Name: Acrilico Resina Molding Based Testa tecnica di fissazione in Roditore (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Impara una tecnica di fissazione cranica senza metallo utilizzando resina acrilica dentale per studi comportamentali su roditori. Questo metodo semplifica l'accesso al cervello e migliora la fattibilità della ricerca in neuroscienza.

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Questa ricerca è stata supportata dal Programma di Ricerca Scientifica di Base attraverso la NRF finanziata dal Ministero dell'Istruzione, della Scienza e della Tecnologia (2010-0022362) e (2012R1A2A2A02046812).

Etica Dichiarazione: Questo esperimento è stato approvato dalla Institutional Animal Care and Use Committee Kyungpook National University, ed è stata effettuata in base alla Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio (Istituto Superiore di Sanità, 1996). Dopo esperimento, gli animali sono stati sacrificati sotto l&#39;anidride carbonica l&#39;eutanasia. 1. Progettazione del capo fissazione Bar per topi NOTA: Questo passaggio è un orientamento generale per un design bar fissazione. Qualsiasi modifica della dimensione e materiale è possibile a seconda animali o impianti. Progettare un bar testa fissazione utilizzando il software CAD è consigliato ma non necessario. <ol><li> Utilizzare il software CAD per la progettazione di un bar fissazione. <ol><li> Progettare una barra di fissaggio di forma rettangolare (123 × 35 × 6 mm) (Figura 1A). Realizzare un intaglio rettangolare (16 × 20 mm; porta) al centro della barra di fissaggio. Aggiungere pendii o rientranze which servire come una rotaia guida ai confini del porto (Figura 1A-a, Figura 1B -arrows). NOTA: Assicurarsi che la zona del porto copre il rettangolo previsto per il cranio di topo sopra il cervello per consentire accessi verticali utilizzando un manipolatore stereotassico alla maggior parte delle aree del cervello attraverso una craniotomia. </li><li> Montare le piastre (50 × 20 × 6 mm) con due fori di fissaggio allungati su entrambi i lati della barra fissaggio. Assicurarsi che questi fori passano viti 6 mm di diametro (Figura 1A-d). Effettuare un foro del diametro di 3 mm di fronte alla porta per un gancio di chiusura (Figura 1A-b). </li><li> Fare una scatola con un piano (135 × 305 mm) e pareti laterali (305 × 76 mm). Praticare due fori del diametro di 6 mm, come mostrato in Figura 1A (nel riquadro). Aggiungere muri di sostegno sulla barra di fissaggio (Figura 1A-e). </li></ol></li><li> Fabbricazione il bar progettato e box e assemblare ogni di loro usando cianoacrilato comemostrato nella Figura 1A (inserto). Montare la barra sulla scatola con viti di 6 mm di diametro. Applicare pista regolando la posizione della vite della barra per il fissaggio della testa ergonomico (Figura 1A-riquadro). NOTA: Per i topi, la dimensione della barra di fissaggio 60 × 20 × 4 mm (costituito da due strati di 2 mm di spessore) pannelli acrilici. La porta è quadrato di 8 mm di larghezza (superiore) e 9 x 10 mm (inferiore) come mostrato nella Figura 1C. Piastre di ancoraggio sono le stesse dimensioni dei ratti &#39;. Le pareti della piastra scatola e laterali sono 100 × 72 millimetri e 100 × 50 mm, rispettivamente. </li></ol> 2. Testa Mounter costruzione durante l&#39;impianto Chirurgia ATTENZIONE: Siate cauti quando si tratta di resina acrilica dentale. Il liquido può causare irritazione alla pelle. Indossare una maschera e indossare i guanti. Lavorare in un ambiente ben ventilato. <ol><li> Preparazione prima dell&#39;intervento chirurgico <ol><li> Strettamente avvolgere il bordo del porto della barra di fissaggio con appellicola araffin per impedire l&#39;adesione della resina acrilica applicata alla barra (vedi Figura 1B e Figura 2A). Coat confine del porto coperta dal film paraffina con uno strato sottile di resina acrilica. </li><li> Utilizzare strumenti chirurgici sterilizzati. Disinfettare accuratamente telaio stereotassico e il suo territorio con il 70% di alcol etilico. </li></ol></li><li> Eseguire un intervento chirurgico di impianto stereotassica <ol><li> Anestetizzare un animale mediante iniezione intraperitoneale di una miscela cocktail (2 ml / kg) di ketamina 10 ml (50 mg / ml), xilazina cloridrato 1,5 ml (23,32 mg / ml), e soluzione salina 2,5 ml. Verificare che l&#39;animale completamente anestetizzato e non risponde a coda e punta pizzica. Iniettare cocktail miscela di 1 ml / kg durante chirurgia quando necessario. </li><li> Fissare l&#39;animale al apparato stereotassico. Applicare pomata oftalmica sugli occhi per prevenire la disidratazione durante l&#39;intervento chirurgico. Shave e pulire il cuoio capelluto con il 70% di etanolo. Dare iniezione sottocutanea di lidocaina al 2% e incidere la scalp lungo la linea mediana del cranio. Completamente raschiare periostio. Risciacquare con saline diverse volte. </li><li> Rendere bava foratura vicino al bordo del cranio. Viti d&#39;impianto 4-5 giri (fino a 1 mm di profondità) dalla superficie del cranio per evitare una violazione della dura madre. Assicurarsi che nessuna perdita di liquor e sangue sulla superficie del cranio dopo vite impianto. Sciacquare con soluzione salina e asciugare la superficie del cranio con aria-soffio, soprattutto intorno alle viti. </li><li> Cappotto superficie del cranio con un sottile strato di &quot;adesivo dentale (Super-Bond C &amp; B)&quot;. Non coprire interamente la superficie del cranio, compresi il