetere. Lentamente ritirare lo stantuffo della siringa per raccogliere il volume desiderato ad un tasso costante (~ 20 microlitri per sec). <ol><li> Consultare il personale veterinario per informazioni sul volume massimo di sangue che possono essere raccolte. La quantità massima di sangue che devono essere raccolti dipende dal peso e lo stato di salute del ratto. Non prelevare più del 15% del volume totale del sangue in un periodo di 14 giorni. Nota: Il sangue è molto più difficile da raccogliere da animali che sono stati acutamente sottolineato nel verbale prima del prelievo, perché gli ormoni dello stress restringono la vascolarizzazione. Ad esempio, lo spostamento casa gabbia del topo per una camera romanzo, prendendo diversi minuti per avvolgere l&#39;animale, o ripetuta inserimento del catetere in una vena sono tutti suscettibili di innescare una risposta allo stress acuto. </li><li> Facilitare blood flusso da &#39;mungitura&#39; la vena. Eseguire un dito lungo la lunghezza della vena, dalla base verso la punta della coda, ma rimane superiore a 2 cm dalla punta dell&#39;ago inserito o il catetere possono staccarsi dalla vena. </li><li> Se il sangue non può essere raccolto con successo dal sito iniziale di penetrazione del catetere, reinserire l&#39;ago ulteriormente la vena. Se il sangue è stato raccolto nel sito iniziale, ri-pressurizzare l&#39;ago scollegando e ricollegando il catetere e la siringa prima di reinserimento nella vena. In generale, evitare penetrazioni supplementari. </li><li> Come più penetrazioni possono causare il collasso vena della coda, in cui l&#39;afflusso di sangue alla coda viene interrotta e il tessuto molle coda diventa necrotized, eutanasia il topo se c&#39;è il collasso vena della coda. </li></ol></li><li> Quando un adeguato volume di campione viene raccolto, rilasciare la pressione nella siringa da scollegare e ricollegare il catetere. Aspirare leggermente con lo stantuffo della siringa (~ 50 &amp; #181; l), ed estrarre l&#39;ago dalla vena. Nota: Se l&#39;ago viene ritirato senza prima rilasciare la pressione nella siringa, sangue gocciolerà dall&#39;ago. </li><li> Brevemente applicare pressione al sito di inserimento per fermare l&#39;emorragia, e pulire la zona con soluzione antisettica. Riportare il topo alla sua gabbia casa. </li></ol> 3. Elaborazione del campione di sangue <ol><li> Aria Aspirare a garantire l&#39;assenza di sangue rimane dentro l&#39;ago del catetere, e usare le forbici per tagliare il tubo del catetere appena sopra l&#39;ago. Espellere il sangue in una sterile 1,5 ml provetta. Nota: Se il sangue viene spinto attraverso l&#39;ago, la forza di taglio può causare globuli rossi a rottura che possono interferire con molti saggi a valle. Rimuovere l&#39;ago per evitare emolisi. <ol><li> Per raccogliere il plasma sanguigno, tubi di uso contenenti EDTA come anticoagulante (qui, utilizzare 10 ml di 0,1 M EDTA per 200-400 ml di sangue; garantire la concentrazione di EDTA utilizzato non interferisce won il test a valle) e posto sul ghiaccio. <ol><li> Spin campioni di sangue intero a 2100 xg in una centrifuga refrigerata (4 ° C) per 10 min entro 10 minuti di raccolta. Eluire il plasma, evitando di disturbare gli strati di globuli rossi e bianchi. </li></ol></li><li> Per raccogliere siero del sangue, posto campioni (senza anticoagulante) a temperatura ambiente per un massimo di 30 minuti per consentire la coagulazione. Spin tubi di raccolta in una centrifuga refrigerata (4 ° C) a 2000 x g. Il siero può essere poi eluito. </li></ol></li><li> Utilizzare i campioni immediatamente, o conservare a -80 ° C per un massimo di un anno. </li></ol>

