Name: Biomembrane Fabrication dal solvente assistita doppio strato lipidico (SALB) Metodo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Scopri la fabbricazione di biomembrane supportate con il metodo SALB su substrati solidi come diossido di silicio e oro. Questa tecnica semplificata facilita lo studio delle proprietà dei lipidi e delle proteine di membrana per applicazioni in biologia e diagnostica molecolare.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Gli autori desiderano ringraziare il sostegno della Fondazione Nazionale delle Ricerche (NRF -NRFF2011-01 e NRF2015NRF-POC0001-19), il Consiglio Nazionale delle Ricerche Medical (NMRC / CBRG / 0005/2012), e Nanyang Technological University di NJC

1. Formazione di Supportato doppio strato lipidico su un supporto solido idrofilo <ol><li> Preparare le soluzioni di lipidi azionari di 10 mg / ml di 1,2-dioleoyl- sn -glycero-3-fosfocolina (DOPC) e 1 mg / ml di 1,2-dioleoyl- sn -glycero-3-phosphoethanolamine- N - (lissamina rodamina B sulfonile) (Rh-PE) sciogliendo rispettive polveri lipidi (opportunamente pesati preventivamente con bilancio di massa analitico) in soluzione isopropanolo. </li><li> Diluire e mescolare le soluzioni madre in isopropanolo al fine di preparare la miscela lipidica desiderata alla concentrazione finale. Per microscopia a fluorescenza e FRAP esperimenti, 0,5 wt% Rh-PE dovrebbe essere incluso nella miscela lipidica. </li><li> Iniettare la miscela lipidica in isopropanolo nel canale microfluidico fino a riempirlo. </li><li> Incubare la miscela lipidico sulla superficie del vetro per circa 10 min. </li><li> Gradualmente sostituire la soluzione lipidica con acqua o soluzione tampone con una pompa peristaltica ad una portata molto bassa(10-50 ml / min). In alternativa, sostituire la miscela lipidica pipettando ripetuta. </li><li> Risciacquare il canale accuratamente con tampone in eccesso al fine di rimuovere l&#39;isopropanolo residuo. </li></ol> 2. La formazione di membrane supportate colesterolo arricchita Nota: La superficie solida (SiO 2) supporta la fusione delle vescicole, ma la composizione della membrana (colesterolo alto) inibisce la fusione delle vescicole perché vescicole colesterolo alto hanno arricchito la piegatura di rigidità 30. <ol><li> Preparare una soluzione madre contenente 10 mg / ml DOPC lipidi, 10 mg / ml di colesterolo, e 1 mg / ml Rh-PE dapprima sciogliendo le rispettive polveri in isopropanolo. </li><li> Ripetere i passaggi 1,2-1,6 utilizzando le soluzioni madre previste al punto 2.1. </li></ol> 3. fluidità di membrana Assay <ol><li> Immergere il vetrino in una soluzione di sodio dodecil solfato (SDS) (1%) per 10 min. </li><li> Lavare i vetrini con acqua deionizzata e risciacquare ingegnoh etanolo. </li><li> Blow-secco diapositive utilizzando una leggera corrente di azoto. </li><li> Esporre i vetrini a plasma di ossigeno per 30 sec alla massima potenza a radiofrequenza nella camera di plasma di ossigeno. </li><li> Rimuovere lo strato protettivo del fondo commerciale camera di microfluidica (Figura 1A), utilizzando una pinzetta e fissare il vetrino sul lato adesivo della camera (Figura 1B). </li><li> Assemblare i connettori e tubi nelle posizioni di ingresso e uscita della camera e posizionare il canale microfluidico sul palco microscopio (Figura 1C). </li><li> Formare un doppio strato lipidico fluorescenza marcata supportato nel canale microfluidico [ripetere il passaggio 1 utilizzando la composizione lipidica desiderata (ad esempio, 0,5 mg / ml DOPC) compresa 0,5 wt% Rh-PE in solvente organico]. </li><li> Individuare il piano doppio strato con un obiettivo ad immersione 60X (NA 1.49) al fine di catturare le immagini. </li><li> Prendete due immagini pre-candeggina, poi foto-candeggina 301; m di larghezza punto circolare con un raggio laser mW 532 nm, 100. Prima photobleaching, scaldare il laser fino a quando la sua intensità è diventato stabile. Subito dopo photobleaching, catturare una serie di immagini ogni 1 sec per 2 min per seguire la ripresa in intensità di fluorescenza nel punto sbiancato. </li></ol> 4. Colesterolo Quantificazione Assay <ol><li> Esporre il cristallo di quarzo chip del sensore biossido di silicio rivestito al plasma di ossigeno per 30 sec alla massima potenza a radiofrequenza nella camera di plasma di ossigeno. Rimuovere il chip dalla camera e immediatamente montare il chip nella camera di misura. </li><li> Prima esperimento, prima acquisire la frequenza e la dissipazione del chip sensore in aria al fine di garantire un montaggio corretto. <ol><li> Per lo strumento Q-Sense E1 o E4 QCM-D commerciale, eseguire il software Q-Soft e fare clic su &quot;Acquisizione&quot; e selezionare &quot;Setup di misura&quot;. </li><li> Nella nuova finestra che appare, controlla il 3, 5, 7, 9, 11 e 13 toni e quindi scegliere Trova ed eseguire al fine di verificare gli spettri di risonanza. Impostare la temperatura a 24 ° C. Se una o più frequenze di risonanza non sono d&#39;accordo con i valori attesi, controllare il chip di montaggio e ri-eseguire questo passaggio fino al raggiungimento di un accordo. </li></ol></li><li> Avviare la pompa peristaltica e portata della soluzione tampone (10 mM Tris, NaCl 150 mM, pH 7,5) nella camera di misura ad una portata di 100 l / min. </li><li> Nel programma software, fare clic &quot;Acquisizione&quot; e selezionare &quot;Restart di misura&quot; al fine di registrare i segnali di dissipazione di frequenza di risonanza e di energia. Ripetere questa operazione fino ad ottenere una linea di base stabile per gli spostamenti di frequenza e di dissipazione. Nota: Per i passaggi di seguito, ci sarà di frequenza e dissipazione turni aggiuntivi che possono essere registrati in funzione del tempo. </li><li> Iniettare isopropanolo (senza lipidi) per 10 minuti. </li><li> Iniettare la miscela di DOPC lipidi / colesterolo alrapporto molare desiderato con una concentrazione di lipidi totale di 0,5 mg / ml in isopropanolo per 10 min. </li><li> Iniettare buffer per 20 min ad una portata di 100 l / min. </li><li> Iniettare una soluzione di 1-metil mM β-ciclodestrina (MβCD) preparato in tampone (portata 100 l / min) fino a quando il segnale di frequenza raggiunge un valore stabile. </li><li> Misurare i relativi spostamenti di frequenza positivo che è causato dalla fase di trattamento MβCD e calcolare la massa dei lipidi e del colesterolo DOPC convertendo i valori Af cho e Af DOPC ai valori di massa utilizzando l&#39;equazione di Sauerbrey [Δm = - (C / n) × Af, dove C = 17,7 ng / cm 2, n: armonico]. </li><li> Calcolare la frazione molare di colesterolo nel SLB, tenendo conto dei pesi molecolari di DOPC lipidi (786,1 g / mol) e colesterolo (386.6 g / mol). </li></ol>