bregma se aggiuntivo l&#39;impianto degli elettrodi è in programma. Utilizzare il bregma per la marcatura coordinate craniotomia. Elettrodi e / o microdrive implantari e fissarlo sul cranio applicando resina acrilica intorno ad esso. </li><li> Applicare ulteriore resina acrilica sopra il cemento dentale. Utilizzare adeguate quantità di resina acrilica di lasciare sufficiente spazio fill-out tra bar rivestito in resina di und resina montaggio iniziale quando fissarsi le viti e / o elettrodi (Figura 2A). </li></ol></li><li> Place Bar testa fissazione 5 mm o più al di sopra della superficie del cranio ed allineare il centro (Figura 2A -Sinistra). </li><li> Applicare resina acrilica nella fessura tra la base del cranio e resine montaggio iniziale. (Figura 2A -Center). Attendere che la resina diventare difficile. </li><li> Rimuovere orecchio-bar e tirare il montatore modellata dalla porta barra di fissaggio. (Figura 2A -Right). Applicare con cura supplementare resina acrilica intorno alle rotaie di bordo del montatore stampato, se necessario. </li><li> Lavare la superficie della ferita del cuoio capelluto con soluzione fisiologica sterile. Iniettare un antibiotico (enrofloxacina, 5 mg / kg sc) e (tartrato butorfanolo, 2 mg / kg sc) analgesico immediatamente dopo la chirurgia. Ospitare l&#39;animale individualmente in un&#39;unica gabbia. </li></ol> 3. abituare Animali da Head-fissaggio Nota: Questo passaggio describi orari assuefazione basate su valutazioni empiricamente successo degli autori. Per una panoramica di procedura di assuefazione per la testa-fissazione, vedere 11 opere di 10 Schwartz o di Guo. <ol><li> Dare sufficiente periodo di convalescenza (una settimana o più) per gli animali. Il giorno 1, Maniglia animali spesso in brevi sessioni divise. </li><li> Il giorno successivo (giorno 2), esporre l&#39;animale per l&#39;ambiente di fissazione (box). Non inserire il montatore testa nella porta della barra di fissaggio. Lasciare gli animali di abituarsi all&#39;ambiente. Trovare e afferrare il montatore testa con la mano per 1-2 secondi e rilasciarlo immediatamente. Ripetere la fissazione a breve termine a mano-grab più volte. </li><li> Il giorno 3, abituare gli animali a testa fissazione. <ol><li> Portare gli animali dalle gabbie casa e li stabilirsi nella casella di dirigere le teste verso il porto della barra di fissaggio. Afferra il montatore testa e inserirlo nella porta della barra di fissaggio. </li><li> Associare il montatore (animale ditesta) al gancio di bloccaggio della barra di fissaggio usando un elastico. Stare in piedi per 5 minuti. NOTA: Non toccare il tronco o la coda dell&#39;animale dopo la fissazione, che porta l&#39;animale a squittire e lottare aumentando lo stress dell&#39;animale. Quando l&#39;animale continua lotta più di 1 minuto, rilasciarlo e riprovare più tardi. Da questo punto, gli animali mostrano urine e feci l&#39;escrezione quando esposto a testa la fissazione, ma questo a poco a poco si riduce come procede assuefazione. </li><li> Recuperare l&#39;elastico di bloccaggio ed espellere il montatore dalla porta. Mettere gli animali torna alla gabbia a casa e di fornire un pezzo di cereali o di un seme di girasole nella gabbia di casa come ricompensa. Il processo successivo inizia in 30 min. Ripetere da 3.4.1 a 3.4.4 cinque o più in un giorno. </li></ol></li><li> Il giorno 4 a 7, esporre l&#39;animale a testa fissaggio come descritto nel protocollo 3.4. Aumentare gradualmente la durata di fissaggio testa (10 min, 20 min, 30 min e 50 min come procede assuefazione). NOTA: Se gli animali non fannot carica il premio cibo, può essere un segno di un alto livello di stress. Non aumentare il tempo di fissazione. Se gli animali mostrano ripetuti lottando comportamento, li abituare per un periodo più lungo. </li><li> Controllare il peso corporeo dell&#39;animale quotidiano. Considerare assuefazione infruttuoso quando il peso corporeo è in diminuzione. Procedere a compiti comportamentali con testa di fissaggio dopo assuefazione successo. NOTA: Riuscito assuefazione facilita la successiva formazione comportamentale (Figura 3E e F). </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li>
<li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li>
<li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li>
<li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9(2010).</li>
<li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake%2C+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li>
<li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcing+operandum%3A+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li>
<li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+neurology%22%5BJournal%5D)">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li>
<li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+motor+research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li>
<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo dimostra un metodo di fissazione della testa semplice e conveniente utilizzando materiali a portata di mano. Per una fissazione della testa fisicamente efficace, i primi passaggi critici durante l'intervento chirurgico sono sciacquare e asciugare chiaramente la superficie del cranio prima di applicare il cemento resinoso adesivo dentale. In secondo luogo, questo metodo non utilizza viti che si impiantano sotto i muscoli temporali e dipende solo dalle viti sul cranio, il loro impianto perpendicolare cont...

