Name: Kupffer isolamento delle cellule di nanoparticelle test di tossicità (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 49 s
Description: Scopri l'isolamento delle cellule di Kupffer da fegato di topo mediante perfusione e centrifugazione a gradiente di densità per testare la tossicità delle nanoparticelle. Questo metodo fornisce un modello affidabile per la nanotossicologia.

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Questo lavoro è stato supportato dal programma RADDEL della rete Marie-Curie FP7-ITN dell'UE. MB e KAJ ringraziano Joe Varguese e Rui Serra Maia per il loro aiuto e i loro suggerimenti nell'ottimizzazione dell'isolamento cellulare di Kupffer.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità a tutte le linee guida, regolamenti e le agenzie di regolamentazione. Il protocollo di essere dimostrato è stata eseguita sotto la guida e l&#39;approvazione del regolamento dell&#39;ufficio IT Home 1. perfusione e Cell Collection (Figura 1) <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52989/52989fig1.jpg" /> Figura 1:. Fegato perfusione Dopo anestesia del mouse, il tratto digerente è lateralmente spostato a sinistra dell&#39;addome in modo da rendere la vena porta (PV) accessibile. Il PV è cannulata con una bassa velocità di flusso (1-3 ml / min) della soluzione EGTA / HBSS e Veina cava inferiore (IVC) è immediatamente rotto per evitare qualsiasi eccesso di pressione all&#39;interno del fegato. Entro il primo minuto di perfusione, la portata viene gradualmente aumentata a 7 ml / min. La soluzione di collagenasi viene perfuso a 10 ml / min fino a raggiungere la sua piena digestione. <ol><li> Prepari appena tutti i reagenti descritti nella tabella materiale. </li><li> Scaldare il EGTA (glicole etilenico Tetra-acetico) / HBSS (soluzione salina bilanciata di Hank) Solution (50 ml per mouse) e la soluzione di collagenasi (100 ml per il mouse) per 30 minuti a 40 ° C. </li><li> Sciacquare il tubo flessibile della pompa prima con il 70% di etanolo. Versare 40 ml di EGTA / HBSS soluzione in un tubo da centrifuga immerso nel bagno di acqua e risciacquare il tubo flessibile della pompa con pre-riscaldato EGTA / HBSS soluzione. </li><li> Eseguire anestesia terminale utilizzando un barbiturico per produrre in modo affidabile di incoscienza prima depressione respiratoria e morte. Iniettare phenobarbitone a 1 mg / kg, ip in un topo CD1 femminile o maschile (35-45 g). Confermare l&#39;anestesia da pizzicare punta. </li><li> Shave peli addominali e sterilizzare la superficie addominale utilizzando una soluzione di etanolo al 70%. </li><li> Tagliare attraverso la cavità addominale ed esporre la vena porta e la vena cava inferiore spostando l&#39;intestino lateralmente a sinistra dell&#39;addome. </li><li> Stellat la pompa ad una velocità di 1-3 ml / min con la soluzione EGTA / HBSS e cannulate la vena porta con un ago 23 g farfalla (ali tagliate). Fissare la sezione della vena porta cannulata con l&#39;ago 23 G e quindi capovolgere la pinza serrefine sulla superficie dell&#39;addome del mouse aperto. Il fegato dovrebbe rapidamente pallido entro i primi 30 secondi di EGTA / HBSS soluzione perfusione. </li><li> Rapidamente incidere la parte inferiore della vena cava inferiore per evitare edificio sovrappressione nel fegato, e quindi aumentare la portata gradualmente a 7 ​​ml / min, il primo minuto di perfusione. L&#39;animale muore a causa di sanguinamento secondario a Vena prelievo venoso cavale. </li><li> Quando meno di 5 ml di EGTA / HBSS soluzione è rimanente in provetta, riempire con collagenasi Solution (40-50 ml). Aumentare la portata gradualmente a 10 ml / min, più di 30 sec. </li><li> Rendere il rigonfiamento del fegato applicando pressione alla vena cava inferiore, utilizzando una pinzetta, per 5-10 intervalli sec. This può essere fatto periodicamente (5-10 volte durante la digestione). Questa fase permetterà di migliorare la dissociazione delle cellule del fegato e ridurre il tempo di perfusione con collagenasi. </li><li> Quando meno di 10 ml di soluzione di Collagenasi rimane all&#39;interno del tubo da centrifuga, versare 40-50 ml di soluzione pre-riscaldato Collagenase nel tubo da centrifuga. </li><li> Dopo 10-15 minuti di perfusione e circa 70-80 ml di collagenasi Solution perfusi, applicare una piccola pressione sulla superficie del fegato con una pinza. Una stampa di pressione indica che le cellule epatiche sono dissociate. </li><li> Rimuovere il fegato dalla cavità addominale come un unico pezzo e metterlo in una provetta da centrifuga contenente 20-30 ml di Kupffer celle d&#39;isolamento medio. Mantenere cellule epatiche in ghiaccio oa 4 ° C per un periodo massimo di 3 ore per evitare di compromettere la vitalità delle cellule del fegato. </li><li> Ripetere la procedura di perfusione su diversi animali, se necessario, mantenendo il fegato perfuso su ghiaccio. Pool 1-3 fegati per la purificazione e procedere con la fase 3. </li></ol> 2. Preparazione del gradiente di densità per centrifugazione (Figura 2) <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52989/52989fig2.jpg" /> Figura 2:. Preparazione del gradiente di densità Tutte le procedure sono eseguite in condizioni sterili. Il SIP è preparata mescolando 15,3 ml di soluzione di particelle di silice rivestite con 1,7 ml di 10 x PBS. A 5 ml di SIP sono mescolati con 15 ml di PBS per rendere soluzione SIP 20 ml di 25%. 