Name: Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Scopri la registrazione dei potenziali evocati visivi in un modello murino di demielinizzazione del nervo ottico. Questo metodo consente il monitoraggio longitudinale delle lesioni focali e la valutazione di terapie rimielinizzanti.

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Questo studio è stato sostenuto dal oftalmica Research Institute of Australia (ORIA). Ringraziamo il Prof. Algis Vingrys e il dottor Bang Bui, Università di Melbourne, per primo ci aiuta a sviluppare la tecnica di registrazione VEP.

Etica Dichiarazione: Tutte le procedure che coinvolgono gli animali sono state condotte in conformità con il Codice di condotta australiano per la cura e l&#39;uso di animali a scopi scientifici e gli orientamenti della Dichiarazione ARVO per l&#39;uso di animali in Oftalmica e Vision Research, e sono stati approvati dalla Animal Comitato Etico della Macquarie University. 1. VEP elettrodi impianto <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale con una iniezione intraperitoneale di ketamina (75 mg / kg) e medetomidina (0,5 mg / kg). Nota: Dopo l&#39;induzione dell&#39;anestesia, osservare i riflessi di prelievo (test pizzico, riflessi cornea e della palpebra, ecc) e la loro assenza come indicazione per iniziare un intervento chirurgico. Monitorare continuamente gli animali in tutta la chirurgia e amministrare anestetico supplementare (10% della dose di ketamina iniziale per top-up) se sono presenti i riflessi. Ratti adulti (&gt; 12 settimane) sono usati negli esperimenti. </li><li> Radere la pelle della zona chirurgica.Posto l&#39;animale su un blocco di riscaldamento (37 ° C) per mantenere la temperatura corporea durante l&#39;intervento chirurgico. Preparare la pelle attraverso l&#39;applicazione topica di povidone-iodio. Applicare drappeggio chirurgica. Applicare attualità pomata oftalmica per prevenire la secchezza della cornea in anestesia generale. Mantenere asepsi utilizzando strumenti sterili. </li><li> Effettuare una incisione cutanea longitudinale sulla linea mediana della pelle testa. Eliminare il tessuto connettivo, per ottenere una buona esposizione del cranio. </li><li> Con cautela, praticare dei piccoli fori radica manualmente utilizzando un trapano micro mano a 7 mm dietro il bregma e 3 mm lateralmente alla linea mediana. </li><li> Elettrodi vite implantare attraverso il cranio nella corteccia (area 17), penetrando la corteccia ad una profondità di circa 0,5 mm. Impiantare un elettrodo di vite di riferimento sulla linea mediana 3 mm rostrale al bregma. Applicare cemento dentale di racchiudere e fissare le viti (non sempre necessario). </li><li> Suturare la pelle della testa, amministrare pomata antibiotica sulla pelle e consentire all&#39;animale di recover dall&#39;anestesia su un blocco di riscaldamento. Nota: In alternativa, gli elettrodi possono essere lasciati esposti, in modo che la pelle non deve essere riaperto in ogni registrazione. Immediatamente al momento della cessazione di un intervento chirurgico, ma prima del recupero anestetico, somministrare un farmaco non steroideo anti-infiammatori (FANS) (se non somministrato in fase preoperatoria) o un analgesico oppiaceo. Monitorare gli animali costantemente fino al pieno recupero da anestetico e completamente ambulatoriale. </li><li> Lasciare almeno 1 settimana per gli animali di recuperare da un intervento chirurgico prima della registrazione VEP. </li></ol> 2. Optic Nerve iniezione <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale, preparare la pelle e applicare drappeggio come sopra (1.1 e 1.2). </li><li> Fare un 1 a 1,5 cm incisione nella pelle sopra l&#39;orbita di un occhio selezionata casualmente. Aprire il tessuto sottocutaneo per raggiungere la cavità orbitale con iris sottili forbici. Aprire la congiuntiva e la capsula di Tenon anteriore sotto il microscopio operatorio. </li><li> Ritrarre la extraocularemuscoli e ghiandole lacrimali intraobital