Name: Misure contrattilità isolati su muscoli papillari per le inchieste sui Cardiac inotropo nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Impara a isolare i muscoli papillari ventricolari sinistri nei topi per studiare la contrattilità cardiaca in vitro. Questo metodo consente di valutare direttamente le proprietà inotrope senza influenze neuro-umorali.

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Questo lavoro è stato sostenuto dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (KFO 196 &quot;Signaltransduktion bei adaptativen und maladaptiven kardialen rimodellante-Prozessen&quot;, FR 1638 / 1-2) e dalla DZHK (Centro tedesco per la ricerca cardiovascolare, una parte dei Centri tedeschi of Health Research , che è un BMBF (Ministero tedesco dell&#39;Istruzione e della Ricerca), iniziativa).

NOTA: I passaggi fondamentali della procedura di isolamento sono mostrati in Figura 1 Tutti i passaggi sono descritti in dettaglio nel seguente protocollo.. Isolamento del muscolo papillare, il montaggio in organo da camera bagno, acquisizione e l&#39;analisi viene effettuata in un lasso di tempo consecutivo e obbligatoria. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con la legislazione tedesca in materia di protezione degli animali e sono state approvate dal Consiglio di esame etico dell&#39;Università di Heidelberg. 1. Preparazione di Instrumentation <ol><li> Per contrattilità misurazioni utilizzare un setup vasca organo multichambered. Componenti di un ex vivo contrattilità configurazione bagno organo sono mostrati nella Figura 2. NOTA: Per minimizzare la quantità di tempo tra la preparazione del muscolo papillare e l&#39;inizio del protocollo sperimentale, impostare attrezzature e preparare buffer prima di raccogliere tissue.This sperimentali provides la maggior quantità di tempo che il tessuto rimane vitale per condurre esperimenti. </li><li> Avviare computer e apparecchiature di acquisizione dati. Attivare bagno organo di calore (preimpostato a 32 ° C) e lasciare unità alla temperatura preimpostata. </li><li> Preparare l&#39;apparecchiatura di acquisizione. Iniziare la registrazione dei dati come indicato nel manuale del software. </li><li> Controllare e condurre calibrazione (se necessario) su ciascun canale e azzerare tutti i canali di standardizzare il segnale elettrico fornito dal rispettivo trasduttore di forza (associato a quel canale) a 2 g forza fornita da un peso certificata. </li><li> Accendere approvvigionamento di gas (95% O 2/5% di CO 2) alle camere bagno organo. Continuamente gas tutte le camere durante l&#39;intero misure di protocollo. </li></ol> 2. Preparazione di Tamponi e soluzioni fisiologiche <ol><li> Preparare una soluzione tampone Krebs-Henseleit per raggiungere concentrazioni finali di 119 mM NaCl; 25 NaHCO MM 3; 4.6 mM KCl; 11MM glucosio; 1 mM Na-pyruvate; 1.5 mM CaCl 2; 1.64 mM MgSO 4; 1.18 mM KH 2 PO 4 e regolare il pH a 7,4 (vedi Tabella 1 soluzione fisiologica). </li><li> Preparare una soluzione tampone a parte Krebs-Henseleit da utilizzare durante l&#39;isolamento come descritto al punto 2.1 con l&#39;aggiunta di monoxime 30MM 2,3-butanedione (BDM) e 50 IE Eparina / ml. Raffreddare la soluzione a 4 ° C (vedere Tabella 1 Preparazione Soluzione). Per la simulazione ischemia, ischemia preparare soluzione come descritto nella Tabella 1. </li><li> Per il protocollo del Ca 2 + - contrattilità dipendente, aggiungere Ca 2+ alla soluzione tampone Krebs-Henseleit a concentrazione finale richiesta. NOTA: preparare queste soluzioni direttamente prima del suo utilizzo e Gass con CarboGen per evitare la precipitazione di Carbonato di Calcio. Soluzione Preriscaldare a 32 ° C prima dell&#39;uso. </li></ol> 3. Preparazione del Gassing Tube e dissezione del piatto utilizzata durante il Excision Procedure papillare <ol><li> Collegare un gas morbidocantare tubo (diametro esterno 2-4 mm) per il collegamento del gas (ossigeno al 100%, CarboGen alternativamente) con l&#39;esperto di lavoro. </li><li> Creare un anello chiuso del tubo gassazione raccordo all&#39;interno del piatto dissezione. Forare il tubo di gassificazione più volte che una ebollizione continua è assicurata. Questo tubo gassazione può essere utilizzato più volte. </li><li> Preparare piatto dissezione con un elastomero di silicone nella parte inferiore (0,5 cm), in modo che i perni possono essere bloccati in esso. Questo piatto può essere utilizzato più volte. </li></ol> 4. Isolamento dei anteriore sinistra Muscolo