Name: Applicazione del DNA-Specific Stain metile Verde al Fluorescent Etichettatura degli embrioni (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 59 s
Description: Impara a utilizzare il verde di metile per l'etichettatura nucleare in microscopia confocale di embrioni di pesce interi. Questo metodo semplice offre immagini di alta qualità grazie alla resistenza al photobleaching.

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Gli autori ringraziano Patxi Jaso per la produzione del video, PEDECIBA e Agencia Nacional de Investigación e Innovación (ANII) per il finanziamento parziale.

1. Purificazione del colorante <ol><li> Preparare una soluzione acquosa al 4% del verde metile sciogliendo 0,4 g di colorante in polvere in 10 ml di acqua distillata. Mescolare accuratamente fino a completa dissoluzione. </li><li> Sotto una cappa-cappa, mescolare con almeno 2 parti di cloroformio. E &#39;importante verificare in anticipo se i tubi sono resistenti cloroformio. </li><li> Mescolare accuratamente e centrifugare per 1 minuto a 2000 xg per accelerare la separazione di fase. </li><li> Dopo centrifugazione, una fase superiore acquosa con verde metile e una fase organica inferiore con cloroformio e la solita contaminante cristalvioletto sono ottenuti. </li><li> Recuperare la fase superiore e ripetere l&#39;operazione fino a quando appare fase inferiore del tutto privo di cristallo viola. </li><li> Al termine, la fase superiore viene recuperato e diluito in acqua ad una concentrazione finale del 2% verde metile. Questa soluzione madre è stabile sul banco di lavoro per mesi e non deve essere protetto dalla luce. </li></ol><ol><li> Fissare gli embrioni durante la notte nel 4% di formaldeide (da paraformaldeide) in tampone fosfato (PBS). NOTA: Questo può richiedere da alcune ore a seconda overnight dello spessore degli embrioni. Nell&#39;esempio, abbiamo fissato 48 hr post-fecondazione (HPF) zebrafish embrioni durante la notte. </li><li> Lavare gli embrioni tre volte in PBS-T (1% Triton X-100 in PBS) per 5 min. L&#39;elevata concentrazione di detersivo permeabilizes cuticola. </li><li> Preparare un 1: 5,000-1: 10.000 soluzione di verde metile (dal 2% soluzione madre) in PBS-T. La presenza di detersivo durante l&#39;incubazione è utile per i campioni spessi, come zebrafish embrioni e larve. </li><li> Incubare gli embrioni nella soluzione per almeno 6 ore a 4 ° C, con dolce dondolio. Anche in questo caso, lo spessore dell&#39;embrione è il parametro di calibrazione per la lunghezza dell&#39;incubazione. </li><li> Lavare gli embrioni 3 times con PBS per 30 minuti per eliminare l&#39;eccesso di detersivo. Metile fluorescenza verde è solo evidente quando si lega al DNA, quindi sfondo dalla molecola non legato è trascurabile. </li><li> Montare su un vetrino scavato o una camera in casa con soluzione di montaggio (75% glicerolo, 0,1 M Tris · HCl pH 8). NOTA: Se la colorazione nucleare deve essere eseguita dopo immunomarcatura, verde metile può essere incorporato alla soluzione di montaggio alla concentrazione di lavoro, senza la necessità di lavare via. </li><li> Conservare in frigorifero o avviare immediatamente l&#39;imaging. Eseguire l&#39;imaging con un confocale a scansione laser (o altro a fluorescenza) microscopio con eccitazione a 633 nm ed emissione filtri impostati per registrare a 650-750 nm, tenendo conto del fatto che le emissioni di metile verde raggiunge il suo massimo a 677 nm. NOTA: Forniamo i dati misurati del profilo emissioni verde metile, per essere caricati nel software di acquisizione, come materiale supplementare. </li></ol> 3. fluorescente nucleare StAining di Whole Chick embrioni utilizzando metile Verde <ol><li> Incubare le uova di gallina fecondate allo stadio di interessi. Fissare gli embrioni notte in formaldeide al 4% (da paraformaldeide) in PBS a 4 ° C. Lavare gli embrioni 3 volte in PBS-T per 2 ore. </li><li> Preparare un 1: 5,000-1: 10.000 soluzione di verde metile (dal 2% soluzione madre) in PBS-T. Incubare gli embrioni nella soluzione colorante notte a 4 ° C. Lavare gli embrioni 3 volte in PBS, 1 ora ciascuno. Montare in camera con il 75% di glicerolo, 0,1 M Tris, pH 8. </li></ol> 4. Imaging fluorescente Nuclei in embrioni interi montato <ol><li> Preparare una camera di imaging incollando diversi strati di nastro isolante su un vetrino da microscopio e accuratamente tagliato un foro in esso con un bisturi per posizionare gli embrioni all&#39;interno. Questo consentirà di evitare gli embrioni da schiacciamento durante l&#39;imaging. </li><li> Trasferire accuratamente gli embrioni alla camera di imaging e riempire la camera verso l&#39;alto con il 75% glicerolo, 0,1 M Tris-HCl, pH = 8 con unla formazione di bolle vuoto. </li><li> Coprire con un # 0 vetrino evitare o eliminare media straripante. Sigillare con smalto. </li><li> Acquisire immagini del campione su un microscopio a fluorescenza dotato di un filtro di eccitazione 633 o linea laser. NOTA: i filtri delle emissioni dovrebbero riguardare al massimo 677 emissione di verde metile. </li></ol>