per esporre circa 3 mm di lunghezza del nervo ottico. Aprire la dura madre e materia aracnoide strati attorno al nervo ottico longitudinalmente utilizzando una lama oftalmica. </li><li> Inserire la pipetta di vetro nel nervo ottico ad una distanza di 2 mm posteriormente al globo. La micropipetta di vetro è attaccato ad una siringa Hamilton. </li><li> Iniettare 1% lisolecitina (0,4-1,0 microlitri, con 0,02% di blu di Evan che non ha effetti sulla mielinizzazione) lentamente nel nervo circa per un periodo di 30 sec. </li><li> Suturare la incisione cutanea. Applicare una pomata antibiotica per prevenire l&#39;infezione. Occhi Compagni possono essere serviti come controlli interni per le registrazioni elettrofisiologiche. </li><li> Mettere gli animali su un blocco di riscaldamento di recuperare da anestesia. </li></ol> 3. VEP registrazione <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale e preparare la pelle come 1.1 e 1.2. Nota: Lower dose di anestetici può essere utilizzato per reco elettrofisiologicarding (ketamina 40 mg / kg e medetomidina 0,25 mg / kg). </li><li> Mettere il topo in una stanza buia e permettono di adattarsi al buio per 5-30 min. In alcuni casi, i ratti possono rispettivamente essere scuro O adattato / N per scotopica o la luce adatta per le registrazioni fotopica VEP 8. </li><li> Mantenere la temperatura corporea a 37 ± 0,5 ° C dal sistema coperta homoeothermic con una sonda termometro rettale. </li><li> Dilatare le pupille con 1,0% tropicamide collirio. Aprire la pelle sopra il cranio per accedere al pre-posto in elettrodi vite situ. </li><li> Collegare la vite sulla corteccia visiva controlaterale dell&#39;occhio stimolata e la vite riferimento all&#39;amplificatore. Inserire un elettrodo ago nel coda come la terra. Misurare e mantenere l&#39;impedenza dell&#39;elettrodo sotto 5 kΩ. </li><li> Mettere uno stimolatore mini-Ganzfeld direttamente sulla pelle intorno alle palpebre per fornire l&#39;isolamento occhio superiore 7. L&#39;illuminazione dello stimolatore necessario calibrare anticipoda un fotometro. </li><li> Invia stimolazione luminosa attraverso lampi di luce 100 volte alla frequenza di 1 Hz, con impostazioni del filtro passa-banda bassa e alta di 1 e 100 Hz, rispettivamente. La frequenza di campionamento del segnale è a 5 kHz. Nota: I segnali devono essere campionati almeno a circa 250-300 Hz per garantire che più di due campioni vengono raccolti durante ogni ciclo. </li><li> Suturare la pelle posteriore e tenere gli animali su un blocco di riscaldamento di recuperare da anestesia. La registrazione può essere ripetutamente registrati su singoli animali per monitorare le variazioni funzionali per un periodo di tempo. </li><li> Al punto finale, somministrare una iniezione sovradosaggio di pentobarbitone sodio (100 mg / kg, ip) euthanize all&#39;animale. Conferma eutanasia arresto cardiaco, arresto respiratorio e diminuzione della temperatura corporea. </li></ol> 4. Preparazione del tessuto e Istologia <ol><li> Rimuovere i nervi ottici da animali eutanasia sotto il microscopio e fissare il tessuto in 1% paraformaldeide O / N. </li> &lt;li&gt; Lavare accuratamente i tessuti con soluzione fisiologica. Trattare il tessuto in un processatore automatico ed incorporare in paraffina. Sezioni tagliate (5-10 micron) utilizzando un microtomo rotativo. Nota: per studio immunoistochimica, fissare il tessuto in 1% paraformaldeide, lavare con soluzione fisiologica e incubare con il 30% di saccarosio O / N. Tessuto Incorpora in OCT mezzo di inclusione e fare criosezioni utilizzando un criostato. </li><li> Incubare sezioni 0,1% soluzione blu veloce come il Luxol (nel 95% di etanolo) O / N a 56 ° C. Differenziare le sezioni a 0,05% di carbonato di litio per 30 sec e poi 70% di etanolo per altri 30 sec. Infine, colorazione di contrasto in soluzione violetto cresolo 0,1% per 30 sec prima di montare sezioni. Utilizzare la veloce colorazione blu per identificare mielina nel nervo ottico 5. </li></ol>