<ol><li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li>
<li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps%3A+Systematic+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Epidemiol+Biomarkers+Prev%22%5BJournal%5D)">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li>
<li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li>
<li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431(2012).</li>
<li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li>
<li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li>
<li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Exp+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li>
<li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease%3A+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li>
<li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li>
<li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li>
<li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynorphin%2C+stress%2C+and+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li>
<li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical%2Fhippocampal+monoamines%2C+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui, si descrive una procedura rapida e semplice per ottenere un campione di sangue da un topo che offre notevoli vantaggi rispetto ad altre tecniche comunemente utilizzate. In primo luogo, non richiede anestesia, in contrasto con il campionamento dalla vena giugulare o del seno retroorbitario. Quando i campioni di sangue sono raccolti circostante procedure comportamentali, la somministrazione di anestetici è indesiderabile perché può interferire con l&#39;apprendimento e la memoria 4,5. In secondo luogo, offre la possibilità di raccogliere volumi sanguigni più grandi rispetto alle altre tecniche di puntura di vena, come la raccolta dalle vene safena pedale o dorsali. Utilizzando la tecnica qui descritta, fino a 1,5 ml di sangue possono essere raccolte da un topo in un singolo punto di tempo, un volume che consente facilmente molteplici test da eseguire in parallelo. Infine, questa procedura riduce al minimo il rischio di danni ai tessuti rispetto alla punta della coda amputazione o sanguinamento retroorbitario. L&#39;uso di questa procedura permette di rispettare l&#39;animale Welfare Act e la guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio, che richiedono riducendo al minimo il dolore e l&#39;angoscia che derivano da procedure di laboratorio sugli animali. Si raccomanda che gli investigatori nuovi a questo metodo pratica le tecniche di immobilizzazione e sanguinamento coda in modo da minimizzare il tempo che gli animali sperimentali vengono immobilizzati. Il sangue raccolto in meno di 3 minuti dall&#39;inizio del contenimento fornisce risultati ottimali. Il protocollo qui descritto può essere utilizzato per il campionamento 1 a 4 volte alla settimana, ma non più di due volte al giorno. Mentre collezioni sangue ripetute possono essere eseguite, devono essere utilizzati differenti siti di campionamento si spostano verso l&#39;alto dalla base della coda, e le vene coda sinistra e destra devono essere alternate come siti di campionamento. Il volume totale del sangue di roditori è 6-7% del loro peso corporeo, e non più del 15% del volume totale del sangue deve essere raccolto in un periodo di 2 settimane. Sieroo plasma comprende circa il 40-60% del volume del campione raccolto. Campionamento del sangue attraverso le vene coda laterali può essere eseguito anche nel topo come descritto qui con alcune piccole modifiche. In primo luogo, possono essere utilizzati solo piccolo calibro (27 G) cateteri. In secondo luogo, si consiglia di utilizzare un dispositivo di immobilizzazione tubo, piuttosto che un involucro, per immobilizzare i topi. Il volume di sangue che può essere ottenuta dal mouse utilizzando venipuntura del fascio vascolare sottomandibolare (200-500 ml) è superiore possono essere raccolti in modo sicuro dalla vena caudale (200 microlitri massimo). Poiché prelievo di sangue dal fascio vascolare sottomandibolare richiede contenimento fisico minimo e può produrre più sangue, questo è il percorso preferito per il campionamento nel topo. La rapidità con cui può essere eseguita questa procedura, insieme con la sua natura minimamente invasiva, minimizza anche il potenziale perturbazione misure base di sangue dalla risposta stress acuto 6. Ilrisposta allo stress acuto può alterare i livelli circolanti di molte molecole, tra cui le interleuchine e di altri fattori immunitari-attivo 7, ormoni dell&#39;asse ipotalamo-ipofisi-surrene 8, ormoni del sistema nervoso simpatico 9, grelina 10, oppioidi endogeni 11, la dopamina, e serotonina 12. Se si desiderano riposo circolanti misure di queste molecole o altri regolate da queste molecole, è importante minimizzare la risposta allo stress, che viene attivato entro meno di un minuto del inizio dell&#39;esposizione stress. Risposte di stress non solo alterano la composizione del sangue, ma rappresentano anche un ostacolo tecnico per il prelievo di sangue a causa della costrizione dei vasi attraverso una maggiore unità dal sistema nervoso simpatico. E diventa sempre più difficile ottenere costante il flusso di sangue da un ratto che sta montando una risposta allo stress acuto. Pertanto, l&#39;angoscia degli animali deve essere minimazata per ottenere rapidamente campioni che riflettono lo stato fisiologico di interesse.