<ol><li>Sackmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supported+membranes%3A+Scientific+and+practical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Supported membranes: Scientific and practical applications.</a> Science. 271, 43-48 (1996).</li>
<li>Kraft, M. L., Weber, P. K., Longo, M. L., Hutcheon, I. D., Boxer, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+separation+of+lipid+membranes+analyzed+with+high-resolution+secondary+ion+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Phase separation of lipid membranes analyzed with high-resolution secondary ion mass spectrometry.</a> Science. 313, 1948-1951 (2006).</li>
<li>Kalb, E., Engel, J., Tamm, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binding+of+proteins+to+specific+target+sites+in+membranes+measured+by+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Binding of proteins to specific target sites in membranes measured by total internal reflection fluorescence microscopy.</a> Biochemistry. 29, 1607-1613 (1990).</li>
<li>Bally, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norovirus+GII.+4+Virus-like+Particles+Recognize+Galactosylceramides+in+Domains+of+Planar+Supported+Lipid+Bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Norovirus GII. 4 Virus-like Particles Recognize Galactosylceramides in Domains of Planar Supported Lipid Bilayers.</a> Angewandte Chemie International Edition. 51, 12020-12024 (2012).</li>
<li>Bally, M., Graule, M., Parra, F., Larson, G., Höök, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+virus+biosensor+with+single+virus-particle+sensitivity+based+on+fluorescent+vesicle+labels+and+equilibrium+fluctuation+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Biointerphases%22%5BJournal%5D)">A virus biosensor with single virus-particle sensitivity based on fluorescent vesicle labels and equilibrium fluctuation analysis.</a> Biointerphases. 8, 10-1186 (2013).</li>
<li>Groves, J. T., Dustin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supported+planar+bilayers+in+studies+on+immune+cell+adhesion+and+communication%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunological+Methods%22%5BJournal%5D)">Supported planar bilayers in studies on immune cell adhesion and communication.</a> Journal of Immunological Methods. 278, 10-1016 Forthcoming.</li>
<li>Mager, M. D., Melosh, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid+Bilayer+Deposition+and+Patterning+via+Air+Bubble+Collapse%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Lipid Bilayer Deposition and Patterning via Air Bubble Collapse.</a> Langmuir. 23, 9369-9377 (2007).</li>
<li>Lenhert, S., Sun, P., Wang, Y., Fuchs, H., Mirkin, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+Parallel+Dip-Pen+Nanolithography+of+Heterogeneous+Supported+Phospholipid+Multilayer+Patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Massively Parallel Dip-Pen Nanolithography of Heterogeneous Supported Phospholipid Multilayer Patterns.</a> Small. 3, 71-75 (2007).</li>
<li>Mennicke, U., Salditt, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+solid-supported+lipid+bilayers+by+spin-coating%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Preparation of solid-supported lipid bilayers by spin-coating.</a> Langmuir. 18, 8172-8177 (2002).</li>
<li>Tamm, L. K., McConnell, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supported+phospholipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Supported phospholipid bilayers.</a> Biophysical Journal. 47, 105-113 (1985).</li>
<li>Kalb, E., Frey, S., Tamm, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+supported+planar+bilayers+by+fusion+of+vesicles+to+supported+phospholipid+monolayers%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">Formation of supported planar bilayers by fusion of vesicles to supported phospholipid monolayers.</a> Biochim Biophys Acta. 1103, 307-316 (1992).</li>
<li>Reimhult, E., Höök, F., Kasemo, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intact+vesicle+adsorption+and+supported+biomembrane+formation+from+vesicles+in+solution%3A+influence+of+surface+chemistry%2C+vesicle+size%2C+temperature%2C+and+osmotic+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Intact vesicle adsorption and supported biomembrane formation from vesicles in solution: influence of surface chemistry, vesicle size, temperature, and osmotic pressure.</a> Langmuir. 19, 1681-1691 (2003).</li>
<li>Cho, N. -J., Jackman, J. A., Liu, M., Frank, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((pH-Driven+assembly+of+various+supported+lipid+platforms%3A+A+comparative+study+on+silicon+oxide+and+titanium+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">pH-Driven assembly of various supported lipid platforms: A comparative study on silicon oxide and titanium oxide.</a> Langmuir. 27, 3739-3748 (2011).</li>
<li>Boudard, S., Seantier, B., Breffa, C., Decher, G., Felix, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlling+the+pathway+of+formation+of+supported+lipid+bilayers+of+DMPC+by+varying+the+sodium+chloride+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Thin+Solid+Films%22%5BJournal%5D)">Controlling the pathway of formation of supported lipid bilayers of DMPC by varying the sodium chloride concentration.</a> Thin Solid Films. , 495-4246 (2006).</li>
<li>Stanglmaier, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetric+distribution+of+anionic+phospholipids+in+supported+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Asymmetric distribution of anionic phospholipids in supported lipid bilayers.</a> Langmuir. 28, 10818-10821 (2012).</li>
<li>Jackman, J. A., Choi, J. -H., Zhdanov, V. P., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+osmotic+pressure+on+adhesion+of+lipid+vesicles+to+solid+supports%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Influence of osmotic pressure on adhesion of lipid vesicles to solid supports.</a> Langmuir. 29, 11375-11384 (2013).</li>
<li>Rossetti, F. F., Bally, M., Michel, R., Textor, M., Reviakine, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+titanium+dioxide+and+phosphatidyl+serine-containing+liposomes%3A+formation+and+patterning+of+supported+phospholipid+bilayers+on+the+surface+of+a+medically+relevant+material%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Interactions between titanium dioxide and phosphatidyl serine-containing liposomes: formation and patterning of supported phospholipid bilayers on the surface of a medically relevant material.</a> Langmuir. 21, 6443-6450 (1021).</li>
<li>Cho, N. -J., Cho, S. -J., Cheong, K. H., Glenn, J. S., Frank, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Employing+an+amphipathic+viral+peptide+to+create+a+lipid+bilayer+on+Au+and+TiO2%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Employing an amphipathic viral peptide to create a lipid bilayer on Au and TiO2.</a> Journal of the American Chemical Society. 129, 10050-10051 (2007).</li>
<li>Hardy, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomimetic+supported+lipid+bilayers+with+high+cholesterol+content+formed+by+%5Bsmall+alpha%5D-helical+peptide-induced+vesicle+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by [small alpha]-helical peptide-induced vesicle fusion.</a> Journal of Materials Chemistry. 22, 19506-19513 (2012).</li>
<li>Wallin, M., Choi, J. -H., Kim, S. O., Cho, N. -J., Andersson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peptide-induced+formation+of+a+tethered+lipid+bilayer+membrane+on+mesoporous+silica%5BTitle%5D)+AND+%22European+Biophysics+Journal%22%5BJournal%5D)">Peptide-induced formation of a tethered lipid bilayer membrane on mesoporous silica.</a> European Biophysics Journal. , 1-10 (2014).</li>
<li>Coutable, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+tethered-lipid+bilayers+on+gold+surfaces+for+the+incorporation+of+integral+membrane+proteins+synthesized+by+cell-free+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Preparation of tethered-lipid bilayers on gold surfaces for the incorporation of integral membrane proteins synthesized by cell-free expression.</a> Langmuir. 30, 3132-3141 (2014).</li>
<li>Zan, G. H., Jackman, J. A., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AH+peptide-mediated+formation+of+charged+planar+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">AH peptide-mediated formation of charged planar lipid bilayers.</a> The Journal of Physical Chemistry B. 118, 3616-3621 (2014).</li>