<ol><li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li>
<li>Lassmann, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLassmann%2C+H+%22Multiple+sclerosis+as+a+neuronal+disease%22">Multiple sclerosis as a neuronal disease</a>. Waxman, S. G. , Elsevier. 153-164 (2005).</li>
<li>Fahle, M., Bach, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFahle%2C+M+%22Principles+and+practice+of+clinical+electrophysiology+of+vision%22">Principles and practice of clinical electrophysiology of vision</a>. Heckenlively, J., Arden, G. , MIT Press. 207-234 (2006).</li>
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<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats%3A+electrodes%2C+stimulus+source+and+peak+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Doc Ophthalmol. 123 (2), 109-119 (2011).</li>
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<li>Henry, K. R., Rhoades, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+albinism+and+drugs+to+the+visual+evoked+potential+of+the+mouse%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+Psychol%22%5BJournal%5D)">Relation of albinism and drugs to the visual evoked potential of the mouse).</a> J Comp Physiol Psychol. 92 (2), 271-279 (1978).</li>
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<li>Makela, K., Hartikainen, K., Rorarius, M., Jantti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+F-VEP+during+isoflurane-induced+EEG+suppression%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Suppression of F-VEP during isoflurane-induced EEG suppression.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 100 (3), 269-272 (1996).</li>
<li>Boyes, W. K., Padilla, S., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature-dependent+and+independent+actions+of+chlordimeform+on+visual+evoked+potentials+and+axonal+transport+in+optic+system+of+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Body temperature-dependent and independent actions of chlordimeform on visual evoked potentials and axonal transport in optic system of rat.</a> Neuropharmacology. 24 (8), 743-749 (1985).</li>
<li>Hetzler, B. E., Boyes, W. K., Creason, J. P., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-dependent+changes+in+visual+evoked+potentials+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Temperature-dependent changes in visual evoked potentials of rats.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 70 (2), 137-154 (1988).</li>
<li>Mitchell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+lysolecithin+on+non-myelinated+axons+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">The effects of lysolecithin on non-myelinated axons in vitro.</a> Acta Neuropathol. 58 (4), 243-248 (1982).</li>
<li>Meyer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+neuronal+apoptosis+in+a+rat+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute neuronal apoptosis in a rat model of multiple sclerosis.</a> J Neurosci. 21 (16), 6214-6220 (2001).</li>
<li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Pathol%22%5BJournal%5D)">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li>
</ol>

Nessuno degli autori ha interessi in competizione o in conflitto.

Il nervo ottico è molto suscettibile ai danni meccanici. La lesione da schiacciamento del nervo ottico per una durata di 1 s può portare a circa il 75% di perdita di RGC in un periodo di 2 settimane10. Pertanto, è necessaria estrema cura durante l'esecuzione delle procedure chirurgiche. Secondo l'esperienza degli autori, è molto meglio adattare un approccio di dissezione smussata per esporre e farsi strada attraverso i tessuti intorno al nervo ottico lungo l'orientamento del nervo, piuttosto che penetrare in u...