Biomarkers ottenuti da sangue forniscono utili diagnostica predittiva, e stratificando misure in molti contesti clinici, tra cui malattie cardiovascolari 1, scienze cancro 2 e malattia psichiatrica 3. Essi possono essere utilizzati anche in scienza di base per valutare lo &quot;stato&quot; di un organismo, compreso il grado di fame, infiammazione, o stress presenti. Tali misure possono essere influenzati da variabili che possono o non possono essere fondamentali per la questione degli interessi, compreso il tempo del giorno in cui si ottiene il campione e il sesso dei soggetti. Essa può anche essere influenzato dalla sollecitazione indotta durante le procedure di campionamento si sangue. Gli ormoni dello stress e la percezione del dolore possono rapidamente modificare la composizione del sangue. Roditori sono il laboratorio animale più comunemente usati, e diversi metodi sono stati sviluppati per la raccolta di sangue. Il metodo ideale di prelievo di sangue deve avere Physiologica minimol impatto sull&#39;animale, non richiedono l&#39;anestesia, permettono campionamento rapida e ripetuta, e fornire una sufficiente quantità di sangue per numerose applicazioni a valle. Tecniche popolari per la raccolta del sangue, come cateterizzazione della giugulare amputazione punta vena o della coda non soddisfano questi criteri. Lo scopo di questo protocollo è quello di descrivere una tecnica di campionamento del sangue per uso in ratti che è minimamente stressante, non richiede anestesia, permette molteplici collezioni sangue all&#39;interno di un singolo soggetto, e fornisce un volume relativamente grande di esempio tale analisi multiple possono essere eseguite su un singolo campione. L&#39;obiettivo di questo metodo è quello di ottenere campioni di sangue che sono minimamente influenzati dalla risposta stress acuto.

<table><tbody><tr><td>Eparina di sodio (1.000 unità USP/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Acido etilendiamminotetraacetico (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor risciacquo-cloresadina</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Soluzione antisettica topica, clorexidina gluconato al 2%</td></tr><tr><td>SURFLO Set di infusione alati, Terumo, cateteri a farfalla</td><td>VWR Scientific</td><td></td><td></td>TESV25BLK</tr><tr><td>BD Tubercolina 1 cc siringhe</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml provette per microcentrifuga</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu; l provette per microcentrifuga</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Forbici, acciaio inossidabile, 5"</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>Bicchiere di plastica da 500 ml</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Panno pulito Nastro</td><td>da Velcro Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr>, <tr><td>0,75 pollici di larghezza</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Nastro</td></tr> <tr><td>a strappoTemporizzatore</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del topo

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

I campioni di sangue sono comunemente ottenuti in molti contesti sperimentali per misurare bersagli di interesse, inclusi ormoni, fattori immunitari, fattori di crescita, proteine e glucosio, ma la composizione del sangue è regolata dinamicamente e facilmente perturbabile. Un fattore che può modificare la composizione del sangue è la risposta allo stress innescata dalla procedura di campionamento, che può contribuire alla variabilità delle misure di interesse. Qui descriviamo una procedura per il prelievo di sangue dalla vena laterale della coda nel ratto. Questa procedura offre vantaggi significativi rispetto ad altre tecniche più comunemente utilizzate. Consente un campionamento rapido con il minimo dolore o invasività, senza anestesia o analgesia. Inoltre, può essere utilizzato per ottenere campioni di grande volume (fino a 1 ml in alcuni ratti) e può essere utilizzato ripetutamente durante i giorni sperimentali. Riducendo al minimo la risposta allo stress e il dolore derivanti dal prelievo di sangue, le misure possono riflettere in modo più accurato il vero stato basale dell'animale, con un'influenza minima dalla procedura di campionamento stessa.