<li>Jackman, J. A., Zhao, Z., Zhdanov, V. P., Frank, C. W., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vesicle+adhesion+and+rupture+on+silicon+oxide%3A+Influence+of+freeze%E2%80%93thaw+pretreatment%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Vesicle adhesion and rupture on silicon oxide: Influence of freeze–thaw pretreatment.</a> Langmuir. 30, 2152-2160 (2014).</li>
<li>Tabaei, S. R., Choi, J. -H., Haw Zan,, Zhdanov, G., P, V., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent-Assisted+Lipid+Bilayer+Formation+on+Silicon+Dioxide+and+Gold%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Solvent-Assisted Lipid Bilayer Formation on Silicon Dioxide and Gold.</a> Langmuir. 30, 10363-10373 (2014).</li>
<li>Hohner, A., David, M., Rädlera, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+solvent-exchange+deposition+of+phospholipid+membranes+onto+solid+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Biointerphases%22%5BJournal%5D)">Controlled solvent-exchange deposition of phospholipid membranes onto solid surfaces.</a> Biointerphases. 5, 1-8 (2010).</li>
<li>Tabaei, S. R., Jackman, J. A., Kim, S. -O., Zhdanov, V. P., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent-Assisted+Lipid+Self-Assembly+at+Hydrophilic+Surfaces%3A+Factors+Influencing+the+Formation+of+Supported+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Solvent-Assisted Lipid Self-Assembly at Hydrophilic Surfaces: Factors Influencing the Formation of Supported Membranes.</a> Langmuir. 31, 3125-3134 (2015).</li>
<li>Tabaei, S. R., Vafaei, S., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Charged+Membranes+by+the+Solvent-Assisted+Lipid+Bilayer+%28SALB%29+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Method+on+SiO2+and+Al2O3.+Physical+Chemistry+Chemical+Physics.%2C+doi%3A10.1039%2FC5CP01428J%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Charged Membranes by the Solvent-Assisted Lipid Bilayer (SALB) Formation.</a> Method on SiO2 and Al2O3. Physical Chemistry Chemical Physics., doi:10.1039/C5CP01428J. , (2015).</li>
<li>Jackman, J. A., Tabaei, S. R., Zhao, Z., Yorulmaz, S., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-Assembly+Formation+of+Lipid+Bilayer%5BTitle%5D)+AND+%22Coatings+on+Bare+Aluminum+Oxide%3A+Overcoming+the+Force+of+Interfacial+Water.+ACS+Applied+Materials+%26+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Self-Assembly Formation of Lipid Bilayer.</a> Coatings on Bare Aluminum Oxide: Overcoming the Force of Interfacial Water. ACS Applied Materials & Interfaces. 7, 959-968 (2015).</li>
<li>Keller, C., Kasemo, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+specific+kinetics+of+lipid+vesicle+adsorption+measured+with+a+quartz+crystal+microbalance%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance.</a> Biophysical Journal. 75, 1397-1402 (1998).</li>
<li>Sundh, M., Svedhem, S., Sutherland, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+phase+separating+lipids+on+supported+lipid+bilayer+formation+at+SiO2+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Chemistry+Chemical+Physics%22%5BJournal%5D)">Influence of phase separating lipids on supported lipid bilayer formation at SiO2 surfaces.</a> Physical Chemistry Chemical Physics. 12, 453-460 (2010).</li>
<li>Cho, N. -J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quartz+crystal+microbalance+with+dissipation+monitoring+of+supported+lipid+bilayers+on+various+substrates%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates.</a> Nature Protocols. 5, 1096-1106 (2010).</li>
<li>Beseničar, M. P., Bavdek, A., Kladnik, A., Maček, P., Anderluh, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+cholesterol+extraction+from+lipid+membranes+by+methyl-%CE%B2-cyclodextrin%E2%80%94A+surface+plasmon+resonance+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Kinetics of cholesterol extraction from lipid membranes by methyl-β-cyclodextrin—A surface plasmon resonance approach.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1778, 175-184 (2008).</li>
<li>Pedersen, S., Jørgensen, K., Baekmark, T. R., Mouritsen, O. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indirect+evidence+for+lipid-domain+formation+in+the+transition+region+of+phospholipid+bilayers+by+two-probe+fluorescence+energy+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+journal%22%5BJournal%5D)">Indirect evidence for lipid-domain formation in the transition region of phospholipid bilayers by two-probe fluorescence energy transfer.</a> Biophysical journal. 71, 554-560 (1996).</li>
<li>Okonogi, T., McConnell, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrast+inversion+in+the+epifluorescence+of+cholesterol-phospholipid+monolayers%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Contrast inversion in the epifluorescence of cholesterol-phospholipid monolayers.</a> Biophysical Journal. 86, 880-890 (2004).</li>
<li>McConnell, H. M., Radhakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Condensed+complexes+of+cholesterol+and+phospholipids%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29-Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Condensed complexes of cholesterol and phospholipids.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. 1610, 159-173 (2003).</li>
<li>Tabaei, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+Cholesterol-Rich+Supported+Membranes+Using+Solvent-Assisted+Lipid+Self-Assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Formation of Cholesterol-Rich Supported Membranes Using Solvent-Assisted Lipid Self-Assembly.</a> Langmuir. 30, 13345-13352 (2014).</li>
<li>Tabaei, S. R., Jackman, J. A., Liedberg, B., Parikh, A. N., Cho, N. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+Stripe+Superstructure+in+the+%CE%B2-Two-Phase+Coexistence+Region+of+Cholesterol%E2%80%93Phospholipid+Mixtures+in+Supported+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Observation of Stripe Superstructure in the β-Two-Phase Coexistence Region of Cholesterol–Phospholipid Mixtures in Supported Membranes.</a> Journal of the American Chemical Society. 136, 16962-16965 (2014).</li>
<li>Salamon, Z., Wang, Y., Tollin, G., Macleod, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly+and+molecular+organization+of+self-assembled+lipid+bilayers+on+solid+substrates+monitored+by+surface+plasmon+resonance+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29-Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Assembly and molecular organization of self-assembled lipid bilayers on solid substrates monitored by surface plasmon resonance spectroscopy.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. , 1195-11267 (1994).</li>
<li>Yuan, C., Johnston, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+evolution+in+cholesterol%2FDPPC+monolayers%3A+atomic+force+microscopy+and+near+field+scanning+optical+microscopy+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+microscopy%22%5BJournal%5D)">Phase evolution in cholesterol/DPPC monolayers: atomic force microscopy and near field scanning optical microscopy studies.</a> Journal of microscopy. 205, 136-146 (2002).</li>
<li>Schneider, J., Dufrêne, Y. F., Barger, W. R. Jr, Lee, G. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atomic+force+microscope+image+contrast+mechanisms+on+supported+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Atomic force microscope image contrast mechanisms on supported lipid bilayers.</a> Biophysical Journal. 79, 1107-1118 (2000).</li>
<li>Tamm, L. K., Tatulian, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+spectroscopy+of+proteins+and+peptides+in+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+reviews+of+biophysics%22%5BJournal%5D)">Infrared spectroscopy of proteins and peptides in lipid bilayers.</a> Quarterly reviews of biophysics. 30, 365-429 (1997).</li>
<li>Miller, C. E., Majewski, J., Gog, T., Kuhl, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+biological+thin+films+at+the+solid-liquid+interface+by+X-ray+reflectivity%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Characterization of biological thin films at the solid-liquid interface by X-ray reflectivity.</a> Physical Review Letters. 94, 238104(2005).</li>
<li>Koenig, B. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutron+reflectivity+and+atomic+force+microscopy+studies+of+a+lipid+bilayer+in+water+adsorbed+to+the+surface+of+a+silicon+single+crystal%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Neutron reflectivity and atomic force microscopy studies of a lipid bilayer in water adsorbed to the surface of a silicon single crystal.</a> Langmuir. 12, 1343-1350 (1996).</li>
</ol>

Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti da rivelare.

In questo lavoro, un protocollo solvente cambio è presentato in cui lipidi in alcool (isopropanolo, etanolo, o n-propanolo) vengono incubati con un supporto solido e quindi l&#39;alcool viene sostituito gradualmente, con una soluzione tampone acquosa al fine di guidare una serie delle transizioni di fase alla fine la produzione di lamellare trifase doppi strati lipidici 24. E &#39;dimostrato che il metodo consente la produzione di bistrati lipidici supportati su superfici quali oro, che è intrattabile al metodo fusione delle vescicole. Un intervallo di concentrazione lipidica ottimale (0,1 - 0,5 mg / ml) è stato determinato per la formazione completa in doppio strato formati sperimentali serie testati finora. A concentrazioni di lipidi di sotto di 0,1 mg / ml, discreti, macchie microscopiche di doppi strati formata. D&#39;altra parte, a concentrazioni superiori a 0,1 mg / ml e inferiore a 0,5 mg / ml, un doppio strato completo ed uniforme è formato. A concentrazioni lipidiche sopra di questo range, un doppio strato liquido era ancora formato come verificato mediante analisi FRAP, tuttavia, microscopia a fluorescenza rivela la presenza di strutture lipidiche aggiuntivi superiore del doppio strato. Sorprendentemente, la morfologia di queste strutture lipidiche supplementari, come determinato mediante analisi QCM-D, dipendeva l&#39;alcool che è stato utilizzato durante la fase di incubazione. Nel caso dell&#39;etanolo, relativamente elevate Δ turni F e D Δ assomigliano alla firma QCM-D ottenuto per uno strato vescicole adsorbito. Quando è stato invece utilizzato isopropanolo o n-propanolo, il Δ f era leggermente superiore al valore previsto per un doppio strato (finale Δ f tra -30 a -40 Hz), mentre il Δ D era sensibilmente superiore. Tali risposte QCM-D sono attese per strutture lipidiche estesi (ad esempio, micelle vermiformi) sporgenti verso l&#39;esterno dalla superficie della membrana (come visibile al microscopio a fluorescenza in alcuni casi). Il tasso di cambio solvente è un altro parametro importante, che può essere critico, especbuona resa quando si utilizzano concentrazioni di lipidi inferiore (ad esempio, 0,1 mg / ml). Rapido scambio solvente bassa concentrazione di lipidi può portare alla formazione di doppi strati incompleti. Nella camera di misura standard utilizzato per le misure QCM-D in questo documento (Q-Sense E4 camera di misura), portata di circa 100 ml / min, sono adatti per la formazione di doppio strato altamente riproducibile completa. Per celle di flusso con altre geometrie e di volume, la portata ottimale può variare e deve essere determinato empiricamente sulla base dei passi suggeriti qui. Oltre a formare bistrati lipidici supportati su superfici intrattabile a fusione della vescicola, il SALB può essere impiegato per aggirare la necessità di vescicole lipidiche che possono rompersi, aprendo così la porta alla fabbricazione di membrane supportate con composizioni complesse. Come esempio illustrativo composizione, sono stati esaminati miscele lipidiche con un&#39;elevata frazione di colesterolo. Il colesterolo è una componente importante di mammalian membrane cellulari, e la sua frazione possono avvicinarsi 45-50 moli% della composizione dei lipidi di membrana (ad esempio, negli eritrociti). Così, anche un semplice modello di un doppio strato lipidico che rappresenta una membrana cellulare umana dovrebbe includere colesterolo. Mentre vescicole fusione potrebbe essere usato per fabbricare bistrati lipidici fluidici contenenti solo il 10-15% di colesterolo, il metodo consente SALB formazione di bistrati lipidici fluidici contenenti elevate frazioni di colesterolo (fino a 57% in moli, come quantificato mediante misure QCM-D) 36. Tuttavia, quando il livello di colesterolo è ulteriormente elevata (fino a 63% in moli), domini striati figura 37 sono stati osservati. I domini coesistenti erano liquido, ricordano quelli osservati nella regione β nel diagramma di fase del colesterolo / fosfolipidi monostrato all&#39;interfaccia aria-acqua. In generale, il metodo SALB è dimostrato di essere un metodo semplice ed efficace per formare bistrati lipidici supportati, in particolare in casi al di là del campo di applicazione del metodo di fusione delle vescicole convenzionale. Finora, la tecnica e la microscopia a fluorescenza QCM-D sono stati utilizzati principalmente per caratterizzare i doppi strati lipidici supportati formati con il metodo SALB. Guardando al futuro, una vasta gamma di misure analitiche tecniche di superficie sensibile, tra cui risonanza plasmonica di superficie (SPR) 38, microscopia a forza atomica (AFM) 39,40, trasformata di Fourier spettroscopia infrarossa 41, a raggi X 42 e neutroni riflettività 43 può, essere utilizzato per caratterizzare ulteriormente e studiare configurazioni semplici e complesse doppio strato preparano con il metodo SALB. Queste capacità emergenti aprono la porta ad un maggior numero di scienziati che possono esplorare le membrane cellulari artificiali, approfittando di un protocollo sperimentale semplice e robusto.