papillare da topi NOTA: Prima di iniziare l&#39;isolamento del muscolo papillare, controllare che le linee di gas sono chiare di blocchi. <ol><li> Preparare configurazione vasca organo come menzionato nella sezione del protocollo 1-3 prima di iniziare la preparazione dei muscoli papillari. Preparare tutte le soluzioni al giorno dell&#39;esperimento. </li><li> Sacrifica il mouse (circa 8-12 settimane) da cervicale dislocazione According per linee guida istituzionali di lavoro di esperti e. </li><li> Fissare l&#39;animale in posizione supina fissando zampe anteriori e posteriori zampe su una tavola di dissezione, aprire il torace laterali su entrambi i lati tagliando attraverso le costole con forbici ossee affilate, poi tagliare la membrana con un taglio trasversale. Rimuovere il pericardio. Ora cuore e l&#39;aorta sono accessibili. </li><li> Fissare il cuore con una pinza smussato sul tronco vascolare vicino al cuore e separare il cuore rapidamente con le forbici dai polmoni e il tessuto circostante. </li><li> Trasferire il cuore pulsante di una capsula di Petri riempite con una soluzione preparazione raffreddata gasati con l&#39;ossigeno (punto 2.2). Lasciare che il cuore a battere e stimolare le contrazioni del cuore dolcemente via toccando l&#39;apice cardiaco con una pinza. </li><li> Non appena il cuore è completamente exsanguinous, trasferirlo al piatto dissezione riempito con soluzione di preparazione raffreddata (passo 2.2) e gasati con O 2. Da questo punto in uso uno stereomicroscopio. </li><li> Fissare il heaRT con un piccolo perno attraverso il ventricolo destro in modo che il cuore è visto dalla dorsale (ventricolo destro si trova sul lato destro dalla vista dell&#39;operatore). </li><li> Utilizzando le forbici microchirurgiche separano entrambi gli atri a livello atrioventricolare, taglio tessuto connettivo dai ventricoli e scartare. Effettuare un taglio attraverso la parete ventricolare dalla valvola livello AV all&#39;apice del cuore evitando ogni pressione meccanica. </li><li> Aprire il ventricolo e fissare la parete libera lato sinistro con una pinza, avendo così uno sguardo a due ventricolo muscoli papillari sinistro. </li><li> Leggermente tagliare il tessuto ventricolare laterali su entrambi i lati del muscolo papillare anteriore sinistra conservando una parte della vela valvolare sulla preparazione muscolo papillare ed evitare di toccare o allungamento del muscolo papillare quanto possibile. Sezionare il restante tessuto della parete ventricolare dal muscolo papillare. </li><li> Fissare fili di seta (7/0, metrico 0,5) su entrambi i lati della preparazione muscolo papillarearazione, uno sulla vela valvolare ed una sulla parte muscolare. Fissare la preparazione nella camera bagno di organo pieno di soluzione del bagno organo e gasati con CarboGen, la temperatura a 32 ° C viene consigliata. </li></ol> 5. equilibrazione e stimolazione del muscolo papillare <ol><li> Stimolare la preparazione muscolo papillare con impulsi rettangolari (durata di 2 ms e corrente di 100 mA) a frequenza di 1 Hz stimolazione immediatamente dopo il fissaggio nel bagno organo. </li><li> Assicurare un frequente ricambio della soluzione del bagno di organo, sia dal cambiamento continuo o da frequenti modifica manuale (ogni 5 min) a seconda dell&#39;impostazione del tipo a bagno d&#39;organo utilizzato. </li><li> Aumentare gradualmente la pretesa fino a forza contrazione massima a raggiunto. Forza contrazione massima viene raggiunta quando l&#39;aumento del precarico non è seguito da un ulteriore aumento nella forza contrazione. </li><li> Dopo 45-60 minuti di equilibrio, avviare il protocollo sperimentale. </li></ol> NOTA: Il protocollo sperimentale descritto di seguito comprende manovre standard per caratterizzare la contrattilità cardiaca in condizioni fisiologiche e fisiopatologiche. Nella sezione rappresentante descriviamo questi protocolli in dettaglio anche mostrando i risultati di rappresentanza (vedi anche tabella 2). <ol><li> Registrazione ed analisi dei protocolli sperimentali <ol><li> Per la registrazione, utilizzare un software adatto con adeguata risoluzione temporale (velocità di acquisizione ≥ 1kHz). </li><li> Analizzare parametri tra cui la forza contrazione ampiezza (altezza), il tempo di picco di tensione (TTP) e per metà tempo di rilassamento massimo (R 50 / tfall, rispettivamente) come indicato nel programma di software (come ad esempio Grafico 5.5 di ADInstruments, vedi Figura 4). </li></ol></li></ol>

