Name: Modellazione Encefalopatia di prematurità Utilizzando prenatale ipossia-ischemia con Lipopolisaccaride intra-amniotico in ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 36 s
Description: Scopri un modello riproducibile di lesione cerebrale da prematurità estrema utilizzando ipossia-ischemia prenatale e infiammazione intra-amniotica LPS nei ratti. Questo metodo aiuta a studiare la patogenesi delle lesioni perinatali cerebrali.

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Gli autori sono grati a Dan Firl, Chris Corbett e Jesse Denson, PhD. Il finanziamento è stato fornito dal NIH NINDS R01 NS060765 per SR, il P30 Cobre programma pilota di LJ e la firma del programma Child Health di LJ presso l&#39;Università del New Mexico.

Cura istituzionale e Usa Comitati all&#39;ospedale sia dei bambini di Boston e l&#39;Università del New Mexico Health Sciences Center hanno approvato tutte le procedure sperimentali. NOTA: Prima di iniziare la procedura, sigillo, sterilizzare in autoclave e tutti gli strumenti chirurgici e teli chirurgici. Inoltre, preparare i farmaci post-operatorie in fiale sterili, tra cui 0,125% bipivucaine e 0,1 mg / kg di buprenorfina. Preparare anche la soluzione lipopolisaccaride (LPS) sterilmente: 0,04 mg / ml (LPS 0111: B4) in soluzione fisiologica sterile contenente diluire colorante blu di Evan. 1. Anestesia <ol><li> Indurre anestesia in un giorno embrionale 18 (E18) Sprague Dawley incinta ratto con una miscela di 3% isoflurano bilanciato 70% di azoto e del 30% di ossigeno. </li><li> Rimuovere ratto dalla camera di induzione e posizionare il supina ratto su chirurgica coperta acqua circolante drappeggiata a 37 ° C. Trasferimento anestesia a cono e ridurre isofluraLivello ne al 2%. </li><li> Applicare delicatamente pomata oftalmica per ciascun occhio per evitare l&#39;essiccazione della cornea. Durante la procedura di continuo monitoraggio della temperatura, frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca dell&#39;animale. Fisiologia materna dovrebbe rimanere stabile durante tutta la procedura. </li></ol> 2. chirurgico Prep e Scrub <ol><li> Utilizzando piccoli tagliatori animali rimuovere tutti i capelli nella regione addominale inferiore. Shave in un modello rettangolare con cura per evitare di intaccare i capezzoli o la generazione di eruzioni cutanee rasoio che può essere irritante per il futuro di cura di cuccioli nati vivi. </li><li> Preparare la pelle addominale alternando applicazione di povidone-iodio e il 70% di etanolo scrub con tamponi di cotone sterili. Ripetere la macchia in modo che iodopovidone e il 70% di etanolo sono ciascuno applicato 3x in modo alterno. Lasciate asciugare. </li><li> Confermare profondità dell&#39;anestesia via dell&#39;assenza di convergenza pizzico reflex. In assenza di riflessi e stimoli al dolore, ridurre il livello di isoflurano al 1%. </li><li> Usando i tovaglioli chirurgici sterili,drappeggio l&#39;animale. Fare attenzione a posizionare le tende in un angolo appropriato tale da massimizzare la quantità di liquido di irrigazione che assorbono pur non ostacolare il flusso di sangue per le corna uterine. </li></ol> 3. addominale laparotomia <ol><li> Usando un bisturi fare una incisione mediana 3 cm nella pelle addominale preparato. Senza mezzi termini sezionare lo strato di pelle dalla fascia addominale con le forbici. Utilizzando pinze e forbici chirurgiche, elevare lo strato fasciale addominale ed effettuare una incisione della linea alba avascolare per accedere alla cavità peritoneale. </li><li> Posizionare garza all&#39;esterno dell&#39;incisione e bagnare con soluzione fisiologica sterile. Utilizzando pinze smussato e pressione esterna sull&#39;addome, rimuovere delicatamente le corna uterine dalla cavità peritoneale e disporre sulla garza inumidita. </li><li> Evitare accuratamente entanglement e il contatto con gli intestini. Disporre feti con pinze contattando solo il tessuto muscolare in tra i singoli sacchi amniotici.Esporre e isolare i 4 arterie uterine utilizzando smussa. NOTA: Si deve prestare attenzione a sezionare le arterie uterine. Tessuto circostante e dei vasi stessi sono estremamente delicati. Danni ai vasi materni può causare sanguinamento, e nei casi più gravi, morte fetale e materna. </li></ol> 4. Posizionamento di clip per aneurisma <ol><li> Posizionare un G clip di