Testa fissaggio o la testa di ritegno è una tecnica di immobilizzare testa dell&#39;animale collegando un frame o piatto sul cranio per il bloccaggio rigido. La tecnica è stata adottata per una precisa stimolazione sensoriale, rilevamento comportamentale con o senza registrazione neurali in animali svegli 1-3 e per l&#39;etichettatura juxtacellular durante il ciclo sonno-veglia 4. E &#39;utilizzato anche per l&#39;imaging in vivo cerebrale 5,6. Ora tecnica di fissazione testa è uno strumento comunemente usato nel campo delle neuroscienze e ricerca comportamentale. In sostanza, la fissazione testa tradizionale richiede attacco chirurgico di metallo testa-messaggi su parte superiore del cranio 6-8. Gli allegati vengono poi fissate ad una piattaforma fissa, con conseguente immobilizzazione della testa. Ricerca neurofisiologica in animali svegli, come neurale e / o la registrazione ottica, intervento circuiti cerebrali, imaging cerebrale è accompagnata da un intervento chirurgico di impianto utilizzando resine dentali. Dunque,sembra un compito semplice da implementare la fissazione testa nei laboratori quando è necessario sperimentalmente. I telai devono essere progettati per essere leggero e abbastanza piccolo da non disturbare il comportamento naturale dell&#39;animale nelle loro gabbie a casa. Inoltre fornisce rigidità meccanica quando ancorata al piattaforma fissa. Ha inoltre biocompatibilità seconda fini sperimentali. Pertanto, è tecnicamente difficile progettare e fabbricare tali testa-messaggi in apparecchiature da laboratorio. In questo studio, un metodo di fissaggio testa romanzo è descritto, fornendo rigidità meccanica attraverso conveniente serraggio senza usare metallo testa-messaggi. Usando il metodo di fissazione testa potrebbe essere fatto in condizioni di laboratorio generali, in cui la chirurgia di impianto è di solito eseguita nei roditori per lo studio del cervello. Gli head-perni in metallo vengono sostituiti con cemento resina acrilica stampata parzialmente da una barra di fissaggio testa su misura e il processo di stampaggio viene fatto durante implanchirurgia zione. La barra di fissaggio offre elevata compatibilità spaziale con altri impianti, quali sonde di registrazione neurali, elettrodi di stimolazione. Inoltre semplifica fasi di serraggio dell&#39;animale sulla piattaforma fissaggio rimuovendo vite di fissaggio. Abbiamo usato questo metodo nel precedente studio comportamentale e abbiamo concluso che questo metodo è facile da implementare e conveniente in sperimentazione pratica 9.