La neurite ottica è una delle forme più comuni di neuropatia ottica, che causa la perdita totale o parziale della vista1. Istologicamente, è caratterizzata da demielinizzazione infiammatoria, perdita assonale delle cellule gangliari retiniche e vari gradi di rimielinizzazione nel nervo ottico2. La neurite ottica è solitamente l'esordio manifesto della sclerosi multipla. Il potenziale evocato visivo (VEP) è uno strumento non invasivo per studiare la funzione del sistema visivo. Riflette la funzione post-retinica dalla retina alla corteccia visiva primaria ed è influenzata in molte condizioni di malattia del nervo ottico3. Il VEP è stato utilizzato prevalentemente nei pazienti con neurite ottica per valutare l'integrità del percorso visivo4. 
La latenza della VEP, che riflette la velocità di conduzione del segnale lungo la via visiva, è considerata una misura accurata del livello di cambiamenti associati alla mielina nel nervo ottico5; mentre si ritiene che l'ampiezza della VEP sia strettamente correlata al danno assonale delle cellule gangliari retiniche (RGC)6. Questa ipotesi è stata abbastanza ben stabilita utilizzando il modello di ratto di demielinizzazione del nervo ottico indotta da lisolecitina5. 
Qui, spieghiamo un protocollo completo di tecnica di microiniezione del nervo ottico nei roditori, che può ridurre al minimo il danno correlato alla manipolazione chirurgica al nervo di per sé e ai tessuti adiacenti come i muscoli extraoculari e i vasi sanguigni. Inoltre, l'intervento chirurgico di impianto di elettrodi cranici è stato descritto per la registrazione VEP negli animali7. Le registrazioni VEP possono essere eseguite ripetutamente sugli animali per un periodo di tempo per valutare i cambiamenti correlati alla demielinizzazione/rimielinizzazione e l'impatto sull'integrità assonale nel nervo ottico.

<table><tbody><tr><td>Ketamina 100 mg/ml (Ketamil)</td><td>Troy Laboratories</td><td>AC 116</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidina 1 mg/ml (Domitor)</td><td>Pfizer</td><td>sc-204073</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide 1,0% (Mydriacyl)</td><td>Alcon</td><td>sc-202371</td><td></td></tr><tr><td>Sistema di coperte omeotermiche</td><td>Harvard Apparatus</td><td>NC9203819</td><td></td></tr><tr><td>Misuratore di impedenza&nbsp;</td><td>Grass</td><td>F-EZM5</td><td></td></tr><tr><td>Elettrodi a vite&nbsp;</td><td>Micro Fasteners</td><td>M1.0&volte; Elettrodi ad ago sottodermico da 3 mm con fessura CSK M/T 304 S/S</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Erba</td><td>F-E3M-72</td><td></td></tr><tr><td>Riparazione rapida&nbsp;</td><td>DeguDent GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diodo a emissione luminosa&nbsp;</td><td>Nichia</td><td>NSPG300A</td><td></td></tr><tr><td>Bioamplificatore</td><td>CWE, Inc.</td><td>Sistema BMA-400</td><td></td></tr><tr><td>CED</td><td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td><td>Siringa di Hamilton Power1401</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>87930</td><td></td></tr><tr><td>Lysolecithin</td><td>Sigma</td><td>L4129</td><td></td></tr><tr><td>Evan' s blu&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr></tbody></table>

registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

La registrazione del potenziale evocato visivo (VEP) è ampiamente utilizzata nella pratica clinica per valutare la gravità della neurite ottica nella sua fase acuta e per monitorare il decorso della malattia nel periodo di follow-up. I cambiamenti nei parametri VEP sono strettamente correlati al danno patologico nel nervo ottico. Questo protocollo fornisce una descrizione dettagliata del modello di roditore di microiniezione del nervo ottico, in cui viene prodotta una lesione da demielinizzazione parziale nel nervo ottico. Vengono inoltre discusse le tecniche di registrazione VEP. Utilizzando elettrodi impiantati nel cranio, siamo in grado di acquisire tracce VEP riproducibili durante e tra una sessione e l'altra. I VEP possono essere registrati su singoli animali per un periodo di tempo per valutare i cambiamenti funzionali nel nervo ottico longitudinalmente. Il modello di demielinizzazione del nervo ottico, in combinazione con il protocollo di registrazione VEP, fornisce uno strumento per studiare i processi patologici associati alla demielinizzazione e alla rimielinizzazione e può potenzialmente essere impiegato per valutare gli effetti di nuovi farmaci rimielinizzanti o terapie neuroprotettive.