<ol><li>Klonisch, T., Wark, L., Hombach-Klonisch, S., Mai, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nuclear+imaging+in+three+dimensions%3A+a+unique+tool+in+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Nuclear imaging in three dimensions: a unique tool in cancer research.</a> Annals of anatomy. 192 (5), 292-301 (2010).</li>
<li>Kapuscinski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DAPI%3A+a+DNA-specific+fluorescent+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnic%22%5BJournal%5D)">DAPI: a DNA-specific fluorescent probe.</a> Biotechnic. 70 (5), 220-233 (1995).</li>
<li>Latt, S. A., Stetten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+studies+on+33258+Hoechst+and+related+bisbenzimidazole+dyes+useful+for+fluorescent+detection+of+deoxyribonucleic+acid+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22The+journal+of+histochemistry+and+cytochemistry%22%5BJournal%5D)">Spectral studies on 33258 Hoechst and related bisbenzimidazole dyes useful for fluorescent detection of deoxyribonucleic acid synthesis.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry. 24 (1), 24-33 (1976).</li>
<li>Van Hooijdonk, C. A., Glade, C. P., Van Erp, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TO-PRO-3+iodide%3A+a+novel+HeNe+laser-excitable+DNA+stain+as+an+alternative+for+propidium+iodide+in+multiparameter+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry%22%5BJournal%5D)">TO-PRO-3 iodide: a novel HeNe laser-excitable DNA stain as an alternative for propidium iodide in multiparameter flow cytometry.</a> Cytometry. 17 (2), 185-189 (1994).</li>
<li>Beumer, T. L., Veenstra, G. J., Hage, W. J., Destrée, O. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-mount+immunohistochemistry+on+Xenopus+embryos+using+far-red+fluorescent+dyes%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+genetics%22%5BJournal%5D)">Whole-mount immunohistochemistry on Xenopus embryos using far-red fluorescent dyes.</a> Trends in genetics. 11 (1), 9(1995).</li>
<li>Prieto, D., Aparicio, G., Morande, P. E., Zolessi, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fast%2C+low+cost%2C+and+highly+efficient+fluorescent+DNA+labeling+method+using+methyl+green%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry+and+cell+biology%22%5BJournal%5D)">A fast, low cost, and highly efficient fluorescent DNA labeling method using methyl green.</a> Histochemistry and cell biology. 142 (3), 335-345 (2014).</li>
<li>Kim, S. K., Nordén, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methyl+green.+A+DNA+major-groove+binding+drug%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+letters%22%5BJournal%5D)">Methyl green. A DNA major-groove binding drug.</a> FEBS letters. 315 (1), 61-64 (1993).</li>
<li>Nordén, B., Tjerneld, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binding+of+methyl+green+to+deoxyribonucleic+acid+analyzed+by+linear+dichroism%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Binding of methyl green to deoxyribonucleic acid analyzed by linear dichroism.</a> Chemical Physics Letters. 50 (3), 508-512 (1977).</li>
<li>Lyon, H., Jakobsen, P., Andersen, aP. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+methyl+green-pyronin+Y+procedures+using+pure+dyes%5BTitle%5D)+AND+%22The+Histochemical+journal%22%5BJournal%5D)">Standardized methyl green-pyronin Y procedures using pure dyes.</a> The Histochemical journal. 18 (2-3), 90-94 (1986).</li>
<li>Amat, F., Keller, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+comprehensive+cell+lineage+reconstructions+in+complex+organisms+using+light-sheet+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Development%2C+growth+%26+differentiation%22%5BJournal%5D)">Towards comprehensive cell lineage reconstructions in complex organisms using light-sheet microscopy.</a> Development, growth & differentiation. 55 (4), 563-578 (2013).</li>
<li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CLARITY+for+mapping+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+methods%22%5BJournal%5D)">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nature methods. 10 (6), 508-5013 (2013).</li>
<li>Lenz, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+measurement+in+thick+tissue+layers+by+linear+or+nonlinear+long-wavelength+excitation%5BTitle%5D)+AND+%22Applied%22%5BJournal%5D)">Fluorescence measurement in thick tissue layers by linear or nonlinear long-wavelength excitation.</a> Applied. 38 (16), 3662-3669 (1999).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il progressivo sviluppo delle tecniche di microscopia negli ultimi decenni, con particolare attenzione alle variazioni della microscopia a fluorescenza, ha portato alla possibilità di esplorare la dinamica e la struttura di campioni di tessuto intatto, compresi gli embrioni interi10,11. Una delle principali limitazioni è stata, tuttavia, la disponibilità di fluorofori di buona qualità che possono essere utilizzati per colorare direttamente e rapidamente le strutture subcellulari. 
L...