10 ml di SIP sono mescolati con 10 ml di PBS per ottenere soluzione SIP 20 ml di 50%. Un tubo da centrifuga contenente la soluzione al 50% SIP (20 ml) è inclinato e la soluzione SIP 25% (20 ml) viene aggiunta lentamente utilizzando un ml pipetta sierologica 25. <ol><li> Procedere con le seguenti operazioni (sezione 2., 3. e 5.) sotto condizioni sterili e mantenere le cellule in ghiaccio o a 4 ° C. Preparare la SIP (Soluzione di particelle di silice rivestite Isotonic) mescolando 15,3 ml di soluzione di particelle di silice rivestiti con 1,7 ml di 10 x PBS. </li&gt; <li> Per rendere 20 ml di soluzione SIP 25%, mescolare 5 ml di SIP con 15 ml di PBS. Per rendere 20 ml di soluzione SIP 50%, miscelare 10 ml di SIP con 10 ml di PBS. </li><li> Riempire una provetta da centrifuga con 20 ml della soluzione SIP 50%. Inclinare la provetta da centrifuga con un angolo vicino a 90 ° e aggiungere lentamente la soluzione SIP 25% (20 ml) sulla parete laterale del tubo con un 25 ml pipetta sierologica, senza toccare la superficie dello strato SIP 50%. Quando si aggiunge la soluzione SIP 25%, ridurre progressivamente l&#39;angolo del tubo. Mantenere il gradiente di densità su ghiaccio fino al momento dell&#39;uso. </li></ol> 3. Kupffer Purificazione cellulare (Figura 3) <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52989/52989fig3.jpg" /> Figura 3:. Purificazione di cellule di Kupffer dal gradiente di densità centrifugazione e l&#39;adesione cellulare Tutte le procedure sono eseguite in condizioni sterili. (A) Dopo la rottura della capsula di Glisson, cellule del fegato sono filtrate attraverso un 100 micron filtro. La sospensione è centrifugato a x 50 g di disfarsi epatociti (pellet) e raccogliere la frazione di cellule non parenchimali (surnatante). Questa fase viene ripetuta 3 volte. Le cellule non parenchimali vengono aggiunti in cima a un gradiente isotonica discontinuo e centrifugato a 800 xg per 15 min. Cellule di Kupffer raccolti dal cuscino SIP 25% sono purificati ulteriormente selezione adesione cellulare. (B) Le cellule vengono piastrate in piastra da 24 pozzetti e incubate a 37 ° C e 5% CO 2 per 30 min. Le cellule non aderenti vengono lavati una volta con 500 ml di HBSS. Cellule di Kupffer mostrano la loro aderenti morfologia 4 ore dopo la placcatura, quando -CNTs f possono essere aggiunti alle cellule. La barra della scala rappresenta il 25 micron. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52989/52989fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol><li> Mettere un fegato perfuso in una capsula di Petri con 15 ml di Kupffer isolamento delle cellule Medium. Rottura capsula di Glisson (membrana del fegato) con le forbici e rilasciare tutte le cellule del fegato nel mezzo di isolamento delle cellule Kupffer. Filtrare la soluzione se un filtro cellulare 100 micron per essere raccolto in una provetta da centrifuga. Ripetere la procedura di perfusione su altri fegati irrorati e riunire le celle nella stessa provetta da centrifuga (15 ml di un mouse, fino a 45 ml da tre topi). </li><li> Centrifugare la sospensione cellulare a 50 xg per 2 minuti a 4 ° C. Cellule parenchimali (epatociti) saranno in pellet e cellule non parenchimali (comprese le cellule di Kupffer) saranno nel surnatante. </li><li> Raccogliere il supernatante in una provetta da centrifuga pulita e centrifugare a 50 xg per 2 minuti ciascuno. Ripetere questa operazione per altre tre volte. </li><li> Centrifugare a 1.350 xg per 15 minuti per far sedimentare le cellule non parenchimali. Eliminare il surnatante e risospendere il pellet in 10 ml di Kupffer isolamento delle cellule Medium. </li><li> Aggiungere la soluzione di cellule non parenchimali sul gradiente discontinuo isotonica 25/50% come descritto al punto 2.3. Centesimorifuge a 850 xg per 15 minuti, senza accelerazione o interruzione. </li><li> Localizzare la frazione di cellule di Kupffer arricchita torbidi all&#39;interno della frazione SIP 25% vicino all&#39;interfaccia SIP 25/50% (Figura 3). Utilizzando un 10 ml pipetta sierologica, aspirare circa 12 ml di frazione di cellule Kupffer arricchito. Trasferire le cellule in una provetta da centrifuga contenente 35-40 ml di Kupffer isolamento delle cellule Media. Miscelare delicatamente e centrifugare a 1.350 xg per 15 min a 4 ° C per sedimentare le cellule. </li><li> Eliminare le cellule surnatante e risospendere in 5-10 ml di pre-riscaldato cellule Kupffer Cultura Media. Contare le celle (emocitometro) e misurare la sostenibilità utilizzando trypan colorazione blu. </li><li> Piastra le purificate cellule non parenchimali in piastre da 24 pozzetti ad una densità di 5 x 10 5 cellule / pozzetto. Incubare le cellule a 37 ° C e 5% CO 2 (Figura 3). Dopo 30 minuti, togliere delicatamente il medium, lavare con pre-riscaldato soluzione salina bilanciata di Hank (HBSS) una volta quindi sostituirecon 500 ml di fresco e pre-riscaldato Kupffer terreno di coltura cellulare (per bene). </li><li> Lasciare cellule di Kupffer per almeno 4 ore a 37 ° C e 5% CO 2 prima del trattamento con nanoparticelle, per consentire loro di acquisire loro morfologia aderente. </li></ol> 4. Caratterizzazione <ol><li> Kupffer Cells Purezza <ol><li> Preparare fresco soluzione PBS / BSA utilizzato per mantenere la vitalità delle cellule Kupffer. Lavare le cellule una volta con 500 ml di soluzione di PBS / BSA. Rimuovere la soluzione PBS / BSA e staccare cellule di Kupffer in 500 ml di soluzione fresca PBS / BSA con delicato raschiatura. Quando le cellule vengono piastrate in piastre da 24 pozzetti, abbreviare le estremità delle pale raschianti con forbici per rendere il distacco facile procedere. Trasferire le cellule in citometria a flusso tubi. </li><li> Contare le cellule di Kupffer utilizzando un emocitometro e centrifugare 1 x 10 5 cellule a 1.350 x g. Risospendere le cellule Kupffer in 30 ml di F4 / 80 anticorpi (pulito). Mescolare bene e incubare a temperatura ambiente per 30 min. Mantenere le cellule non colorate (non incubate con l&#39;anticorpo) su ghiaccio. </li><li> Aggiungere 2 ml di soluzione PBS / BSA in cellule colorate, centrifugare a 1.350 g per 5 minuti e scartare il surnatante risultante. Risospendere cellule colorate in 200 ml di PBS / BSA. </li><li> Per citometria a flusso, porta 10.000 non colorati cellule di Kupffer base alle loro dimensioni (forward scatter) e granularità (lato dispersione). Analizzare fluorescenza delle cellule gated in FL-1 canale. </li><li> Ripetere la procedura per le cellule di Kupffer colorate mantenendo le stesse impostazioni utilizzate per l&#39;analisi di citometria a flusso di cellule di Kupffer non colorati. Selezionare e quantificare la fluorescenza delle cellule colorate per valutare la purezza delle cellule Kupffer. </li></ol></li><li> Kupffer cellulare fagocitaria Attività <ol><li> Sostituire media con 0,5% (v / v) perline fluorescenti in Kupffer cellulare terreno di coltura e incubare per 4 ore a 37 ° C e 5% di CO 2. </li><li> Al fine di rimuovere perline non interiorizzate, cellule di Kupffer centrifugare a 1.350 xg, discard le cellule surnatante e risospendere in 500 microlitri di PBS / BSA Solution. Ripetere questa operazione altre 2 volte. </li><li> Raschiare le cellule Kupffer in 500 ml di soluzione e di trasferimento cellule PBS / BSA in un tubo di citometria a flusso. </li><li> Cellule centrifuga Kupffer a 1.350 xg, scartare le cellule surnatante e risospendere in 200 ml di PBS / BSA Solution. </li><li> Per citometria a flusso, porta 10.000 non colorati cellule di Kupffer base alle loro dimensioni (forward scatter) e granularità (lato dispersione). Analizzare fluorescenza delle cellule gated in FL-2 canali. </li></ol></li></ol> 5. Incubazione di chimicamente nanotubi di carbonio funzionalizzati (f -CNTs) <ol><li> Preparare una dispersione di -CNTs f (1 mg / ml) in acqua mediante sonicazione per 15 minuti prima dell&#39;uso. -CNTs F sono preparati in casa 22. </li><li> Preparare 2x CNT f- concentrati dispersione in Kupffer terreno di coltura cellulare. CNT f- Sonicare dispersi in mezzo per2 min prima di procedere con passo 5.3). </li><li> Per ogni bene, sostituire 250 ml di vecchi media con 250 ml di 2x dispersione -CNTs f. Pozzetti non trattati (250 l di media condizionata + 250 ml di fresco Kupffer terreno di coltura cellulare) e pozzi trattati con 10% di DMSO sono utilizzati come controlli negativi e positivi, rispettivamente. </li><li> Incubare le cellule di Kupffer a 37 ° C e 5% CO 2 per 24 o 72 ore. </li></ol> 6. Tossicità Valutazione della -CNTs f in cellule di Kupffer dal lattato deidrogenasi (LDH) Modificato <ol><li> Scartare il surnatante. </li><li> Aggiungere 200 microlitri (per pozzetto della piastra da 24 pozzetti) di tampone di lisi e incubare a 37 ° C per 30 min-1 hr. </li><li> Dopo aver effettuato pipettaggio vigoroso, raccolgono lisate cellule di Kupffer in provette da microcentrifuga e centrifugare a 40.000 g per 10 minuti a pellet -CNTs f che sono state prese dalle cellule e detriti cellulari. </li><li> Raccogliere il surnatante (ƒ-CNT gratis) inprovette da microcentrifuga e conservare a -20 ° C o passare al punto 6.5). </li><li> Trasferire 50 ml in una piastra a 96 pozzetti e aggiungere un volume uguale di soluzione di substrato mix (kit LDH) a ciascun pozzetto. Coprire la piastra ed incubare a temperatura ambiente per 15 min prima di aggiungere 50 ml di soluzione di arresto (kit LDH). Aggiungere triplicato di pozzi vuoti contenenti 50 ml di tampone di lisi, 50 ml di soluzione di substrato mix e 50 ml di soluzione di stop. </li><li> Leggere l&#39;assorbanza a 490 nm in un lettore per micropiastre e utilizzare la seguente formula per calcolare il (%) vitalità cellulare. </li></ol><img alt="Equazione 1" src="/files/ftp_upload/52989/52989eq1.JPG" />