Riproducibili PEV tracce intra-sessione sono mostrati in Figura 1 e un significativo ritardo nella latenza N1 possono essere osservati dopo l&#39;iniezione nervo ottico. Lesioni del nervo ottico parziali di demielinizzazione può essere osservato su sezioni istologiche utilizzando Luxol veloce colorazione blu 5. La Figura 2 mostra una sezione rappresentativa con una piccola lesione demyelinated focale nel centro del nervo ottico. Si noti che la sezione trasversale non rapprese...

La demielinizzazione focale viene indotta nel nervo ottico utilizzando la microiniezione di lisolecitina. I potenziali evocati visivi vengono registrati tramite elettrodi del cranio impiantati sulla corteccia visiva per esaminare la conduzione del segnale lungo la via visiva in vivo. Questo protocollo descrive in dettaglio le procedure chirurgiche alla base dell'impianto di elettrodi e della microiniezione del nervo ottico.

Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è monitorare la demielinizzazione del nervo ottico in vivo. Questo risultato si ottiene innanzitutto impiantando microelettrodi sulla corteccia visiva. In un secondo passaggio, la lina viene microiniettata nel nervo ottico, inducendo una lesione focale di demielinizzazione.Successivamente, è possibile effettuare registrazioni dei potenziali evocati visivi. Infine, l'analisi di regressione mostra una forte correlazione lineare tra il ritardo della latenza del potenziale evocato visivo e il volume. Questo video illustrerà la nostra tecnica per la registrazione dei potenziali evocati visivi nei ratti.Utilizzando elettrodi impiantati nel cranio, mostreremo anche una tecnica di demielinizzazione focale del nervo ottico mediante una tecnica di microiniezione. Tutti gli esperimenti vengono condotti presso il nostro laboratorio della Facoltà di Medicina della Macquarie University. La tecnica sarà dimostrata da Nitin Chichi, nostro studente di dottorato. Per iniziare, anestetizzare un ratto adulto di età superiore a 12 settimane mediante iniezione intraperitoneale di ketamina e xilazina prima di iniziare l'intervento chirurgico.Verificare l'assenza di riflessi di ritrazione. Essere pronti ad amministrare dosi del 10% di chetamina secondo necessità per gestire eventuali riflessi che dovessero ripresentarsi nell'animale durante l'intervento chirurgico. Successivamente, rasare la cute nell'area chirurgica e quindi posizionare l'animale su un tappetino riscaldante per completare le preparazioni.Scrubbing della cute con iodopovidone, drappeggiare l'animale e applicare un unguento oftalmico. Inoltre, assicurarsi di mantenere l'asepsi utilizzando strumenti sterili. Per iniziare l'intervento chirurgico, effettuare un'incisione cutanea longitudinale lungo la linea mediana della testa.Quindi rimuovere il tessuto connettivo per ottenere una buona esposizione del cranio. Successivamente, utilizzando un trapano manuale microscopico, praticare con attenzione piccoli fori di trapanazione, sette millimetri al di dietro del bgma e tre millimetri laterali rispetto alla linea mediana. Implantare elettrodi a vite attraverso il cranio e per circa 0,5 millimetri nella corteccia.Quindi impiantare un elettrodo a vite di riferimento sulla linea mediana, tre millimetri in senso rostrale rispetto al bgma secondo necessità. Applicare del cemento dentale per incapsulare e fissare le viti elettrode. Infine, suturare la pelle.Gli elettrodi possono essere lasciati esposti in modo che la pelle non debba essere riaperta per ogni registrazione. Ora, somministrare rapidamente un farmaco antinfiammatorio non steroideo o FANS, oppure un analgesico oppioide, prima