La colorazione fluorescente del DNA è ampiamente e abitualmente utilizzata sia nella ricerca biologica che nella diagnosi clinica, sia per lo studio dettagliato della struttura nucleare e cromosomica, per la controcolorazione di tessuti e cellule, sia per lo studio dei parametri del ciclo cellulare1. Sebbene siano disponibili diverse colorazioni di DNA, le più utilizzate sono state quelle eccitate dalla luce UV ed emesse in blu, che si adattano ai consueti sistemi a tre filtri utilizzati nella maggior parte dei microscopi a epifluorescenza convenzionali se combinati con fluorofori emettitori di verde e rosso-arancio, come proteine fluorescenti o piccole molecole attaccate agli anticorpi. Tra queste colorazioni di DNA che emettono blu, le più comuni sono DAPI e Hoechst agenti leganti i solchi minori2,3. Tuttavia, l'incorporazione di un'ampia varietà di linee di emissione laser e di rilevamento spettrale nei microscopi a scansione laser, ha permesso ai ricercatori di scegliere per l'uso di coloranti nucleari che emettono il rosso lontano come lo ioduro di propidio (PI) o TO-PRO 34. Un vantaggio di queste colorazioni è che superano il problema dell'autofluorescenza che si trova in molte cellule e tessuti, in particolare negli embrioni5, ma molti di essi hanno problemi diversi come avere ampi profili di emissione o essere molto sensibili al fotosbiancamento6.
Il ricercatore svizzero Friedrich Miescher scoprì il DNA nel 1869, estraendolo dai nuclei dei globuli bianchi che si trovano nel pus. La chiamò nucleina e pochi anni dopo dimostrò che formava precipitati con la colorazione relativamente nuova del verde metilico. Il verde metile è composto da tre anelli all'anilina, con diversi gradi di metilazione, e ha due cariche positive che gli permettono di legarsi fortemente al solco maggiore del DNA7,8. La colorazione del DNA con il verde metilico si è dimostrata molto presto specifica, portando allo sviluppo da parte di Unna e Pappenheim di una colorazione combinata con la pironina, che marcava specificamente l'RNA. Da allora la metil-verde-pironina è stata ampiamente utilizzata nella tecnica istologica di routine9.
Fino a poco tempo fa, si sapeva molto poco sulle proprietà fluorescenti del verde metilico. Il nostro lavoro precedente, tuttavia, ha scoperto alcuni dei vantaggi spettrali del verde metile6 come la sua eccitazione a 633 nm, un comodo spostamento di Stokes, la sua emissione sulla porzione del vicino infrarosso dello spettro elettromagnetico, una fotostabilità più elevata rispetto alle colorazioni di DNA disponibili in commercio con proprietà spettrali simili e ad un costo molto basso. Questo è il motivo per cui abbiamo deciso di testarlo per essere utilizzato come etichetta fluorescente ad altissima affinità e specifica per il DNA su tessuti embrionali e in embrioni interi. Inoltre, fino ad ora la colorazione nucleare con verde metilico veniva eseguita a pH basso, rendendo difficile la combinazione con la colorazione con anticorpi. L'obiettivo del metodo qui descritto è quello di avere un protocollo per la colorazione fluorescente del DNA nucleare che superi l'inconveniente di cui sopra eseguendo la procedura di colorazione a pH fisiologico, rendendolo così un controcolorante adatto per l'immunomarcatura su sezioni e interi tessuti.