Il solido supportato doppio strato lipidico 1 (SLB) è una piattaforma versatile che conserva le caratteristiche di base di biomembrane quali lo spessore doppio strato, bidimensionale diffusività lipidi, e la possibilità di ospitare biomolecole associate alla membrana. A causa della complessità delle membrane cellulari naturali, questa semplice piattaforma ha dimostrato di funzionare come una piattaforma efficiente per studi in vitro di processi a membrana correlati come la formazione zattera 2, proteina legante 3, virus e particelle simili a virus di legame 4,5 , e la segnalazione a 6 celle. Formata in prossimità di un supporto solido, la piattaforma SLB è compatibile con una serie di misure tecniche di superficie sensibile come la microscopia a riflessione interna totale (TIRF), cristallo di quarzo microbilancia-dissipazione (QCM-D), e spettroscopia di impedenza. Diversi metodi sono stati sviluppati per la produzione di diversi tipi di SLB, compreso bolla d&#39;ariacrollo 7 e dip-pen nanolitografia 8 per macchie di lipidi submicron dimensioni,-spin coating 9 per gli stack doppio strato e Langmuir-Blodgett (LB) 10 e la fusione delle vescicole (VF) 11 per full-spanning, rivestimenti singolo doppio strato lipidico. Il metodo consiste VF dell&#39;adsorbimento di piccole vescicole unilamellari ad un supporto solido e la successiva rottura spontanea e fusione per formare un doppio strato lipidico continuo. Tuttavia, in condizioni fisiologiche, rottura delle vescicole spontanea è limitata principalmente ai materiali a base di silicio, quali biossido di silicio, vetro, e mica. Inoltre, la rottura delle vescicole non avviene spontaneamente per vescicole lipidiche di composizioni complesse come quelle contenenti alte frazioni di colesterolo o lipidi carichi negativamente. A seconda del sistema, la rottura delle vescicole può essere indotta da ulteriormente adattando le condizioni sperimentali quali temperatura 12, soluzione pH 13, e 14 salinità, shock osmotico 15 </sup&gt; o di pressione 16, o l&#39;aggiunta di ioni bivalenti come Ca2 + 17. In alternativa, la membrana attiva AH peptide può essere introdotto per destabilizzare uno strato di vescicole adsorbite, che porta alla rottura della vescicola e formazione bistrato su una serie di superfici 18-22. Inoltre, la formazione di doppio strato di successo richiede la preparazione di una popolazione ben controllata di piccole vescicole unilamellari che può richiedere molto tempo e difficile da realizzare per certe composizioni membrana. Pertanto, nonostante la sua elevata efficienza in casi ottimali (ad esempio, dopo ampia congelamento-scongelamento pretrattamento di vescicole 23), l&#39;applicazione generale fusione della vescicola è limitata dalla portata di substrati adatti e composizioni membrana. Il metodo 24-28 assistita solvente doppio strato lipidico (SALB) è una tecnica di fabbricazione alternativa che non richiede vescicole lipidiche. Il metodo si basa sulla deposizione omolecole lipidiche f SU UN superficie solida, in presenza di un solvente organico miscibile acqua seguita da graduale scambio di questo solvente con una soluzione tampone acquoso al fine di innescare la formazione di SLB. Durante la fase solvente di cambio, la miscela ternaria di lipidi, solvente organico e acqua subisce una transizione di fase serie con crescente frazione acquosa, che porta alla formazione di strutture lamellari di fase nella soluzione di massa e una SLB sul substrato solido. È importante sottolineare che questo percorso autoassemblaggio bypassa la necessità per la rottura delle vescicole, che è di solito il fattore limitante per la trasformazione di vescicole adsorbite in un SLB. Il protocollo è applicabile ad un&#39;ampia varietà di superfici e biossido di silicio, ossido di alluminio, cromo, ossido di indio-stagno, e oro. In questo documento e nel video allegato, un confronto tra la deposizione di lipidi dal SALB e metodi vescicole fusione è presentato. In particolare, l&#39;influenza dei parametri sperimentali, compresa la concentrazione di lipidi, Portata, e la scelta del solvente organico miscibile in acqua, sulla qualità del doppio strato costituito dal metodo SALB sono discussi. Caratterizzazione analitica dei fabbricati SLB è eseguita dal QCM-D, microscopia a fluorescenza, e recupero di fluorescenza dopo photobleaching tecniche (FRAP). Monitoraggio QCM-D è una tecnica di misurazione massa superficiale-sensibile, che, dal momento che il lavoro pionieristico svolto da Keller e Kasemo 29, è stato ampiamente utilizzato per studiare quantitativamente formazione doppio strato. Microscopia a fluorescenza permette l&#39;ispezione della membrana omogeneità e la visualizzazione dei domini di membrana. La tecnica FRAP è uno strumento standard per determinare la mobilità laterale di molecole lipidiche in una SLB, che è una proprietà essenziale delle membrane fluidici. La prima parte di questo studio prevede l&#39;analisi QCM-D del SALB e metodi di fusione delle vescicole applicata per tentare formazione doppio strato di diossido di silicio e oro. Nella seconda parte,preparazione e caratterizzazione di membrane supportate contenenti una gamma di concentrazioni di colesterolo con il metodo SALB sono dimostrati ei risultati sono confrontati con quelli ottenuti con il metodo di fusione delle vescicole.