<table><tbody><tr><td>Resina acrilica dentale</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>per realizzare montatore stampato</td></tr><tr><td>Film di paraffina</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>per prevenire l'adesione della resina acrilica alla barra</td></tr><tr><td>Adesivo dentale</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C& B</td><td>per l'incollaggio tra la resina acrilica e il teschio</td></tr><tr><td>Plexglass o altra lastra</td><td></td><td></td><td>acrilica per realizzare la barra di fissaggio e la piattaforma della scatola</td></tr><tr><td>Cianoacrilato</td><td></td><td></td><td>per incollare le lastre acriliche</td></tr></tbody></table>

acrilico resina molding based testa tecnica di fissazione in roditore

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

La fissazione della testa è una tecnica per immobilizzare la testa dell'animale attaccando un palo sul cranio per un serraggio rigido. La fissazione tradizionale della testa richiede l'applicazione chirurgica di montature metalliche sul cranio. I telai attaccati vengono quindi fissati a una piattaforma fissa con conseguente immobilizzazione della testa. Tuttavia, i telai metallici per il fissaggio della testa sono stati tecnicamente difficili da progettare e implementare in un ambiente di laboratorio generale. In questo studio, forniamo un nuovo metodo di fissazione della testa. Utilizzando una barra di fissaggio della testa su misura, il montatesta viene costruito durante l'intervento di implantologia. Dopo l'applicazione della resina acrilica per il fissaggio di impianti come elettrodi e cannule sul cranio, sono state applicate ulteriori resine per creare uno stampo che corrisponda alla porta della barra di fissaggio. Il montatesta modellato funge da binari di guida, gli investigatori fissano comodamente la testa dell'animale inserendo il montatesta nella porta della barra di fissaggio. Questo metodo potrebbe essere facilmente applicabile se è necessario un intervento chirurgico di impianto con acrilici dentali e potrebbe essere utile per i laboratori che non possono fabbricare facilmente perni di testa in metallo lavorati a CNC.

Questo metodo di fissazione testa è applicabile sia ai ratti e topi. Totale otto ratti hanno ricevuto impianto bilaterale di stimolare elettrodi nel fascio proencefalo mediale. Per quattro di loro, elettrodi a filo di tungsteno personalizzati (Microdrive) sono stati ulteriormente impiantate nella zona forelimb M1 (Figura 2C). Per i topi (n = 2), quattro elettrodi a filo di acciaio inossidabile sono stati impiantati in aree corticali frontali / occipitali. Durante l&#39;intervento, montatori di testa son...

Le tecniche tradizionali di fissazione della testa hanno utilizzato telai metallici attaccati al cranio come interfaccia per l'apparato di fissazione della testa. Questo protocollo dimostra una tecnica di fissazione della testa basata sullo stampaggio di resina acrilica senza cornice per compiti comportamentali nei roditori.