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<li>Lakatta, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+Bowditch%3A+the+convergence+of+cardiac+chronotropy+and+inotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Calcium%22%5BJournal%5D)">Beyond Bowditch: the convergence of cardiac chronotropy and inotropy.</a> Cell Calcium. 35 (6), 629-624 (2004).</li>
<li>Taylor, D. G., Parilak, L. D., LeWinter, M. M., Knot, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+the+rat+left+ventricle+force+and+Ca2%2B+-frequency+relationships%3A+similarities+to+dog+and+human%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Quantification of the rat left ventricle force and Ca2+ -frequency relationships: similarities to dog and human.</a> Cardiovasc Res. 61 (1), 77-86 (2004).</li>
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<li>Rossman, E. I., Petre, R. E., Chaudhary, K. W., Piacentino, V. 3rd, Janssen, P. M., Gaughan, J. P., Houser, S. R., Margulies, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+frequency-dependentresponses+represent+the+pathophysiologic+signature+of+contractile+failure+inhuman+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22JMCC%22%5BJournal%5D)">Abnormal frequency-dependentresponses represent the pathophysiologic signature of contractile failure inhuman myocardium.</a> JMCC. 36 (1), 33-42 (2004).</li>
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<li>Lee, J. A., Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+intracellular+free+calcium+concentration+during+long+exposures+to+simulated+ischemia+in+isolated+mammalian+ventricular+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in intracellular free calcium concentration during long exposures to simulated ischemia in isolated mammalian ventricular muscle.</a> Circ Res. 71 (1), 58-69 (1992).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

In questo manoscritto si descrive un metodo per indagare la contrattilità del muscolo papillare murino in vitro che può essere utilizzato per rispondere ad alcune domande scientifici relativi alla fisiologia del cuore e la patologia nei topi, nonché per sostenere l&#39;analisi delle linee transgeniche e la scoperta di nuovi approcci farmaceutici per il trattamento di disfunzioni cardiache. Illustriamo l&#39;uso di questo metodo per valutare le proprietà fisiologiche, patologiche e farmacologiche di contrattilit...