<table><tbody><tr><td>Substrati rivestiti di biossido di silicio QCM-D</td><td>QSense AB,&nbsp; </td><td></td><td></td>Svezia</tr><tr><td>QCM-D substrati rivestiti d'oro</td><td>QSense AB,&nbsp; </td><td></td><td></td>Svezia</tr><tr><td>Q-Sense E4 modulo</td><td>QSense AB,&nbsp; </td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pulitore al plasma svedese, PDC-32G</td><td>Harrick Plasma, Ithaca, NY</td><td>PDC-001 (115V)&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfocolina (DOPC)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850375P</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina-N-(lissamina rodamina B sulfonil) (sale di ammonio) (Rh-PE)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>810150P</td><td></td></tr><tr><td>colesterolo</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>700000P</td><td></td></tr><tr><td>Metil-beta;-ciclodestrina</td><td>Sigma</td><td>C4555</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanolo</td><td>Sigma</td><td></td><td></td>673773</tr><tr><td>Etanolo</td><td>Sigma</td><td></td><td></td>459844</tr><tr><td>n-propanolo</td><td>Sigma&nbsp;</td><td></td><td></td>279544</tr><tr><td>Sticky-Slide I 0.1 Luer</td><td>IBIDI</td><td>81128</td><td></td></tr><tr><td>Gomito maschio 1/8"</td><td>Cole-Parmer</td><td>30505-70</td><td></td></tr><tr><td>Tubo in silicone 1.6&#160; mm ID</td><td>IBIDI</td><td>10842</td><td></td></tr><tr><td>Vetrino coprioggetti n. 1.5H, 25 mm x 75 mm</td><td>IBIDI</td><td>10812</td><td></td></tr><tr><td>Reglo Digital M2-2/12 Pompa peristaltica</td><td>Ismatec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodio dodecil solfato</td><td>Sigma&nbsp;</td><td>Codice: 71725</td><td></td></tr></tbody></table>

biomembrane fabrication dal solvente assistita doppio strato lipidico (salb) metodo

Biomembrane Fabrication by the Solvent-assisted Lipid Bilayer (SALB) Method

Al fine di simulare le membrane delle cellule, il doppio strato lipidico supportato (SLB) è una piattaforma interessante che permette nelle indagini vitro dei processi a membrana legati mentre conferendo biocompatibilità e biofunzionalità a substrati solidi. L&#39;adsorbimento spontanea e la rottura di vescicole fosfolipidiche è il metodo più comunemente utilizzato per formare SLB. Tuttavia, in condizioni fisiologiche, la fusione delle vescicole (VF) è limitato ad un solo sottoinsieme di composizioni lipidiche e supporti solidi. Qui, si descrive una procedura generale a fase unica definito il metodo di formazione assistita solvente doppio strato lipidico (SALB) per formare SLB che non richiede vescicole. Il metodo SALB comporta la deposizione di molecole lipidiche su una superficie solida, in presenza di solventi organici miscibili con acqua (ad esempio, isopropanolo) e successiva solventi scambio con soluzione tampone acquosa al fine di innescare la formazione di SLB. La fase solvente scambio continuo consente l&#39;applicazione dellaMetodo in una configurazione a flusso adatto per la formazione di monitoraggio doppio strato e successive modifiche utilizzando una vasta gamma di biosensori superficie sensibile. Il metodo può essere usato SALB per fabbricare SLB su un&#39;ampia gamma di superfici solide idrofili, compresi quelli che sono intrattabili di fusione della vescicola. Inoltre, consente la fabbricazione di SLB composto da composizioni lipidiche, che non possono essere preparate con il metodo fusione delle vescicole. Qui, mettiamo a confronto i risultati ottenuti con i metodi di fusione delle vescicole SALB e convenzionali su due superfici idrofile illustrativo, biossido di silicio e oro. Per ottimizzare le condizioni sperimentali per la preparazione di bistrati alta qualità preparati tramite il metodo SALB, l&#39;effetto di vari parametri, tra cui il tipo di solvente organico nella fase di deposizione, il tasso di cambio solvente e la concentrazione di lipidi è discusso con risoluzione dei problemi . La formazione di membrane supportate contenenti elevate frazioni di colesterolo è anche demonitrattato con il metodo SALB, evidenziando le capacità tecniche della tecnica SALB per una vasta gamma di configurazioni di membrana.

Presentiamo un protocollo sperimentale per formare un doppio strato lipidico supportato su substrati solidi senza utilizzare vescicole lipidiche. Si dimostra un metodo di uno stadio per formare un doppio strato lipidico di diossido di silicio e oro così come membrane supportate con dominio colesterolo arricchita per varie applicazioni biologiche.

Biomembrane Fabrication dal solvente assistita doppio strato lipidico (SALB) Metodo

In order to mimic cell membranes, the supported lipid bilayer (SLB) is an attractive platform which enables in vitro investigation of membrane-related ...