<table><tbody><tr><td>Glicerolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>Verde metile</td><td>Dr. G. Gr&uuml; bler</td><td></td><td>Testato anche Sigma-Aldrich 323829, che è privo di cristallovioletto</td></tr><tr><td>Paraformaldeide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Microscopia confocale a scansione laser Leica TCS-SP5</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin&ndash; Isotiocianato di tetrametilrodamina B</td><td>Sigma-Aldrich</td><td> P1951&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>cloroformio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>372978</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga 5810 R</td><td>eppendorf</td><td>5811 000.010&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>vetrini per microscopio</td><td>Deltalab</td><td>D100004</td><td></td></tr><tr><td>vetrini coprioggetti</td><td>Esco optics</td><td>R525025</td><td></td></tr></tbody></table>

applicazione del dna-specific stain metile verde al fluorescent etichettatura degli embrioni

Application of the DNA-Specific Stain Methyl Green in the Fluorescent Labeling of Embryos

Il verde metilico è noto da tempo come colorante istologico con un'affinità specifica per il DNA, anche se le sue proprietà fluorescenti sono rimaste inesplorate fino a poco tempo fa. In questo articolo, illustriamo il metodo per preparare una soluzione acquosa madre di verde metilico, che una volta diluita può essere utilizzata come una comoda etichetta nucleare fluorescente per cellule e tessuti fissati. Vengono descritte in dettaglio le semplici procedure per etichettare gli embrioni interi di pesce zebra e pulcino e vengono mostrati esempi di immagini ottenute. Il verde metile è eccitato al massimo dalla luce rossa, a 633 nm, ed emette con uno spettro relativamente nitido che raggiunge un picco a 677 nm. È molto economico, non tossico, altamente stabile in soluzione e molto resistente al fotosbiancamento quando legato al DNA. La sua emissione rossa consente l'imaging confocale a scansione ad alta risoluzione inalterato di nuclei in campioni spessi. Infine, questo protocollo di colorazione con verde metilico è compatibile con altre procedure di colorazione cellulare, come la marcatura degli anticorpi o la marcatura dei filamenti di actina con falloidina coniugata con fluoroforo.

Colorazione nucleare dei campioni di spessore. Il protocollo qui descritto consente il conseguimento di colorazione omogenea delle strutture profonde in embrioni interi. Lenti in via di sviluppo formare nuclei 48 hpf embrioni di zebrafish sono omogeneamente etichettati (Figura 1). Metile colorazione verde DNA permette la discriminazione di ciclo cellulare differenze morfologiche a carico, come l&#39;individuazione di figure mitotiche o nuclei apoptotici (Figura 2A).<...

Viene descritto un metodo per la colorazione fluorescente di materiale biologico fisso con l'etichetta specifica del DNA verde metile. Il verde metile viene utilizzato in una soluzione acquosa diluita ed è molto resistente al fotosbiancamento. La sua emissione a lontano rosso consente l'imaging profondo del campione, rendendolo particolarmente adatto per gli embrioni interi.

Applicazione del DNA-Specific Stain metile Verde al Fluorescent Etichettatura degli embrioni

Methyl green has long been known as a histological stain with a specific affinity for DNA, although its fluorescent properties have remained unexplored ...