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<li>Froh, M., Konno, A., Thurman, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+liver+Kupffer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Isolation of liver Kupffer cells.</a> Curr Protoc Toxicol. Chapter 14, Unit14 14(2003).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

I seguenti punti sono fondamentali per conseguire un livello elevato rendimento e l&#39;alta vitalità delle cellule di Kupffer. Condizioni asettiche dovrebbero essere utilizzati per limitare il rischio di contaminazione batterica e fungina. Tutti gli strumenti devono essere sterilizzati prima dell&#39;uso. I reagenti devono essere preparate al momento, prima di effettuare la procedura di isolamento. La scelta di collagenasi IV, con bassa attività trittico, è di fondamentale importanza. Diver...

Il campo di ricerca nanotossicologia mira a caratterizzare l&#39;effetto biologico delle nanoparticelle. Studi tossicologici basati su indagini in vivo restano i metodi più accurati. Tuttavia, il loro impiego è limitato dalla loro costo, lavoro e tempo requisiti 1. Come saggi alternative, in vitro sono stati utilizzati per la loro semplicità e la possibilità di sviluppare ad alta produttività in piattaforme di test in vitro 2 - così estendendo il numero di condizioni testate. La maggior parte degli studi nanotoxicological sono eseguiti utilizzando in vitro con linee cellulari immortalizzate. Tuttavia, ci sono preoccupazioni per quanto riguarda l&#39;estrapolazione di questi risultati sperimentali di effetti tossicologici in vivo 3. Infatti, le proprietà di linee cellulari immortalizzate possono essere significativamente diverso dai tessuti sono stati derivati ​​da, per esempio la trasformazione genetica 4, il deterioramento delle caratteristiche morfologiche chiave5, perdita della polarità cellulare 6 e alterazioni funzionali come la regolamentazione dei mediatori infiammatori 7. Cellule di Kupffer sono la popolazione più abbondanti macrofagi nel corpo e sono direttamente in contatto con il sangue allineando la parete di sinusoidi epatici. Come parte del sistema reticolo-endoteliale (RES), questi macrofagi sono responsabili per la cattura di circolazione nanoparticelle e pertanto costituiscono un modello particolarmente adatto per studiare la tossicità delle nanoparticelle. In vivo 8 e in vitro 9 studi di risposte infiammatorie associate con le cellule di Kupffer esposte a nanoparticelle sono stati pubblicati altrove. Cellule di Kupffer sono state coinvolte nella patogenesi delle malattie del fegato, come la malattia epatica alcolica 10, fibrosi epatica 11 o epatite virale 12. E &#39;stato riferito che le cellule di Kupffer isolate forniscono informazioni utili per descrivere i meccanismi cellulari involved in rottura di fegato 13,14. Diversi metodi sono stati segnalati per isolare e purificare le cellule di Kupffer. Isolamento cellulare può derivare da meccanico o enzimatica dissociazione 15. Digestione Collagenase mostra il vantaggio di conservare l&#39;integrità funzionale delle cellule di Kupffer, mentre portando a rendimento cellula di alta Kupffer 16. Molti approcci sperimentali, che variano in complessità e costi, sono stati utilizzati per separare le cellule di Kupffer da altre popolazioni cellulari del fegato. Ad esempio, la purezza delle cellule Kupffer può essere ottenuto mediante immunoaffinità 17, elettroforesi flusso 18, adesione selettiva 16 o mediante tecniche centrifughe 16, che selezionano celle in base alla loro dimensione e la densità. Una combinazione di questi metodi può essere scelto per aumentare la purezza della popolazione 16. Non c&#39;è consenso sul metodo ideale per l&#39;isolamento delle cellule Kupffer, in quanto dipende in gran parte l&#39;applicazione e disponibili equipment. Tuttavia, nel caso di test di tossicità delle nanoparticelle, la semplicità e l&#39;alta resa della tecnica associata con la conservazione funzionale delle cellule di Kupffer sembrava essere più adatto per questa applicazione. Il metodo di isolamento delle cellule Kupffer qui riportata si basa su un metodo di perfusione 2-step seguita da purificazione su gradiente di densità. Il metodo è stato modificato dal protocollo originale sviluppato da Smedsrød et al. 16 progettato per l&#39;isolamento delle cellule di fegato di ratto. La maggior parte degli studi hanno riportato e descritto l&#39;isolamento delle cellule Kupffer da fegati di ratto. Qui, si descrive un metodo per isolare le cellule di Kupffer da fegato di topo, ad un alto rendimento e purezza. L&#39;utilizzo di topi riduce il costo dell&#39;esperimento e permette la lavorazione di diversi fegati di ottenere grandi quantità di cellule di Kupffer per test di tossicità nanoparticelle. Nella seguente protocollo, cellule di Kupffer sono state incubate con nanotubi di carbonio funzionalizzati (f </em&gt; -CNTs). Le proprietà uniche chimico-fisiche del CNT - cioè alto rapporto lunghezza su diametro e grande superficie, hanno fatto CNT candidati interessanti come vettori per scopi terapeutici e di diagnosi. Tuttavia, sono state espresse in merito alla tossicità del CNT 19, e lo sviluppo di nuovi test in vitro è inteso a migliorare la comprensione di CNT effetto biologico. Tossicità in cellule di Kupffer è associato ad una mancanza di integrità strutturale della membrana cellulare. Questo viene misurato dalla perdita di enzima LDH citoplasmatica dalla cellula nel supernatante. Il principio di questo metodo, quindi, è quello di rimuovere qualsiasi LDH rilasciata e misurare ciò che resta nelle celle 20. Questo viene fatto in preferenza alla misura della LDH rilasciata nel supernatante perché la presenza di CNT nel surnatante interferisce con il test 21. Proponiamo l&#39;uso di questo efficace metho isolamento delle cellule Kupffer semplice ed economicod isolare elevato numero di cellule di Kupffer funzionali. Questo permette la proiezione di tossicità di una gamma di nanoparticelle, in un modello rilevante macrofagi primari.