L'obiettivo generale di questa procedura è la fabbricazione di membrane supportate mediante il metodo del doppio strato lipidico assistito da solvente. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo della biologia delle membrane, come la comprensione delle proprietà fondamentali dei lipidi e delle proteine di membrana, nonché a consentire applicazioni quali la scoperta di farmaci e la diagnostica molecolare. Il vantaggio principale di questa tecnica è che permette di realizzare membrane lipidiche supportate in molti casi in cui ciò non è possibile con il metodo convenzionale.La procedura è inoltre facile da utilizzare e richiede preparazioni minime del campione. Le implicazioni di questa tecnica si estendono alla nostra terapia e diagnosi poiché permettono lo studio di importanti bersagli farmacologici come le proteine di membrana. Il metodo può essere utilizzato anche per fabbricare substrati biocompatibili per applicazioni nella scienza dei materiali.Abbiamo avuto per la prima volta l'idea di questo Metodo quando abbiamo discusso della difficoltà dei metodi convenzionali di fabbricazione delle membrane nel dimostrare la procedura in modo chiaro e graduale per gli studenti laureandi del nostro laboratorio. Preparare una soluzione madre di lipidi di 10 milligrammi per millilitro di lipide DOPC sciogliendo la polvere di lipide in soluzione di isopropanolo. Quindi sciogliere la polvere di lipide DOPE marcata con rumina in soluzione di isopropanolo per ottenere una soluzione madre di lipidi di un milligrammo per millilitro.Diluire e mescolare le soluzioni madri in isopropanolo per preparare la miscela lipidica desiderata alla concentrazione finale per esperimenti di fluorescenza, microscopia e recupero della fluorescenza dopo fotobleaching o esperimenti FRAP; la miscela lipidica deve contenere lo 0,5 percento in peso di DOPE marcato con R domine. Iniettare la miscela lipidica in isopropanolo nel canale microfluidico finché non è completamente riempito. Incubare la miscela lipidica sulla superficie di vetro per circa 10 minuti.Lo scambio del sale deve essere eseguito a un flusso molto basso, altrimenti la qualità del bicamato sarà scarsa. Sostituire gradualmente la soluzione lipidica con acqua o soluzione tampone utilizzando una pompa peristaltica a flusso molto basso. Successivamente, risciacquare accuratamente il canale con un eccesso di tampone al fine di rimuovere l'isopropanolo residuo per la formazione di membrane supportate arricchite in colesterolo.Preparare una soluzione madre contenente DOPC, colesterolo lipidico e rho domine, etichettato come lipide DOPE, sciogliendo prima le rispettive polveri in isopropanolo e quindi ripetendo lo stesso protocollo utilizzato in precedenza per eseguire il saggio di fluidità della membrana. Immergere innanzitutto il vetrino in una soluzione al 1% di sodio ESAL solfato per 10 minuti. Successivamente lavare accuratamente i vetrini con acqua deionizzata e risciacquare con etanolo.Asciugare le lamelle utilizzando un flusso delicato di azoto. Successivamente, esporre le lamelle al plasma di ossigeno per 30 secondi alla massima potenza di radiofrequenza nella camera per plasma di ossigeno. Poi, rimuovere con pinzette il film protettivo della camera microfluidica commerciale senza fondo e fissare la lamella di vetro sul lato adesivo della camera.Assemblare i connettori e i tubi nelle posizioni di ingresso e uscita della camera, quindi posizionare il canale microfluidico sul palchetto del microscopio e formare un bicchiere lipidico sostenuto marcato con fluorescenza nel canale microfluidico come in precedenza, utilizzando la composizione lipidica desiderata, inclusa una concentrazione dello 0,5 percento in peso di dominio rho, DOPE lipidico marcato, in solvente inorganico. Successivamente, individuare il piano del bicchiere lipidico mediante un obiettivo a immersione in olio da 60x. Per acquisire le immagini, acquisire innanzitutto due immagini preliminari prima della fotobleach.Riscaldare il laser fino a quando l'intensità non diventa stabile. Successivamente, effettuare il fotoblanco di un'area circolare larga 30 micron utilizzando un fascio laser di 532 nanometri e 100 milliwatt. Immediatamente dopo il fotoblanco.Acquisire una serie di immagini ogni secondo per due minuti al fine di seguire il recupero e l'intensità di fluorescenza nel punto di fotobleaching per eseguire la quantificazione del colesterolo. Innanzitutto, esporre il chip sensore al quarzo rivestito con biossido di silicio a un plasma di ossigeno per 30 secondi alla massima potenza radiofrequenza nella camera a plasma di ossigeno. Rimuovere il chip dalla camera e montarlo immediatamente nella camera di misura; in questo caso viene utilizzato un bilanciere microquarzio Q Sense E4 A a quattro canali prima dell'esperimento.Acquisire la frequenza e la dissipazione del sensore e dell'aria per assicurare un montaggio corretto. A tale scopo, eseguire il programma software qof. Fare clic su acquisizione e selezionare impostazione della misurazione nella nuova finestra che appare; verificare le armoniche 3, 5, 7, 9, 11 e 13.Quindi fare clic su Trova ed esegui. Per verificare gli spettri di risonanza, impostare la temperatura a 24 gradi Celsius. Una volta ottenuto un corretto montaggio, avviare la pompa peristaltica e far fluire la soluzione tampone nella camera di misura a una portata di 100 microlitri al minuto; nel programma software, fare clic su Acquisizione e selezionare Riavvia misurazione per registrare i segnali di frequenza di risonanza e dissipazione dell'energia.Ripetere questo passaggio fino a ottenere una linea di base stabile. Per gli spostamenti di frequenza e dissipazione. Iniettare l'isopropanolo senza lipidi per 10 minuti.Successivamente, iniettare la miscela di lipidi DOPC e colesterolo nel rapporto molare desiderato, con una concentrazione totale di lipidi di 0,5 milligrammi per millilitro in isopropanolo, per 10 minuti. Successivamente, iniettare il buffer per 20 minuti a una velocità di flusso di 100 microlitri al minuto. Quindi iniettare una soluzione di metil beta ciclodestrina uno millimolare preparata nel buffer fino a quando il segnale di frequenza non raggiunge un valore stabile.Misurare gli spostamenti di frequenza positivi relativi causati dal passaggio del trattamento con metil-beta-ciclodestrina e calcolare la quantità di colesterolo e lipidi DOPC come descritto nel protocollo testuale. Quindi calcolare la frazione molare di colesterolo nel bilayer lipidico supportato, tenendo conto dei pesi molecolari del lipide DOPC e del colesterolo. Qui è mostrata un'immagine rappresentativa di microscopia a fluorescenza di un bilayer lipidico A-D-O-P-C contenente lo 0,5 percento in peso di lipide DOPE marcato con rumina, formato su superfici di vetro mediante il metodo SAL.Il recupero della fluorescenza dopo fotobleaching ha mostrato un recupero quasi completo della fluorescenza, indicando la fluidità laterale del doppio strato lipidico. Qui vengono mostrate curve rappresentative QCMD di spostamenti di frequenza e dissipazione per la formazione di un doppio strato sostenuto. Utilizzando il metodo SAL, sono stati ottenuti gli spostamenti finali di frequenza di risonanza e di dissipazione, corrispondenti alla formazione di un doppio strato planare, una volta acquisita padronanza della tecnica.Questa tecnica può essere eseguita in 30 minuti se effettuata correttamente. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come realizzare membrane biologiche supportate utilizzando il metodo del bilayer lipidico assistito da solvente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di preparare soluzioni lipidiche fresche prima dell'esperimento e di ottimizzare lo scambio di solvente in base al proprio apparato sperimentale. Seguendo questo procedimento, è possibile eseguire anche altri metodi, come la microscopia a forza atomica, al fine di rispondere ad ulteriori domande, ad esempio sulla formazione di domini della membrana.