L&#39;indagine di proteine ​​come canali ionici che si riferiscono loro ruolo per la contrattilità cardiaca è essenziale per scoprire differenti meccanismi patogenetici e di stabilire nuove strategie terapeutiche per le malattie cardiache come l&#39;ischemia e insufficienza cardiaca. Funzione contrattile dei cardiomiociti mammiferi è noto per essere modulata da vari canali ionici, trasportatori e altre proteine. Potenziale d&#39;azione evocato attivazione di tensione dipendente sarcolemmal tipo L di Ca 2+ canali porta a Ca 2+ afflusso dallo spazio extracellulare e successivamente Ca2 + indotta rilascio di Ca 2+ (CICR) 1, che innesca la contrazione cellulare 2. Ca 2+ -Segnalazione gioca un ruolo centrale nella contrattilità cardiaca e l&#39;adattamento allo stress fisiologico o patologico. Catecolamine attivano i recettori beta-adrenergici cardiaci, stimolando così ciclasi (AC) che sintetizza cAMP. L&#39;attivazione, Protein chinasi A (PKA) fosforila diverse proteine ​​associate intracellulari e di membrana come L-tipo Ca 2+ canali, fosfolambano e recettori rianodinici conseguente modifica di Ca 2+ transitori e cardiaco contrattilità 1,3,4. cAMP è degradata dalla fosfodiesterasi (PDE). L&#39;attivazione dei recettori Gs-accoppiati diversi beta-adrenergici porta anche ad accumulo di cAMP. La tecnica di misurazione contrattilità in isolati strisce muscolari ventricolare è ben definito per le più grandi mammiferi 5-8. Sulla base della possibilità di gene targeting in topi è importante stabilire metodi per analizzare murino fisiologia cardiaca. Tuttavia, i dati esistenti sulle proprietà fisiologiche di preparati muscolari isolate in topi variano a seconda delle condizioni sperimentali 9-12. Il metodo descritto è utilizzato per analizzare contrattilità cardiaca ventricolare sinistra pre muscolo papillareparations in vitro. Investigation della contrattilità cardiaca viene eseguita in assenza di influenze modificanti contrattilità cardiaca in vivo, come la pressione sanguigna, stimolazione neuroumorale e stress fisico o metabolica. Il tasso di battito della preparazione contraente muscolo può essere rigorosamente definito e cambiato arbitrariamente. Twitch forza può essere analizzato nel contesto di stimoli specifici come concentrazione di calcio, battendo frequenza o temperatura. Inoltre, questo metodo può essere usato per studiare diversi componenti della via di segnalazione e di confrontare funzione cardiaca di modelli murini geneticamente modificati controllando condizioni sperimentali sopra menzionati.

<table><tbody><tr><td>Cloruro di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di potassio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Glucosio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9434&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Piruvato di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5280&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di calcio diidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>Solfato di magnesio eptaidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato di potassio monobasico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P 5655</td><td></td></tr><tr><td>2,3-Butandione monoxime</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>3-Isobutil-1-metilxantina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td>Indicazione di pericolo H 302, risolvere in DMSO</td></tr><tr><td>Dimetil solfossido (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Isoprenalina cloridrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5627</td><td>Indicazione di pericolo H 315-H319-H335</td></tr><tr><td>Sodio eparina 250.000 IE/10 ml</td><td>ratiopharm</td><td>PZN 3874685</td><td></td></tr><tr><td>Istamina dicloridrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7250</td><td>Indicazione di pericolo H 315-H 317-H319- H334-H335</td></tr></tbody></table>

misure contrattilità isolati su muscoli papillari per le inchieste sui cardiac inotropo nei topi

Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

Muscoli papillari isolati dai cuori adulte di topo possono essere utilizzati per studiare la contrattilità cardiaca durante le diverse condizioni patologiche / fisiologiche. Le caratteristiche contrattili possono essere valutate in maniera indipendente da influenze esterne, quali tono vascolare o lo stato neuroumorale. Raffigura un approccio scientifico tra le misurazioni di cellule singole con isolate miociti cardiaci e studi in vivo, come l&#39;ecocardiografia. Così, preparazioni muscolo papillare servire come un modello eccellente per studiare la fisiologia cardiaca / patofisiologia e può essere utilizzato per le indagini come la modulazione da agenti farmacologici o l&#39;esplorazione di modelli animali transgenici. Qui, descriviamo un metodo per isolare l&#39;anteriore sinistra muscolo papillare murino di indagare la contrattilità cardiaca in un setup bagno di organo. A differenza di un preparato striscia muscolare isolato dalla parete ventricolare, il muscolo papillare può essere preparato in toto senza danneggiare il muscolo tissuuna e severamente. Il setup bagno organo è composto da diversi elettrodi attrezzate camere a bagno d&#39;organo a temperatura controllata, gasati e. Il muscolo papillare isolato è fissato nella camera bagno di organo e stimolato elettricamente. La forza di contrazione evocata viene registrata utilizzando un trasduttore di pressione e parametri quali contrazione forza ampiezza e contraggono la cinetica vengono analizzati. Diversi protocolli sperimentali possono essere eseguite per indagare la contrattilità e calcio-dipendente dalla frequenza e curve dose-risposta di agenti contrattili come catecolamine o altri farmaci. Inoltre, le condizioni patologiche come l&#39;ischemia acuta possono essere simulati.

Il protocollo di questo manoscritto per misure contrattilità isolati murini preparazioni muscolo papillare è sintonizzato per condizioni ottimali per ottenere risultati sperimentali riproducibili in condizioni fisiologiche. Per definire le condizioni sperimentali ottimali abbiamo eseguito esperimenti pilota variabili temperatura del bagno d&#39;organo e la concentrazione di calcio extracellulare (vedi anche 12). Il protocollo qui descritto è stato eseguito con una concentrazione di calcio extracellulare 1,5 m...

Murine sinistra muscolo papillare ventricolare può essere usato per studiare la contrattilità cardiaca in vitro. Questo articolo descrive in dettaglio l&#39;isolamento e protocolli sperimentali per studiare le caratteristiche contrattili cardiaci.

Misure contrattilità isolati su muscoli papillari per le inchieste sui Cardiac inotropo nei topi