che l'animale riprenda conoscenza dall'anestesia. Per concludere, trattare la pelle con un unguento antibiotico.Posizionare l'animale in una gabbia di recupero con un tappetino riscaldante e monitorarlo costantemente finché non sarà completamente deambulante. Successivamente, permettergli di riprendersi per almeno una settimana. Prima di effettuare le registrazioni di PVE, preparare l'animale per l'intervento chirurgico come descritto in precedenza ed eseguire un'incisione cutanea lunga da uno a 1,5 centimetri sopra l'orbita dell'occhio, utilizzando pinzette da iride fini.Aprire il tessuto sottocutaneo ed accedere alla cavità orbitaria. Quindi, sotto uno stereomicroscopio, aprire la capsula dei tendini anteriori e la congiuntiva. Successivamente, retrarre i muscoli estrinseci dell'occhio e le ghiandole lacrimali intraorbitali.Per esporre circa tre millimetri del nervo ottico intorno al nervo ottico, utilizzare una lama oftalmica per aprire longitudinalmente i foglietti della dura madre e della sostanza aracnoidea. Quindi inserire una micropipetta di vetro collegata a una siringa Hamilton nel nervo, due millimetri a valle del bulbo oculare. Per un periodo di 30 secondi, iniettare una bolla di lisina con colorante per completare la procedura.Suture l'incisione cutanea. Applicare un unguento antibiotico per prevenire infezioni. Spostare l'animale su un tappetino riscaldante e monitorarlo fino al completo recupero.Dopo aver anestetizzato l'animale e preparato la cute come in precedenza, trasferirlo in una stanza buia. Mantenere la temperatura corporea entro mezzo grado rispetto ai 37 gradi Celsius, utilizzando un sistema di coperta termica e una sonda di temperatura, mentre si effettua il monitoraggio al buio. Adattare l'animale per cinque-trenta minuti.Dopo mezz'ora, dilatare le pupille con colliri oftalmici al 1% di tropicamide. Quindi, utilizzando forbici e pinze, aprire la cute sopra il cranio e accedere ai due elettrodi a vite NC precedentemente posizionati.Collegare le viti al misuratore di impedenza. Quindi misurare e mantenere l'impedenza dell'elettrodo al di sotto di cinque kilo ohm. Collegare ora la vite sopra la corteccia visiva controlaterale dell'occhio stimolato.Successivamente, inserire un elettrodo a ago nella coda per ottenere il contatto di massa. Posizionare ora un mini stimolatore ganzfeld calibrato sulla pelle intorno alle palpebre per migliorare l'isolamento oculare. Quindi applicare una stimolazione fotica utilizzando 100 lampi a un hertz con filtro passa-basso a un hertz e il filtro passa-banda alto.Filtrare a 100 hertz. Al termine, suturare la pelle e mantenere l'animale su un tappetino riscaldante per favorirne il risveglio dall'anestesia. Sono possibili registrazioni ripetute, da alcune ogni settimane a una ogni poche settimane.Con l'intercessione, i tracciati VEP mostrano un ritardo significativo nella latenza di N uno. Dopo l'iniezione nel nervo ottico, le registrazioni sono state effettuate giornalmente per dimostrarne la riproducibilità. Lesioni parziali del nervo ottico con demielinizzazione sono state osservate in sezioni di tessuto colorate con blu lussino rapido.Dopo la misurazione del volume della lesione, è divenuta evidente una correlazione tra il ritardo di latenza e l'estensione della lesione. Questa tecnica può essere utilizzata per indurre lesioni nel nervo ottico e per correlare tali lesioni con modifiche nel potenziale visivo (VP); può essere impiegata come modello di demielinizzazione focale. Poiché l'estensione delle lesioni indotte è piuttosto variabile, è importante confermare le modifiche mediante analisi istologica.