biomembrane-fabrication-solvent-assisted-lipid-bilayer-salb

Research

Ricerca

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingegneria

In questo video, dimostriamo una procedura per studiare l'organizzazione della septina su un doppio strato lipidico supportato da vetro in vitro utilizzando la microscopia a fluorescenza a riflessione interna totale.

Saggio a doppio strato lipidico supportato planare: una tecnica in vitro basata sulla microscopia per studiare l'assemblaggio della septina su imitazioni della membrana biologica

Questo video descrive la tecnica di studio dell'assemblaggio della proteina septina su microsfere rivestite con doppi strati lipidici. Questa tecnica aiuta a comprendere gli assemblaggi di proteine dipendenti dalla curvatura su superfici curve.

Saggio del doppio strato lipidico supportato sferico: una tecnica per osservare l'assemblaggio della septina su microsfere

Bistrati lipidici supportati e particelle di membrana naturali sono sistemi convenienti che può approssimare le proprietà delle membrane cellulari e di essere incorporati in una varietà di strategie analitiche. Qui mostriamo un metodo per preparare microarray composto da supportati doppio strato lipidico rivestite SiO 2 perline, vescicole di fosfolipidi di membrana o particelle naturali.

Formazione di microarray di membrana con un metodo di assemblaggio con sede a seccatoio

Qui sono mostrati la preparazione di doppi strati lipidici planari supportati da vetro funzionalizzati con proteine, la determinazione della mobilità proteica all'interno e la misurazione delle densità proteiche. Viene delineata una tabella di marcia per la costruzione di un microscopio a riflessione interna totale a rumore ridotto, che consente di visualizzare fluorocromi residenti a doppio strato con un'elevata risoluzione spaziotemporale.

Singola molecola microscopia a fluorescenza su Planar bilayers supportati

Abbiamo dimostrato un, trasportabile sistema di formazione doppio strato lipidico memorizzabili. Una membrana a doppio strato lipidico possono essere formate entro 1 ora con tasso di successo superiore all'80% quando un precursore membrana congelato è portato a temperatura ambiente. Questo sistema consentirà di ridurre i processi laboriosi e competenze associate a canali ionici.

Formazione automatizzato doppio strato lipidico della membrana Utilizzando un Polidimetilsilossano Thin Film

Presentiamo un protocollo per funzionalizzare vetro con macchie proteiche nanometriche circondato da un doppio strato lipidico fluido. Questi substrati sono compatibili con la microscopia ottica avanzata e si prevede di utilizzare come piattaforma per gli studi di adesione cellulare e migrazione.

Array Ligand Nano-cluster in un doppio strato lipidico supportati

La fusione mitocondriale è un'importante reazione omeostatica alla base delle dinamiche mitocondriali. Descritto qui è un sistema di ricostituzione in vitro per studiare la fusione mitocondriale interno-membrana che può risolvere il tethering della membrana, docking, emifusione, e l'apertura pore. Viene discussa la versatilità di questo approccio nell'esplorazione dei sistemi a membrana cellulare.

Una piattaforma di membrana modello per la ricostituzione delle dinamiche della membrana mitocondriale

Questo protocollo descrive la formazione di vescicole unilipidiche e multilipidiche, doppi strati lipidici supportati e doppi strati lipidici sospesi. Questi modelli in vitro possono essere adattati per incorporare una varietà di tipi di lipidi e possono essere utilizzati per studiare varie interazioni molecolari e macromolecole.

Assemblaggio di modelli di doppio strato lipidico supportati e sospesi per lo studio delle interazioni molecolari

La ricostituzione senza cellule è stata uno strumento chiave per comprendere l'assemblaggio del citoscheletro e il lavoro nell'ultimo decennio ha stabilito approcci per studiare la dinamica della settina in sistemi minimi. Qui sono presentati tre metodi complementari per osservare l'assemblaggio della settina in diversi contesti di membrana: doppi strati planari, supporti sferici e supporti per aste.

Ricostituzione dell'assemblaggio di septina alle membrane per lo studio delle proprietà e delle funzioni biofisiche

Qui viene presentato un protocollo per eseguire e analizzare il legame, la mobilità e l'assemblaggio di singole molecole su membrane lipidiche affollate artificiali utilizzando la microscopia a fluorescenza a riflessione interna totale a singola molecola (smTIRF).

Diffusione e assemblaggio di singole molecole su membrane lipidiche affollate di polimeri

Questo articolo fornisce una descrizione dettagliata di come creare campioni per il tracciamento a singola proteina in bistrati lipidici supportati da solidi. Spiega anche un microscopio a fluorescenza semplice con sensibilità a singola molecola e un frame rate elevato. Infine, delineiamo la procedura per estrarre traiettorie a singola proteina.

Tracciamento di singole proteine nei bilayer lipidici tramite microscopia a fluorescenza

Scopri la fabbricazione di biomembrane supportate con il metodo SALB su substrati solidi come diossido di silicio e oro. Questa tecnica semplificata facilita lo studio delle proprietà dei lipidi e delle proteine di membrana per applicazioni in biologia e diagnostica molecolare.

Biomembrane Fabrication dal solvente assistita doppio strato lipidico (SALB) Metodo

Esplora altri video