<table><tbody><tr><td>Euthatal (pentobarbital sodico)</td><td>Topi Merial</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD1</td><td>Charles River&nbsp; &nbsp;</td><td>-</td><td>Il peso del mouse dovrebbe variare da 35 a 45 g. Consigliamo l'uso di topi CD1 maschi poiché il loro peso aumenta rapidamente (es un topo CD1 maschio di 7 settimane supera i 35 g di peso). Si consiglia inoltre di contattare in anticipo il fornitore dell'animale per organizzare la consegna degli animali più anziani. In alternativa, gli animali possono essere in casa per raggiungere il peso desiderato.</td></tr><tr><td>HBSS (Ca2+ e Mg2+ free, con bicarbonato)&nbsp; &nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>14175-053</td><td>HBSS deve essere Ca2+ gratuito.</td></tr><tr><td>Sale tetrasodico dell'acido tetraacetico glicole etilenico (EGTA&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich&nbsp; &nbsp;</td><td>E8145&nbsp; &nbsp;</td><td>L'EDTA può anche essere utilizzato, ma l'EGTA ha il vantaggio di chelare Ca2+ selettivamente.</td></tr><tr><td>HEPES (1 M)&nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>15630-056&nbsp;</td><td>100 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Collagenasi di tipo IV</td><td>Worthington&nbsp;</td><td>CSL-4&nbsp;</td><td>Si consiglia di testare diversi lotti di collagenasi o almeno di menzionare al fornitore che il prodotto deve essere adatto all'isolamento delle cellule epatiche.</td></tr><tr><td>&nbsp; DMEM a basso contenuto di glucosio</td><td>Sigma-Aldrich&nbsp; &nbsp;</td><td>D5523&nbsp;</td><td>500 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>RPMI (con piruvato di sodio e glutamax)&nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>Codice 12633-012&nbsp;</td><td>Flacone da 500 ml</td></tr><tr><td>Penicillina/Steptomicina&nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>15140-122</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>di siero fetale bovino&nbsp;</td><td>Primo collegamento&nbsp; &nbsp;</td><td>60-00-850&nbsp;</td><td>500 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Soluzione blu di tripano&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich&nbsp;</td><td>T8154&nbsp;</td><td>100 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Soluzione di particelle di silice rivestita (Percoll)</td><td>GE Healtcare&nbsp; &nbsp;</td><td>17-0891-02&nbsp;</td><td>Percoll è molto stabile e può essere conservato per diversi anni.</td></tr><tr><td>1x soluzione salina tamponata con fosfato&nbsp; &nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>10010-023</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>10x soluzione salina tamponata con fosfato&nbsp; &nbsp;</td><td>Tecnologie per la vita&nbsp; &nbsp;</td><td>70011-036</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>di dimetilsolfossido&nbsp;</td><td>Pescatore</td><td>D/4120/PB08&nbsp;</td><td>500 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Kit LDH (CytoTox 96)&nbsp;</td><td>Promega&nbsp;</td><td>G1781&nbsp;</td><td>Proteggiti dalla luce</td></tr><tr><td>DMEM rosso fenolo libero</td><td>Life Technologies&nbsp; &nbsp;</td><td>31053-028&nbsp;</td><td>500 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Anticorpo F4/80 (Alexa 488)</td><td>AbD Serotec</td><td>MCA497A488</td><td>Non diluire, utilizzato puro per la citometria a flusso</td></tr><tr><td>Perle fluorescenti</td><td>Sigma</td><td>L2778</td><td>Perle di lattice, polistirene modificato con ammina, rosso fluorescente. 1 ml</td></tr><tr><td>Nome del materiale</td><td>Azienda&nbsp;</td><td>Numero di catalogo&nbsp;</td><td>Commenti/Descrizione&nbsp;</td></tr><tr><td>Set per la raccolta del sangue a farfalla (tubo lungo 23 G/305 mm)&nbsp; &nbsp;</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>367288</tr><tr><td>Filtri per siringhe (0,22 & mu; m Orlo blu)&nbsp;</td><td>Minisart&nbsp;</td><td>16534-K&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Provette da centrifuga (tappo blu da 50 ml)&nbsp;</td><td>BD Bioscienze, Falco</td><td>35 2070&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Piastra di Petri (90 x 15 mm)&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific&nbsp; &nbsp;</td><td>BSN 101VR20&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>100 &mu; filtro cellulare m&nbsp; &nbsp;</td><td>BD&nbsp; &nbsp;</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Pompa peristaltica&nbsp;</td><td>Watson Marlow</td><td>SciQ 300&nbsp; &nbsp;</td><td>Sciacquare i tubi prima e dopo ogni utilizzo con PBS sterile ed etanolo al 70%.</td></tr><tr><td>Piastre a 24 pozzetti</td><td>Corning&nbsp; &nbsp;</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>piastre a 96 pozzetti&nbsp;</td><td>Corning&nbsp; &nbsp;</td><td>3595</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td></td></tr><tr><td>Lettore di piastre</td><td>BMG Labtech</td><td>FLUOstar Omega</td><td></td></tr><tr><td>Serrefine pinza</td><td>Hammacher GmbH&nbsp;</td><td>Art. Nr. HSE 004-35 / Cat. Nr. 221-0051</td><td>La pinza serrefine consente di bloccare il vaso cannulato con l'ago da 23 G senza la necessità di impugnare la pinza durante la procedura di perfusione. URL: (http://www.hammacher.de/Laboratory-Products/Clamps-forceps/Serrefines/HSE-004-35-Serrefine::25126.html)&nbsp;</td></tr><tr><td>Provette per citometria a flusso</td><td>BD Biosciences, Falcon</td><td></td><td></td>352052</tr><tr><td>Provette per microcentrifuga (1,5 ml)</td><td>Elkay</td><td>&nbsp; 000-MICR-150</td><td></td></tr><tr><td>Raschietto cellulare</td><td>BD Biosciences, Falcon</td><td>353086</td><td>Tagliare le estremità della lama con un paio di forbici per raschiare le cellule in piastre a 24 pozzetti.</td></tr><tr><td>Nome della società di reagenti</td><td>&nbsp;</td><td>Numero di catalogo&nbsp;</td><td>Commenti/Descrizione&nbsp;</td></tr><tr><td>&nbsp; Soluzione EGTA (acido etilenglicole tetraacetico)/HBSS (soluzione salina bilanciata di Hank)&nbsp;</td><td></td><td></td><td>HBSS contenente 0,5 mM EGTA e 25 mM HEPES. Regolare il pH a 7,4. Preparare 50 ml per ogni fegato da perfondere. &nbsp;</td></tr><tr><td>Soluzione di collagenasi&nbsp;</td><td></td><td></td><td>DMEM a basso contenuto di glucosio contenente collagenasi di tipo IV a 100 UI/ml, 15 mM HEPES e 1% Penicillina/Streptamicina (v/v). Regolare il pH a 7,4. Preparare 100 ml per ogni fegato da perfondere. Dopo aver aggiunto la collagenasi, si consiglia di riscaldare la soluzione per 30 minuti prima dell'uso. Ciò consente all'attività della collagenasi di essere ottimale.</td></tr><tr><td>Terreno di isolamento cellulare Kupffer&nbsp;</td><td></td><td></td><td>RPMI contenente, 1% di aminoacidi non essenziali (v/v), 1% di glutamax. (v/v) e 1% penicillina/streptomicina (v/v). Preparare almeno 100 ml per 1-3 fegati. &nbsp;</td></tr><tr><td>Terreno di coltura cellulare Kupffer&nbsp;</td><td></td><td></td><td>RPMI contenente il 10% di siero fetale bovino, l'1% di aminoacidi non essenziali (v/v), l'1% di glutamax (v/v) e 1% penicillina/streptamicina (v/v). Preparare almeno 100 ml per 1-3 fegati. &nbsp;</td></tr><tr><td>SIP (soluzione di particelle di silice rivestite isotoniche)</td><td></td><td></td><td>Mescolare 1,7 ml di 10x soluzione salina tamponata con fosfato con 15,3 ml di Percoll per ottenere 17 ml di SIP.</td></tr><tr><td>Soluzione SIP al 25%&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Mescolare 5 ml di SIP con 15 ml di 1x soluzione salina tamponata con fosfato &nbsp;</td></tr><tr><td>Soluzione SIP al 50%&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Mescolare 10 ml di SIP con 10 ml di soluzione salina tamponata con fosfato</td></tr><tr><td>Tampone</td><td></td><td></td> di lisi <td>DMEM con soluzione</td></tr><tr><td></td><td></td> di Triton X-100<td>PBS/BSA</td> allo 0,9% <td>Preparare una soluzione salina tamponata con fosfato fresco pH 7,4 con albumina sierica bovina all'1%.</td></tr></tbody></table>