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Cellule gangliari della retina trasmettere informazioni visive dall'occhio al cervello con sequenze di potenziali d'azione. Qui, dimostriamo come registrare le potenziali d'azione delle cellule gangliari...

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Questo video dimostra la preparazione di un modello di ratto per studiare la salute della retina e l'integrità del percorso visivo. Il potenziale evocato visivo e il riferimento per l'elettroretinografia e gli elettrodi attivi sono collegati al ratto, seguiti dall'allineamento della piattaforma con il ratto davanti alla ciotola di Ganzfeld per un'illuminazione uniforme della retina e dalla chiusura della gabbia di Faraday per evitare interferenze esterne.

Preparazione di un modello di ratto per valutare l'integrità del percorso visivo utilizzando una configurazione di elettrofisiologia

Questo video dimostra il processo di misurazione dei potenziali evocati visivi o VEP in un ratto anestetizzato adattato al buio con elettrodi cranici pre-impiantati, che registrano i segnali elettrici dalla corteccia visiva del cervello in risposta agli stimoli luminosi.

Registrazione dei potenziali evocati visivi tramite gli elettrodi del cranio in un modello di ratto

Questo video dimostra come registrare l'elettroretinogramma (ERG) e il potenziale evocato visivo (VEP) in un ratto cosciente. Il ratto, con elettrodi impiantati chirurgicamente, viene prima adattato al buio. Dopo aver applicato le gocce dilatanti, l'animale viene posto in un sistema di ritenuta e posizionato in una ciotola di Ganzfeld. I segnali ERG e VEP vengono quindi registrati.

Registrazione dell'elettroretinogramma e del potenziale evocato visivo in un ratto

Questo video dimostra la procedura di accesso chirurgico al nervo ottico in un animale anestetizzato e la somministrazione precisa di lisolecitina per indurre la demielinizzazione focale, creando condizioni neuropatologiche per ulteriori studi.

Induzione della demielinizzazione locale nel nervo ottico mediante lisolecitina

Questo protocollo descrive la misurazione simultanea dell'elettroretinogramma e dei potenziali evocati visivi in ratti anestetizzati.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall'occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde.

L&#39;impianto e la registrazione di Wireless Elettroretinogramma e potenziale visivo evocato ratto conscio

Abbiamo progettato un sensore di 16 canali EEG a secco-tipo che è invasivo, deformabile e riutilizzabili. Questo articolo descrive l'intero processo di produzione l'elettrodo EEG proposto alla elaborazione del potenziale evocato visivo (VEP) del segnale segnali misurati su un cuoio capelluto del mouse utilizzando un sensore di EEG multicanale non invasiva asciutto.

Registrazioni di potenziali evocate visive nei topi utilizzando un multicanale Non invasiva a secco del cuoio capelluto EEG sensore

Qui mostriamo diversi test in vivo (potenziale evocato visivo flash, elettroretinogramma pattern e tomografia a coerenza ottica) in macaco di capra e rhesus per comprendere la struttura e la funzione del nervo ottico e dei suoi neuroni.

In vivo Metodi per valutare la funzione e la struttura delle cellule gangliari retiniche e del nervo ottico in animali di grandi dimensioni

Questo documento presenta istruzioni dettagliate per eseguire lo schiacciamento del nervo ottico in un modello di coniglio utilizzando tecniche chirurgiche oftalmiche standard.

Un approccio chirurgico per lo schiacciamento del nervo ottico in un modello di coniglio

Scopri la registrazione dei potenziali evocati visivi in un modello murino di demielinizzazione del nervo ottico. Questo metodo consente il monitoraggio longitudinale delle lesioni focali e la valutazione di terapie rimielinizzanti.

Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

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