Plasma di sangue prelevati dalla vena caudale laterale come descritto nel protocollo dà un campione di plasma che era traslucido e giallo pallido in apparenza. Come mostrato in Figura 1, emolisi nel campione conferisce una tinta rossa plasma. La risposta allo stress acuto può rapidamente modificare la composizione del sangue. Ad esempio, concentrazione circolante corticosterone può notevolmente aumentare entro 10 minuti di esposizione di stress, come mostrato nella Figura 2. I bassi livelli basali di corticosterone ottenuti con questo metodo prima stressanti dell&#39;esposizione rivelano che la procedura di campionamento per sé non è una fonte significativa di stress. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Figura 1: viene mostrato l&#39;aspetto del campione (A) Un campione emolizzato.. Dopo centrifugazione, il plasma o il livello nel siero (superficiale indicato dalla ar nerafila) appare tinge di rosa o rosso. Tinte più scuri indicano maggiori livelli di emolisi. (B) Dopo centrifugazione, un campione correttamente raccolti avrà una chiara, aspetto giallastra della banda superiore (superficie indicata dalla freccia nera), che corrisponde al plasma non emolizzati o siero. Quando si rimuove questo strato, è importante non disturbare il sangue intero sottostante, sia spingendo la punta della pipetta in tutto lo strato sangue o aspirando parte del sangue intero nella punta. Qualsiasi plasma o siero contaminati da sangue intero devono essere eliminate. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Figura 2: corticosterone plasma sta rapidamente elevato a seguito di una esperienza stressante Il sangue è stato prelevato dalla vena della coda laterale femmine adulte ratti lungo Evans prima e 10 minuti dopo l&#39;esposizione a 4 toni (10 sec, 2 kHz, 85 dB) co-terminazione. con footshocks (1 sec, 350 μA). Corticosterone plasma sanguigno al basale (290,4 ± 138,8 pg / ml) è risultata significativamente inferiore ai livelli osservati 10 minuti dopo la presentazione dello stress footshock (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), come determinato da paired t -test. *, P &lt;0,05

I campioni di sangue sono utili per valutare i biomarcatori degli stati fisiologici o della malattia in vivo. Qui descriviamo la metodologia per campionare il sangue dalla vena laterale della coda nel ratto. Questo metodo fornisce campioni rapidi con dolore e invasività minimi.