kupffer isolamento delle cellule di nanoparticelle test di tossicità

Kupffer Cell Isolation for Nanoparticle Toxicity Testing

La grande maggioranza degli studi in vitro nanotoxicological hanno utilizzato linee di cellule immortali per la loro praticità. Tuttavia, i risultati di test di tossicità delle nanoparticelle in linee cellulari immortali o cellule primarie hanno mostrato discrepanze, evidenziando la necessità di estendere l&#39;uso di pile per saggi in vitro. Questo protocollo descrive l&#39;isolamento di macrofagi fegato di topo, cellule di Kupffer denominate e il loro uso per studiare la tossicità delle nanoparticelle. Cellule di Kupffer sono la popolazione più abbondanti macrofagi nel corpo e costituiscono parte del sistema reticolo-endoteliale (RES), responsabile per la cattura di nanoparticelle circolanti. Il metodo di isolamento delle cellule Kupffer qui riportata si basa su un metodo di perfusione 2-step seguita da purificazione su gradiente di densità. Il metodo, basato sulla digestione collagenasi e centrifugazione densità, è adattato dal protocollo originale sviluppato da Smedsrød et al. Ideato per ratto isolatio cellule del fegaton e fornisce ad alto rendimento (fino a 14 x 10 6 cellule per topo) e purezza elevata (&gt; 95%) di cellule di Kupffer. Questo metodo di isolamento non richiede attrezzature sofisticate o costose e rappresenta quindi un compromesso ideale tra complessità e la resa delle cellule. L&#39;uso di topi più pesanti (35-45 g) migliora la resa del metodo di isolamento, ma anche facilita notevolmente la procedura di cannulazione vena porta. La tossicità dei nanotubi di carbonio funzionalizzati f -CNTs stata misurata in questo modello con il saggio LDH modificato. Questo metodo valuta vitalità cellulare misurando la mancanza di integrità strutturale della membrana cellulare Kupffer, dopo incubazione con -CNTs f. La tossicità indotta da -CNTs f può essere misurato in modo coerente da questo test, evidenziando che le cellule di Kupffer isolate sono utili per i test di tossicità delle nanoparticelle. La comprensione globale di nanotossicologia potrebbe beneficiare di tali modelli, rendendo la selezione nanoparticelle per traduzione clinica più efficiente.

Il numero di cellule parenchimali non purificati era coerente e variava tra 8 e 14 x 10 6 cellule per topo (sono stati eseguiti 17 isolamenti). Ogni isolamento topo era sufficiente alla piastra 16-28 pozzi. La vitalità cellulare da trypan colorazione blu ha dimostrato la vitalità delle cellule ~ 95%. Cellule di Kupffer mostrato una forma rotonda in 30 min di incubazione a 37 ° C, in relazione alla loro morfologia incomplete aderente (Figura 4A). A 4 ore di incubazione e successivamente, le ce...

I macrofagi epatici, chiamati cellule di Kupffer, sono responsabili della cattura delle nanoparticelle circolanti. Descriviamo qui un metodo, di elevata purezza e resa cellulare, per l'isolamento cellulare di Kupffer. Il test LDH modificato viene utilizzato qui per misurare la tossicità indotta dai nanotubi di carbonio nelle celle di Kupffer.