Acrilico Resina Molding Based Testa tecnica di fissazione in Roditore

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

L'obiettivo generale di questa procedura è fornire una nuova tecnica di fissazione della testa mediante acrilico dentale, facilmente disponibile nei laboratori che eseguono interventi chirurgici di impianto in roditori. Questo metodo può rispondere a domande fondamentali nel campo della ricerca sul cervello e sul comportamento. I principali vantaggi di questa tecnica consistono nell'assenza di inserti o piastre metalliche per la testa, consentendo l'utilizzo in laboratori che non possono produrre facilmente inserti per la testa mediante macinazione CNC.Utilizzando un software CAD, progettare un'asta di fissaggio rettangolare di 123 per 35 per 6 millimetri, con un foro rettangolare centrale di 16 per 20 millimetri. Questo foro viene utilizzato per accedere al cervello, quindi le sue dimensioni devono essere modificate secondo necessità. Aggiungere pendenze o incavi lungo i bordi del foro per fungere da guide. Su entrambi i lati dell'asta di fissaggio, predisporre delle piastre per il fissaggio mediante fori di ancoraggio allungati.I fori devono permettere il passaggio di una vite da 6 millimetri; inoltre, davanti alla porta, aggiungere un foro del diametro di tre millimetri per alloggiare un gancio di bloccaggio. Successivamente, progettare le pareti e il pavimento di un cubo alto 135 per 305 per 76 millimetri. Le pareti laterali più grandi vengono utilizzate per sostenere la barra.Serve fori da 6 millimetri per svolgere questa funzione. Una volta che tutte le parti sono state lavorate nell'acrilico, assemblare la scatola e la barra utilizzando cianoacrilato. Quindi fissare la barra alle pareti di sostegno della scatola utilizzando viti da 6 millimetri.Infine, regolare l'inclinazione del supporto per adattarlo correttamente alla testa di un ratto modificando la posizione della vite. Per i topi, utilizzare lo stesso design con la barra di dimensioni ridotte, le stesse piastre di ancoraggio e una scatola più piccola. Iniziare preparando la barra.Per prima cosa, avvolgere la porta con una pellicola di paraffina. Successivamente, ricoprire il bordo della paraffina con uno strato sottile di resina acrilica. Poi, disinfettare la struttura con una pulizia accurata utilizzando etanolo al 70%.Dopo aver anestetizzato il ratto, confermare lo stato di anestesia mediante una compressione del dito del piede. Se necessario, somministrare dosi dimezzate del cocktail di farmaci per mantenere l'anestesia. Dopo aver fissato il ratto sul telaio stereotassico, applicare un unguento oftalmico e rasare i peli dal cranio.Quindi somministrare un'iniezione sottocutanea di lidocaina al 2% nel sito dell'incisione. Ora è il momento di incidere il cuoio capelluto lungo la linea mediana ed asportare completamente il periostio. Procedere con diversi risciacqui con soluzione fisiologica per esporre una regione pulita del cranio.Successivamente, praticare fori a corona per le viti vicino al margine del cranio. Implantare le viti perpendicolarmente rispetto al cranio. Non devono esserci fuoriuscite di liquidi dalle viti impiantate.Risciacquare intorno ai siti di impianto e lasciare asciugare all'aria la preparazione. Successivamente, ricoprire la maggior parte della superficie del cranio con uno strato sottile di adesivo dentale. Lasciare tuttavia esposto il bregma per la navigazione delle coordinate.Eseguire altre impiantazioni di elettrodi o hyperdrive. Quindi fissare gli impianti con resina acrilica sullo strato di cemento dentale. Nel far ciò, lasciare spazio sufficiente sulla resina di montaggio in modo che la barra possa essere aderita al cranio.Ora, allineare la barra di fissaggio della testa a circa 5 millimetri sopra il cranio. Applicare ulteriore resina tra il cranio e le resine presenti sulla barra. Dopo che le resine si sono indurite, rimuovere la barra auricolare ed estrarre lo stampo e il supporto dal foro della barra di fissaggio.Per completare la procedura, iniettare nell'animale antibiotici e un analgesico. Successivamente, trasferirlo in una gabbia di recupero e alloggiarlo singolarmente una volta che ha ripreso la decubito sternale. Consentire all'animale di riprendersi per almeno una settimana prima di abituarlo alla fissazione della testa.Nel primo giorno di abituazione, manipolare frequentemente gli animali in brevi sessioni. Nel secondo giorno, introdurre la scatola di fissazione. Lasciare che gli animali esplorino liberamente l'ambiente.In diverse occasioni durante il periodo esplorativo, afferrare brevemente il supporto per la testa per uno o due secondi. Nel terzo giorno, introdurre l'esperienza della fissazione della testa. Posizionare l'animale nella scatola e orientare la testa verso l'apertura sulla barra di fissazione.Quindi afferrare il supporto per la testa e inserirlo nella barra di fissaggio. Fissare la testa con il gancio di bloccaggio e un elastico. Successivamente, lasciare l'animale in piedi per cinque minuti senza toccarlo, poiché ciò provocherebbe solo un maggiore dibattimento dell'animale.Ci si aspetta escrezione e defecazione, che diminuiranno gradualmente con un'esposizione più prolungata alla fissazione. Dopo cinque minuti, rimuovere l'elastico ed estrarre la barra di montaggio. Quindi restituire l'animale alla sua gabbia di mantenimento e dargli come ricompensa dei cereali o un seme di girasole.Dopo mezz'ora ripetere il processo. Fissare l'animale cinque volte in questo primo giorno di fissazione. Al quarto giorno, aumentare il numero di esposizioni alla fissazione a sette.In seguito, estendere gradualmente il periodo di fissazione da cinque minuti a dieci minuti, a 20 minuti, a mezz'ora e infine fino a 50 minuti. Se in qualsiasi momento un animale smette di accettare la ricompensa, non aumentare ulteriormente il tempo di fissazione, poiché questo è un segno di stress elevato. Durante il processo di abituazione pesare gli animali quotidianamente.Se il peso corporeo di un animale diminuisce durante il processo, non deve essere utilizzato per lo studio. In un esperimento con otto ratti, elettrodi stimolanti bilaterali sono stati posizionati nel fascio mediale del cervello anteriore. Nell'area del cervello anteriore M1 degli arti anteriori, i ratti sono stati dotati di microdrive ed elettrodi in filo di tungsteno.Dopo essersi abituati, i ratti hanno svolto compiti comportamentali della durata di 40-60 minuti durante la fissazione della testa. Tutti i supporti cranici modellati sono rimasti attaccati agli animali per tutta la durata dell'esperimento, pari a 40 giorni. Nell'esperimento, agli animali è stato insegnato a tirare leve per ottenere ricompense sotto forma di stimolazione.In un esperimento con topi impiantati con quattro elettrodi, il supporto per la testa è rimasto attaccato per 80 giorni. I topi hanno subito una fissazione della testa di 20-40 minuti al giorno durante quei 80 giorni. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come progettare una barra per la fissazione della testa e di come contribuire a trattare gli animali fissati.Con la pratica, l'innesto del supporto cranico in acrilico può essere completato in pochi minuti. Successivamente, il fissaggio della testa è rapido e semplice poiché non richiede viti o morsetti. Non dimenticare che lavorare con resina acrilica dentale può causare irritazione cutanea.E devono sempre essere adottate precauzioni come indossare una maschera e guanti e lavorare in un'area ben ventilata durante l'esecuzione di questa procedura.