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

L'obiettivo generale di questa procedura è ridurre al minimo lo stress legato al prelievo di sangue dai ratti mediante campionamento dalla vena laterale della coda. Questo risultato si ottiene prima immobilizzando il ratto e riscaldando la coda. Nel secondo passaggio, un catetere a farfalla viene inserito in una delle vene laterali della coda dilatate, quindi nel passaggio finale viene prelevato il sangue.Il catetere viene rimosso e il flusso ematico dal sito di puntura viene arrestato. In definitiva, prelevare sangue dalla vena laterale della coda provoca uno stress minimo al ratto durante il prelievo ematico, riducendo l'influenza della risposta allo stress acuto sulla composizione del sangue. I principali vantaggi di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'amputazione della punta della coda, consistono nel fatto che il prelievo dalla vena laterale della coda è molto meno stressante per l'animale e consente prelievi ripetuti sullo stesso soggetto.La procedura sarà dimostrata da due membri del mio laboratorio, Graham Lee, un ricercatore postdottorato, e Elia Harmatz, un tecnico. Per iniziare, collegare un catetere a farfalla alla siringa, mantenendo il proteggiago sulla punta per proteggere l'ago. Quindi aspirare un volume di eparina leggermente superiore al volume di sangue che verrà prelevato. Staccare la siringa e riempire la siringa con aria.Riattaccare la siringa al catetere ed espellere tutto il liquido eparinico tranne tracce residue dal tubo, dall'ago e dalla siringa. Quindi posizionare il catetere e la siringa su una superficie sterile. A questo punto, immobilizzare rapidemente il ratto in un panno pulito, avendo cura che le zampe anteriori e posteriori siano in una posizione comoda e che la respirazione non sia ostacolata.Fissare l'avvolgimento con nastro a strappo. Successivamente, su una superficie solida, far trattenere delicatamente e saldamente il ratto da un assistente, afferrandolo per l'addome e alla base della coda, in modo che la coda penda dal bordo del piano di lavoro per prelevare il campione di sangue. Poi, dilatare i vasi sanguigni della coda immergendola in acqua a 42 gradi Celsius per 40-50 secondi.Quindi asciugare la coda con un tovagliolo di carta e ruotare delicatamente l'intero corpo tenendo la coda per individuare la vena caudale destra o sinistra, situata lateralmente rispetto all'arteria, per il prelievo ematico. Individuare un tratto della vena nella parte inferiore della coda e detergere l'area con una soluzione antisettica al 2% di clorexidina. Successivamente, estrarre leggermente lo stantuffo della siringa da zero fino a circa 50 microlitri per creare una pressione negativa all'interno della siringa, quindi afferrare delicatamente ma saldamente la coda vicino alla punta per mantenerla dritta durante il prelievo del campione.Ora, inserire lentamente il catetere nella vena con un angolo basso, a circa cinque centimetri dalla punta della coda. Quando la vena viene penetrata, il sangue fluirà nel catetere; ritirare lentamente lo stantuffo della siringa per raccogliere il volume desiderato a un ritmo costante di circa 20 microlitri al secondo. Per facilitare il flusso sanguigno, passare un dito lungo tutta la lunghezza della vena dalla base verso la punta della coda, mantenendosi a più di due centimetri dalla punta dell'ago inserito, per favorire l'uscita del sangue.Se il sangue non può essere prelevato con successo dal sito iniziale di penetrazione del catetere, reinserire l'ago più in alto lungo la vena. Una volta raccolto un volume adeguato di campione, scollegare e ricollegare il catetere per rilasciare la pressione nella siringa. Successivamente, rimuovere l'ago dalla vena e applicare brevemente pressione sul sito di inserzione per arrestare l'emorragia, una volta che il sanguinamento si è interrotto.Pulire la zona con soluzione antisettica e restituire l'animale alla sua gabbia di mantenimento. Per processare il campione di sangue, aspirare l'aria per assicurarsi che non rimanga sangue all'interno dell'ago del catetere, quindi utilizzare le forbici per tagliare il tubo del catetere appena sopra l'ago. Rimuovere l'ago, quindi raccogliere il plasma sanguigno ed espellere il sangue in provette da microcentrifuga contenenti EDTA.Come anticoagulante. Agitare leggermente il tubo per mescolare l'anticoagulante con il sangue, quindi posizionare i campioni sul ghiaccio. Entro 10 minuti dal prelievo, centrifugare il sangue intero ed eluire il plasma, avendo cura di non disturbare gli strati di globuli rossi e bianchi per raccogliere il siero sanguigno.Posizionare il sangue in provette per microcentrifuga senza anticoagulante a temperatura ambiente per un massimo di 30 minuti. Successivamente, dopo che il sangue si è coagulato, centrifugare le provette in una centrifuga refrigerata ed eluire il siero. Entrambi i tipi di campioni possono quindi essere utilizzati immediatamente oppure conservati a meno 80 gradi Celsius per un periodo massimo di un anno.Il plasma sanguigno prelevato dalla vena caudale laterale, come dimostrato, fornisce un campione di plasma traslucido e di colore giallo pallido. Se si è verificata emolisi, il plasma assumerà una tinta rossa. Una risposta acuta allo stress può alterare rapidamente la composizione di un campione ematico.Ad esempio, la concentrazione circolante di corticosterone aumenta notevolmente entro 10 minuti dall'esposizione a uno stressor, come mostrato in questo esperimento rappresentativo. Tuttavia, è importante notare che il basso livello basale di corticosterone ottenuto con questo metodo prima dell'esposizione allo stressor rivela che la procedura di campionamento in sé non costituisce una fonte significativa di stress. Suggeriamo di esercitarsi su animali anestetizzati finché non si padroneggia l'inserimento dell'ago e il prelievo del sangue.Una volta acquisita, la tecnica può essere completata in cinque minuti, se eseguita correttamente. Durante l'esecuzione di questa procedura, è importante ricordare di minimizzare qualsiasi potenziale fonte di stress, come il rumore di fondo, e di portare a termine la procedura il più rapidamente possibile.