Kupffer isolamento delle cellule di nanoparticelle test di tossicità

The large majority of in vitro nanotoxicological studies have used immortalized cell lines for their practicality. However, results from nanoparticle ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è isolare e purificare un elevato numero di cellule cup for di topo per lo studio della tossicità delle nanoparticelle. Questo risultato si ottiene perfondendo i fegati di topo con una soluzione H-B-S-S-E-G-T-A e una soluzione di collagene, che digerisce delicatamente il tessuto epatico. Successivamente, le cellule epatiche vengono purificate mediante centrifugazione per densità e adesione selettiva, al fine di ottenere una coltura di cellule cup for purificate.Successivamente viene eseguita un'analisi mediante citometria a flusso al fine di confermare la purezza e le proprietà acide F delle cellule cup. Si ottengono risultati che dimostrano come la tossicità dei nanotubi di carbonio funzionalizzati possa essere misurata nelle cellule cup. Sulla base del supporto L-D-H-S-A modificato, si evince che questo modello può essere applicato ai test di tossicità delle nanoparticelle.Il metodo che intendiamo mostrarvi oggi può aiutare a rispondere a domande fondamentali nel campo della nano tossicologia, ad esempio valutando la tossicità di nuovi vettori farmacologici sviluppati; ciò è particolarmente importante poiché la maggior parte delle linee cellulari immortalizzate utilizzate mostra proprietà significativamente diverse rispetto ai tessuti di origine. Una dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale. Se il metodo viene eseguito con successo, si otterrà un'elevata resa e purezza di cellule ke, che potranno quindi essere utilizzate come modello per analizzare una serie di nanoparticelle in termini di tossicità.Dopo aver preparato frescamente tutti i reagenti elencati nella tabella dei materiali e dei reagenti riportata nel protocollo testuale allegato, riscaldare la soluzione E-G-T-A-H-B-S-S e la soluzione di collagenasi a 40 gradi Celsius per 30 minuti; utilizzare etanolo al 70% per risciacquare il tubo flessibile della pompa. Versare quindi 40 millilitri di soluzione E-G-T-A-H-B-S-S in un tubo da centrifuga immerso nel bagno termico e utilizzare la soluzione E-G-T-A-H-B-S-S preriscaldata per risciacquare il tubo flessibile della pompa. Dopo aver soppresso un topo CD uno, secondo quanto indicato nel protocollo testuale, rasare i peli dell'addome e disinfettare la superficie addominale con etanolo al 70%.Verificare l'anestesia pizzicando l'alluce. Incidere la cavità addominale ed esporre la vena porta e la vena cava inferiore spostando lateralmente l'intestino a sinistra dell'addome. Avviare la pompa a una velocità di uno-tre millilitri al minuto con soluzione E-G-T-A-H-B-S-S e, utilizzando un ago butterfly da 23 gauge, cannulare la vena porta, clampare il tratto cannulato della vena porta, quindi ruotare le pinze a forcipe sulla superficie dell'addome aperto del topo.Il fegato dovrebbe diventare pallido entro i primi 30 secondi della perfusione; incisec rapidamente la parte inferiore della vena cava inferiore per evitare un eccessivo accumulo di pressione nel fegato e aumentare gradualmente la portata fino a sette millilitri al minuto durante il primo minuto di perfusione. Quando nel tubo centrifugato rimangono meno di cinque millilitri di soluzione E-G-T-A-H-B-S-S, aggiungere 40-50 millilitri di soluzione di collagene A, quindi aumentare gradualmente la portata fino a 10 millilitri al minuto nell'arco di 30 secondi.Fare gonfiare il fegato utilizzando pinzette per applicare periodicamente pressione alla vena cava inferiore a intervalli di 10-32 secondi. Questo migliorerà la dissociazione cellulare e ridurrà il tempo di perfusione con collagenasi. Quando nel tubo da centrifuga rimangono meno di 10 millilitri di soluzione di collagenasi, aggiungere ulteriori 40-50 millilitri di soluzione di collagenasi preriscaldata al tubo.Quindi, una volta perfusi da 70 a 80 millilitri, utilizzare la pinzetta per applicare una leggera pressione sulla superficie. La comparsa di un'incavatura indica che le cellule epatiche sono state dissociate. Rimuovere il fegato dalla cavità addominale in un unico pezzo e posizionarlo in un tubo da centrifuga contenente da 20 a 30 millilitri di mezzo per l'isolamento cellulare.Mantenere le cellule epatiche sul ghiaccio per un massimo di tre ore e raggruppare fino a tre fegati per la purificazione per ottenere il mezzo per le cellule. Posizionare un fegato perfuso in una piastra di Petri con 15 millilitri di mezzo per l'isolamento delle cellule, utilizzando forbici o pinzette. Rompere la capsula lucente e rilasciare tutte le cellule epatiche nel mezzo.Filtrare la soluzione attraverso un filtro cellulare da 100 micrometri in un tubo da centrifuga. Quindi centrifugare la sospensione cellulare a 50 GS a quattro gradi Celsius per due minuti. Le cellule parenchimale si troveranno nel pellet, mentre le cellule non parenchimale saranno nel sopranatante.Raccogliere il soprannatante in un tubo da centrifuga pulito e centrifugare a 50 gs per due minuti. Ripetere per un totale di quattro trasferimenti e centrifugazioni. Successiva centrifugazione.Il soprannatante a 1.350 ×g per 15 minuti. Per formare il pellet delle cellule non parenchimale, scartare il soprannatante e risospendere il pellet in 10 millilitri di mezzo per l'isolamento delle cellule cup, aggiungere la soluzione delle cellule non parenchimale al gradiente isotopico discontinuo 25-50% precedentemente preparato secondo il protocollo descritto nel testo e centrifugare a 850 ×g per 15 minuti senza accelerazione né frenata. Utilizzando una pipetta sierologica da 10 millilitri, aspirare circa 12 millilitri della frazione arricchita di cellule cup che appare torbida all'interno della frazione 25%SIP, vicino all'interfaccia tra 25 e 50%SIP.Trasferire le cellule in un tubo da centrifuga contenente da 35 a 40 millilitri di mezzo per l'isolamento delle cellule e mescolare delicatamente; quindi centrifugare a 1.350 ×g e 4 gradi Celsius per ottenere il pellet cellulare. Eliminare il soprannatante e utilizzare da 5 a 10 millilitri di mezzo preriscaldato per risospendere le cellule. Contare le cellule mediante emocitometro e utilizzare la colorazione con blu di tripano per misurare la vitalità. Piastrare le cellule non parenchimale purificate in piastre a 24 pozzetti a una densità di cinque volte 10 alla quinta cellule per pozzetto.Incubare le cellule a 37 gradi Celsius e 5% di anidride carbonica per 30 minuti. Rimuovere quindi delicatamente il mezzo. Utilizzare HBSS preriscaldato per lavare le cellule e sostituirlo con 500 microlitri per pozzetto di mezzo fresco preriscaldato per coltura cellulare.Riportare le cellule a 37 gradi Celsius per almeno quattro ore per consentire l'adesione prima del trattamento con nanoparticelle. Dopo aver caratterizzato la purezza e l'attività fagocitica delle cellule C e aver eseguito l'incubazione con nanotubi di carbonio funzionalizzati o fcts come indicato nel protocollo, scartare il soprannatante e aggiungere 200 microlitri per pozzetto di tampone lisante. Incubare a 37 gradi Celsius per 30-60 minuti, eseguire una pipettaggio vigoroso e raccogliere il lisato delle cellule in provette per microcentrifuga.Quindi centrifugare a 20.000 ×g per 10 minuti per recuperare le fcn ts che sono state assorbite dalle cellule sul detrito cellulare. Raccogliere il sopranatante in provette da microcentrifuga e conservarlo a meno 20 gradi Celsius. In alternativa, trasferire 50 microlitri in una piastra a 96 pozzetti e aggiungere un volume uguale di soluzione del mix di substrato dal kit di lattato deidrogenasi.Includere tre replicati di pozzetti vuoti contenenti 50 microlitri di tampone di lisi e 50 microlitri di soluzione del mix di substrato. Quindi coprire la piastra e incubare a temperatura ambiente per 15 minuti prima di aggiungere 50 microlitri di soluzione di arresto. Infine, leggere l'assorbanza a 490 nanometri in un lettore per micropiastre e utilizzare la seguente formula per calcolare la percentuale di vitalità cellulare.Questa figura illustra che il numero di cellule non parenchimali purificate varia tra otto e quattordici volte 10 alla sesta cellule per topo e trian. La colorazione blu ha dimostrato una vitalità cellulare di circa il 95%. Le cellule aderenti hanno assunto una forma rotonda entro 30 minuti dall'incubazione e, dopo quattro ore, le cellule si sono espanse e hanno iniziato a formare aggregati, come mostrato qui.Le cellule sono state colorate con l'anticorpo F four 80 per dimostrare la purezza delle cellule, che è risultata superiore al 95% mediante citometria a flusso. Inoltre, dopo 12 ore di coltura, l'analisi citometrica ha mostrato che l'85% delle cellule era in grado di attività acida FPA, valutata in base alla capacità di incorporare microsfere fluorescenti di un micrometro. Tuttavia, questa percentuale è diminuita a 72 ore di coltura, quando solo il 40% delle cellule risultava fagocitico, come mostrato qui.Le coppe per cellule incubate con nanotubi di carbonio funzionalizzati per 24 e 72 ore hanno mostrato morfologie simili rispetto alle cellule naive. Al contrario, le coppe per cellule incubate con DMSO al 10%, utilizzato come controllo positivo, hanno mostrato una morfologia necrotica in seguito all'analisi del saggio LDH modificato; le coppe per cellule trattate con DMSO al 10% per 24 e 72 ore hanno mostrato una tossicità elevata in confronto. I fcts hanno indotto una riduzione lieve ma significativa della vitalità cellulare solo quando le cellule sono state esposte a 50 microgrammi per millilitro per 72 ore. Seguendo questo metodo, altre SC basate su cellule e tutti i tipi di nanoparticelle possono essere testati utilizzando cellule ke isolate.Questo consente di raccogliere dati affidabili riducendo al minimo l'uso di animali. Speriamo che questa tecnica possa contribuire a facilitare il lavoro dei ricercatori nel campo della psicologia delle nanotecnologie, permettendo di valutare la sicurezza dei numerosi promettenti nanoveicoli in via di sviluppo.