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

L'obiettivo generale di questa procedura è isolare muscoli papillari sani e integri per lo studio della funzione contrattile cardiaca in vitro nei topi. Questo viene ottenuto isolando innanzitutto il cuore, seguito dall'interruzione delle contrazioni mediante immersione in una soluzione cardioplegica per evitare danni ischemici. Nel secondo passaggio, il muscolo papillare anteriore del ventricolo sinistro integro viene isolato ed equipaggiato con suture di fissazione.Il muscolo viene quindi montato sul trasduttore di forza e trasferito nella camera del bagno d'organo. Nell'ultimo passaggio, il muscolo papillare viene stimolato con impulsi elettrici a campo per indurre contrazioni del muscolo papillare in vitro. Infine, gli effetti di diverse condizioni fisiologiche e patologiche sulla contrattilità del muscolo cardiaco possono essere trasmessi al trasduttore di forza e registrati.Questo metodo può essere utilizzato per analizzare la contrattilità cardiaca dei muscoli papillari del ventricolo sinistro in vitro, in assenza di influenze neuroumorali e vascolari, al fine di consentire la valutazione diretta della contrattilità cardiaca. Le preparazioni di muscolo papillare rappresentano ottimi modelli per lo studio della fisiologia e della patofisiologia cardiaca, permettendo l'indagine degli effetti di agenti farmacologici sulla contrattilità cardiaca.L'idea per questo metodo è nata quando abbiamo riscontrato un fenotipo cardiovascolare in topi carenti di un particolare canale ionico non selettivo attivato dal calcio, portando così alla scoperta di specifiche alterazioni inotrope nella via di segnalazione beta AIC. Iniziare posizionando un topo di otto-dodici settimane in posizione dorsale su un tavolo da dissezione. Successivamente, utilizzando forbici da dissezione affilate, aprire lateralmente il torace su entrambi i lati del petto e recidere il diaframma.Quindi, utilizzando pinze a punta larga, afferrare il cuore insieme ai frammenti vascolari e usare le forbici per staccare rapidamente il cuore dai polmoni e dai tessuti circostanti. Trasferire il cuore in battito in una capsula di Petri contenente soluzione di preparazione fredda, saturata con ossigeno, e toccare delicatamente l'apice cardiaco con le pinze per stimolare le contrazioni cardiache. Non appena il cuore risulta completamente esangue, trasferirlo nella capsula per dissezione e fissarlo in posizione dorsale inserendo un piccolo perno attraverso il ventricolo destro.Ora, trasferire la piastra sotto un microscopio stereoscopico e utilizzare forbici microchirurgiche per separare entrambi gli atri a livello atrioventricolare. Ruotare il cuore di circa 180 gradi ed effettuare un taglio attraverso la parete del ventricolo sinistro, dal livello della valvola atrioventricolare fino all'apice del cuore, avendo cura di evitare qualsiasi pressione meccanica sul cuore.Quindi ruotare nuovamente il cuore. Aprire quindi il ventricolo sinistro e fissare la parete libera sinistra con una pinza, esponendo entrambi i muscoli papillari del ventricolo sinistro. Tagliare con attenzione il tessuto ventricolare lateralmente su entrambi i lati del muscolo papillare anteriore sinistro.Avendo cura di preservare una parte del SA valvolare nella preparazione del muscolo papillare. Quindi dissezionare il rimanente tessuto della parete ventricolare dal muscolo papillare e fissare un filo di seta alla porzione muscolare con due nodi e un altro al lembo valvolare del muscolo papillare. Preparazione con un solo nodo.Fissare il preparato in una camera per bagni organici precedentemente preparata. Immediatamente dopo la fissazione, stimolare il tessuto con due impulsi rettangolari di due millisecondi a una corrente di 100 milliampere e una frequenza di stimolazione di un hertz. Avviare quindi la registrazione.Modificare la soluzione in modo appropriato rispetto al tipo di bagnomaria organica utilizzato. Aumentare gradualmente la pre-tensione meccanica nell'arco di 45-60 minuti fino a quando l'aumento della pre-tensione non determini un'ulteriore crescita della forza di contrazione; a quel punto iniziare l'analisi sperimentale desiderata. La contrattilità cardiaca può essere caratterizzata mediante diversi parametri, tra cui la forza di contrazione, il tempo per raggiungere il picco e il tempo di rilassamento al 50% del valore massimo.La correlazione tra la frequenza di battito e la forza della contrazione è calcolata mediante la relazione forza-frequenza. Ad esempio, in questo esperimento, la frequenza di stimolazione è stata aumentata in modo progressivo da 0,1 a cinque hertz, provocando variazioni nella contrattilità cardiaca. Il protocollo di potenziamento post-riposo illustra le alterazioni dell'ampiezza della forza della contrazione osservate dopo una stimolazione precedente seguita da un periodo di riposo di durata definita.Modificando la concentrazione di calcio nella soluzione fisiologica nel bagno d'organo, è possibile valutare la sensibilità al calcio dell'apparato contrattile per analizzare gli effetti inotropi mediati dall'attivazione dei recettori beta. Il muscolo papillare isolato può anche essere trattato con isoprene, come dimostrato in questo esperimento rappresentativo, al fine di simulare l'ischemia. In vitro, i muscoli vengono esposti a una soluzione extracellulare priva di glucosio e piruvato, gassata con 95%azoto e 5%anidride carbonica, determinando un calo della forza di contrazione tonica e lo sviluppo di contrattura ischemica, come illustrato nel grafico.Dopo aver acquisito padronanza nella dissezione e nell'equilibrazione di un campione, la preparazione del muscolo può essere completata in circa 19 minuti, anche prendendosi il tempo necessario per isolare e montare accuratamente il campione senza provocare danni meccanici o metabolici seguendo questa procedura. Altri metodi, come le misurazioni con elettrodi affilati, saggi immunoanalitici enzimatici e analisi ematiche di tipo western, possono essere eseguiti per rispondere ad ulteriori quesiti dopo lo sviluppo della tecnica. Questa tecnica rappresenta un approccio fondamentale per la ricerca in fisiologia e farmacologia cardiaca, nonché per lo studio del fenotipo cardiaco in vari modelli di roditori transgenici.

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