sampling-blood-from-the-lateral-tail-vein-of-the-rat

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

I prelievi di sangue sono necessari in un gran numero di studi, ad esempio per studiare il profilo farmacocinetico di un composto. Qui, dimostriamo come disegnare sangue topi utilizzando due tecniche: prelievo di sangue dalla vena safena o da puntura cardiaca.

Disegno di sangue di ratti attraverso la vena safena e da puntura cardiaca

Qui, descriviamo un metodo di prelievo di sangue della vena della coda semplice in ratti anestetizzati con non utilizzando un sistema di tubo di aspirazione. Questo metodo riduce il rischio di esposizione diretta al sangue e semplifica prendendo campioni multipli da un singolo prelievo venoso.

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Qui, presentiamo un protocollo per raccogliere campioni di sangue dalla vena succlavia del ratto.

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Questo studio segnala il prelievo di sangue dalla vena caudale nei topi utilizzando un sistema di tubo di aspirazione con lente di ingrandimento per occhiali. Il nostro metodo è facile da praticare e poteva essere utilizzato per il campionamento di anima di ripetizione nei topi.

Raccolta del sangue modificate dalle vene di coda dei topi Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto e la lente di ingrandimento per occhiali

Il presente protocollo descrive un metodo semplice ed efficiente per raccogliere il sangue dalla vena succlavia nei ratti. Consente un campionamento rapido, tempestivo e facilmente identificabile senza anestesia e ottiene sangue di alta qualità attraverso la raccolta ripetitiva dei campioni.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Qui, presentiamo un protocollo per offrire alternative di raccolta del sangue rapide, facili e affidabili per il modello di ratto. Descriviamo tre diversi metodi di prelievo del sangue in base al contesto: puntura della vena della coda in anestesia o su un animale cosciente e puntura della vena del pene dorsale in anestesia.

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto

Il protocollo mostra ripetute raccolte di liquido cerebrospinale e sangue da ratti epilettici eseguite in parallelo con il monitoraggio continuo del video-elettroencefalogramma (EEG). Questi sono fondamentali per esplorare i possibili collegamenti tra i cambiamenti in varie molecole del fluido corporeo e l'attività convulsiva.

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Qui presentiamo una combinazione di efficaci metodi di restrizione dei ratti e puntura della vena succlavia che consentono una raccolta di sangue rapida, sicura e ripetuta nei ratti senza anestesia.

Prelievo di sangue della vena succlavia nei ratti coscienti

Cellule killer naturali sono una piccola popolazione di linfociti. Qui mostriamo come isolare queste cellule dal sangue umano per selezione negativa, utilizzando un kit da Technologies StemCell. Le cellule ottenute sono vitali e incontaminata dagli anticorpi, e quindi pronti per essere utilizzati per una serie di procedure.

Arricchimento di cellule NK dal sangue umano con il kit RosetteSep Technologies StemCell

Il granchio americano a ferro di cavallo, Limulus polyphemus, è probabilmente la fonte più conveniente per grandi quantità di sangue di qualsiasi invertebrati. Il sangue è semplice nella composizione, con un solo tipo cellulare nella circolazione generale, il Amebocyte granulare, e solo tre proteine ​​abbondanti nel plasma, hemocyanin, il C-reattiva proteine, e α2-macroglobulina. Il sangue viene raccolto dal cuore e le cellule del sangue e del plasma sono separate per centrifugazione.

Raccolta di sangue dal Granchio Ferro di Cavallo Americano, Limulus Polifemo

Impara a prelevare sangue dalla vena laterale della coda del ratto con minimo stress. Questa tecnica non invasiva permette campionamenti ripetuti per studi longitudinali e analisi di biomarcatori in vivo.

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Esplora altri video