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Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Un nuovo metodo per ottenere i macrofagi da colture primarie di cellule di fegato di ratto è descritto. Questo metodo utilizza la proliferazione dei macrofagi nella cultura, seguita da agitazione di palloni cultura e la purificazione di attaccamento selettivo ai piatti di plastica. Questa tecnica fornisce in modo efficiente i macrofagi del fegato, senza attrezzature complesse e competenze.

Un metodo semplice ed efficace per isolare i macrofagi da Mixed colture primarie di cellule del fegato degli adulti

Qui, descriviamo i protocolli per la raccolta murini macrofagi alveolari, che risiedono le cellule immunitarie innate nei polmoni, e di esaminare la loro attivazione in risposta a co-coltura con nanoparticelle polianidride.

Raccolta murini macrofagi alveolari e Valutare l&#39;attivazione cellulare indotta da nanoparticelle polianidride

In questo video, dimostriamo l'isolamento delle cellule di Kupffer o dei macrofagi epatici dal fegato del topo. Il fegato viene perfuso con una soluzione digestiva seguita da separazione in gradiente di densità. Le cellule di Kupffer aderenti isolate possono essere utilizzate per ulteriori analisi.

Isolamento e coltura di cellule di Kupffer di topo

Questo video dimostra l'isolamento dei linfociti, comprese le cellule natural killer o cellule NK, dal tessuto epatico umano per un'espansione selettiva. La digestione enzimatica e meccanica, seguita dalla separazione in gradiente di densità, favorisce l'isolamento dei linfociti, comprese le cellule NK. I linfociti raccolti possono essere ulteriormente utilizzati per l'espansione selettiva delle cellule NK.

Isolamento di cellule Natural Killer dal tessuto epatico per l'espansione selettiva

Analisi delle interazioni delle nanoparticelle con sottopopolazioni di cellule immunitarie definite mediante citometria di flusso.

Rilevamento di nanoparticelle fluorescenti Interazioni con Primaria immunitario sottopopolazioni cellulari mediante citometria di flusso

L'acqua di spurgo di produzione (PBW) è stata trattata con nanoparticelle di ossido rameico (CuO-NPs) e la tossicità cellulare è stata valutata in cellule umane in coltura. L'obiettivo di questo protocollo è stato quello di integrare il campione ambientale nativo in un formato di coltura cellulare che valuti i cambiamenti di tossicità dovuti al trattamento con CuO-NP.

Rimozione di Oligoelementi per Cupric nanoparticelle di ossido di uranio da<em&gt; In Situ</em&gt; Recupero Bleed Acqua e il suo effetto sulla vitalità cellulare

Viene descritta una tecnica per isolare epatociti umani e cellule epatiche non parenchimali dallo stesso donatore. I diversi tipi di cellule epatiche costituiscono la base per i modelli funzionali di fegato e l'ingegneria tissutale. Questo nuovo metodo mira a isolare le cellule epatiche in un'elevata resa e vitalità.

Protocollo per l&#39;isolamento di epatociti umani primari e corrispondenti principali popolazioni di cellule del fegato non-parenchimali

Le microglia (cellule immunitarie del cervello), vengono utilizzate come biosensore surrogato per determinare come le nanoparticelle influenzano la neurotossicità. Descriviamo una serie di esperimenti progettati per testare la risposta microgliale alle nanoparticelle e l'esposizione dei neuroni ipotalamici al surnatante della microglia attivata per determinare la neurotossicità.

Microglia come un biosensore surrogato per determinare nanoparticelle neurotossicità

Questa procedura è stata stabilita per essere utilizzata per lo sviluppo di colture epatiche 3D avanzate in vitro, che possono fornire una valutazione più fisiologicamente rilevante dei rischi genotossici associati alle esposizioni di nanomateriali sia su regimi acuti che a lungo termine, a dosi ripetute.

Modelli avanzati di fegato 3D per test di genotossicità in vitro a seguito dell'esposizione a lungo termine ai nanomateriali

Questo documento mira a fornire un protocollo per l'isolamento e la coltura di fibroblasti primari associati al cancro da un modello murino singeneico di carcinoma mammario triplo negativo e la loro applicazione per lo studio preclinico di nuove nanoparticelle progettate per colpire il microambiente tumorale.

Isolamento di fibroblasti primari associati al cancro da un modello murino singeneico di cancro al seno per lo studio di nanoparticelle mirate

Qui presentiamo un metodo non genetico per generare sferoidi epatici autologhi umani usando cellule mononucleate isolate dal sangue periferico allo stato stazionario.

Sferoidi epatici umani da sangue periferico per studi sulle malattie del fegato

Scopri l'isolamento delle cellule di Kupffer da fegato di topo mediante perfusione e centrifugazione a gradiente di densità per testare la tossicità delle nanoparticelle. Questo metodo fornisce un modello affidabile per la nanotossicologia.

Kupffer isolamento delle cellule di nanoparticelle test di tossicità

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