In questo video, mostreremo come l'ampiamente utilizzato colorante istologico verde metile possa essere impiegato come un'etichetta nucleare estremamente pratica nella microscopia fluorescente, con particolari applicazioni nella microscopia confocale a laser di campioni biologici spessi, come embrioni interi. Dopo aver brevemente presentato il verde metile come un colorante specifico per il DNA, descriveremo il metodo per preparare le soluzioni stock e quelle di lavoro per la colorazione fluorescente. Successivamente, illustreremo la procedura sperimentale per ottenere la colorazione nucleare e mostreremo diversi embrioni di pesce e alcuni esempi di immagini confocali ottenute.Infine, verranno dimostrate e discusse le ottime proprietà chimico-fisiche del verde di metile. Freddy Misha scoprì il DNA nel 1869 e mostrò alcuni anni dopo che formava precipitati con un colorante relativamente nuovo, l'annalina, e con il verde di metile. Il verde di metile possiede due cariche positive che gli permettono di interagire fortemente con il DNA, legandosi preferenzialmente alle regioni ricche di AT.L'uso più diffuso del verde metile è stato in combinazione, in una soluzione nasale, con il colorante per l'RNA perina, un metile sviluppato da UNA e Poppen Heim all'inizio del XX secolo. Tuttavia, sono state effettuate pochissime analisi sulle proprietà fluorescenti del verde metile, ed è per questo motivo che abbiamo deciso di verificare la possibilità che possa essere utilizzato come un marcatore fluorescente con affinità e specificità molto elevate per il DNA nelle cellule.Il verde metile è un colorante della metanilamina con sette gruppi metilici. Questo settimo gruppo può essere facilmente perso e fa riportare il composto al violetto di cristallo. Per questo motivo, viene aggiunta una certa quantità di violetto di cristallo al verde metile per eliminare le impurità cristalline.La soluzione di verde metile violetto può essere lavata con cloroformio per estrarre il violetto di cristallo. Come mostreremo immediatamente a questo scopo, prepariamo una soluzione di ACU al 4% sotto cappa. La misceliamo con almeno due parti di cloroformio e centrifughiamo per accelerare la separazione delle fasi.Dopo la centrifugazione, si ottiene una fase acquosa con il verde metile e una fase organica inferiore con cloroformio e violetto cristallo. È stata recuperata la fase superiore e l'operazione è stata ripetuta finché la fase inferiore non è apparsa limpida. Alla fine, la fase superiore viene recuperata e diluita.Questa soluzione è stabile sul banco di lavoro per mesi. Ora mostreremo come procedere a tingere l'intero MO nello strato di embrioni con metilene verde. Per la microscopia confocale, utilizzeremo l'embrione di pesce con trapianti elevati.Ad esempio, ottenere embrioni di pesce zebra e rimuovere i detriti con un colino. Incubarli fino allo stadio desiderato in acqua per acquario o in mezzo embrionale. Rimuovere il corio con pinzette fini e fissare gli embrioni in formaldeide al 4% per alcune ore o durante la notte.Quindi lavare gli embrioni in PBST per diverse volte. Preparare una soluzione lavorativa di verde metile diluendo la soluzione madre da cinque a diecimila volte in PBST. Incubare gli embrioni nella soluzione per almeno tre ore a temperatura ambiente o durante la notte a quattro gradi Celsius.In questo esempio, le immagini confocali verranno acquisite mediante un microscopio confocale dotato di rivelatori spettrali. L'eccitazione massima è ottenuta con un laser a 633 nanometri e il rivelatore è impostato su un intervallo ampio nella regione rossa dello spettro visibile.L'emissione rossa del verde metile permette di ottenere immagini nucleari di alta qualità anche da campioni profondi come embrioni interi, con una perdita di segnale minima. Questa prima serie mostra una retina di pesce zebra le cui nuclei sono state colorate con un colorante del DNA ben consolidato, il Pro Tre. Dopo un minuto, eseguiamo uno zoom indietro.Una regione di scansione ABL diventa evidente quando eseguiamo lo stesso esperimento con il verde di metile, non si osserva alcun sbiancamento evidente. Nella serie seguente, mostriamo risultati rappresentativi di quanto ottenibile utilizzando il protocollo qui descritto: cellula mitotica dall'epidermide di zebrafish in cui possono essere osservate figure mitotiche. Nucleo IIC dallo stesso campione in cui è possibile vedere l'architettura nucleare.Ricostruzione tridimensionale di una parte della cellula epidermica di un esemplare larvale di zebrafish marcata con amalina verde metile, una visione più panoramica delle diverse forme nucleari all'interno di un esemplare di 48 ore post-fecondazione, silverfish, br retina. Abbiamo qui mostrato un metodo semplice per preparare un colorante fluorescente per il DNA estremamente economico, utilizzabile per l'etichettatura nucleare. Sebbene mostriamo soltanto un esempio, il metodo ne comprende diversi. Questa tecnica può essere applicata ai vostri embrioni o tessuti, sia in preparazione totale che in sezione.È inoltre possibile utilizzarlo per la colorazione del DNA in gel e per la determinazione del DNA in soluzione mediante fotometria.

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