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Questo lavoro introduce un metodo per eseguire un unitario optogenetica registrazione in modo affidabile da un mouse sveglio usando un optrode di vetro su misura.

Optogenetica identificazione di un tipo di un neurone con un Optrode di vetro in topi svegli

Il protocollo presentato produce un persistente conflitto sensoriale per esperimenti volti a studiare l'apprendimento a lungo termine. Da indossare permanentemente un dispositivo fisso sulle loro teste, topi sono continuamente esposti a una mancata corrispondenza sensoriale tra gli input visivi e vestibolari mentre si muove liberamente in casa gabbie.

A lungo termine conflitto sensoriale a comportarsi liberamente topi

Con la manipolazione optogenetica di specifiche popolazioni neuronali o regioni cerebrali, il comportamento può essere modificato con alta risoluzione temporale e spaziale in animali in movimento libero. Utilizzando diversi strumenti optogenetici in combinazione con fibre ottiche cronicamente impiantate, è possibile eseguire una varietà di modulazioni neuronali e test comportamentali.

Manipolazione optogenetica dell'attività neuronale per modulare il comportamento nei topi in movimento libero

L'imaging microendoscopico in vivo del calcio è uno strumento inestimabile che consente il monitoraggio in tempo reale delle attività neuronali negli animali che si comportano liberamente. Tuttavia, l'applicazione di questa tecnica all'amigdala è stata difficile. Questo protocollo mira a fornire una linea guida utile per indirizzare con successo le cellule di amigdala con un microscopio miniaturizzato nei topi.

Imaging di calcio in vivo di successo con un microscopio miniaturizzato head-mount nell'amigdala del topo che si comporta liberamente

Viene descritta una nuova procedura dettagliata per l'imaging funzionale di ratti svegli e fissati con la testa.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

Qui presentiamo un sistema di impianto di sonde leggero ed economico per l'elettrofisiologia cronica nei roditori, ottimizzato per la facilità d'uso, il recupero della sonda, la versatilità sperimentale e la compatibilità con il comportamento.

L'impianto DREAM: un sistema implantare leggero, modulare ed economico per l'elettrofisiologia cronica in topi con testa fissa e a comportamento libero

L'articolo descrive le procedure sperimentali per il paradigma di realtà virtuale (VR) a binario lineare comunemente usato nei topi, oltre a determinare la fattibilità dell'esecuzione di attività VR complesse testando un compito di discriminazione del segnale a forma di Y.

Procedure di addestramento comportamentale per la realtà virtuale con testa fissa nei topi

Impara una tecnica di fissazione cranica senza metallo utilizzando resina acrilica dentale per studi comportamentali su roditori. Questo metodo semplifica l'accesso al cervello e migliora la fattibilità della ricerca in neuroscienza.

Acrilico Resina Molding Based Testa tecnica di fissazione in Roditore

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