topo 30 aneurisma dell&#39;arteria uterina ogni. Garantire la cessazione del flusso di sangue, tra cui prossimali e distali impulsi, e oscuramento dei vasi uterini tra cui singole placente. Coprire le corna a vista e tutto il campo chirurgico con garza ed irrigare con soluzione salina sterile. Fare attenzione a mantenere il campo umido con irrigazione circa ogni 10 min. </li><li> Dopo 60 minuti, rimuovere la garza e irrigare il campo. Assicurarsi che le corna uterine e le navi sono adeguatamente inumidite per la rimozione della clip di successo. Rimuovere delicatamente ogni clip aneurisma con pinze. Fare attenzione a non causare traumi alla nave, e maintl&#39;integrità dei tessuti ain durante la rimozione. </li><li> Lavare bene le corna uterine e campo, avendo cura di rimuovere eventuali discussioni randagi di garza dalle sacche amniotiche. </li></ol> 5. Iniezione di Lipopolisaccaride per Amniotic Sacs <ol><li> Alla base di ogni singolo sacco amniotico, solo anteriore alla piastra placentare, iniettare 100 ml di LPS (4 mg / sac) con colorante blu diluito di Evan per il liquido amniotico. Utilizzare pinze smussato per stabilizzare e ruotare ogni sacco amniotico per una posizione ottimale per l&#39;iniezione. Colorante blu di Evan è Diluire un mezzo di contrasto che è utile per confermare il corretto posizionamento siringa e l&#39;iniezione. NOTA: Usare solo un ultra-sottile siringa da 0,3 ml di insulina con annesso 8 millimetri 31 ago G per le iniezioni intra-amniotico. Usando aghi calibro maggiore comporterà la perdita del liquido amniotico cronica, morte fetale e il riassorbimento della gravidanza. Piccole quantità di perdite di liquido amniotico dopo l&#39;estrazione della siringa può essere mitigated dalla pressione diretta al sacco amniotico. Alcuni feti di ratto possono tollerare un certo grado di oligoidramnios. Tuttavia, la perdita di liquido amniotico acuta da puntura con i grandi aghi calibro, o puntura accidentale con conseguente perdita di fluido cronico, si traduce in perdita fetale e nei casi più gravi, la perdita di gravidanze vicini. </li><li> Irrigare il uterino corna 3x con soluzione salina sterile. </li></ol> 6. Chiusura della laparotomia <ol><li> Utilizzando pinze, tornare attentamente le corna uterine alla cavità peritoneale. Garantire un adeguato spazio tra le sacche amniotiche e l&#39;incisione mediana, nuovamente ravvicinare le bordi del livello muscolofasciale utilizzando una esecuzione di sutura 3-0 seta. Essere consapevoli del posizionamento dei sacchi amniotici durante la chiusura l&#39;incisione muscolo. Fare attenzione a non a suturare dentro o attraverso un sac. </li><li> Re-approssimare lo strato di pelle, usando una sutura 3-0 esecuzione seta, chiudendo lo strato di pelle. NOTA: La laparotomia deve essere chiuso in due strati di sutura continua per consentireper la pelle e l&#39;espansione muscolare con l&#39;aumentare della gestazione. Suture continue consentono di tensione ferita uniformemente distribuito. Punti staccati sono meno desiderati come più nodi sono irritanti e possono essere facilmente masticati dal topo in recupero da anestesia. Punti chirurgici non sono desiderati. Code dei nodi chirurgici devono essere tagliati molto corti (&lt;3 mm). </li><li> Iniettare 1 ml di 0,125% bupivacaina per via sottocutanea bordi intorno ferita con un ago 26 G. Somministrare una dose di 0,1 mg / kg per via sottocutanea alla buprenorfina nuca. </li><li> Spegnere isoflurano e asciugamano ratto asciutto, se necessario. Mettere in gabbia casa pulita e monitorare il recupero dall&#39;anestesia. Garantire ratto non diventi ipotermico. </li></ol> 7. postoperatoria recupero e cura <ol><li> Monitorare il ratto ogni 8-12 ore per 72 ore e poi tutti i giorni fino cuccioli sono nati (circa E22 o E23). Somministrare ulteriori dosi di buprenorfina q8-12 ore / 72 ore o prn come dettato dalla IACUC. </li><li> Monitorare ratti per segni di dolore, disagio, sanguinamento vaginale o sanguinamento dal sito chirurgico. Ispezionare le suture e incisione e fare attenzione a garantire topo non è masticare o rimuovendo i loro punti di sutura prematuramente. Anche se eccezionalmente raro, i ratti che compromettono i loro punti di sutura sono a rischio di deiscenza della ferita. NOTA: A volte i ratti possono ingerire quantità eccessive di biancheria da letto o di generi non alimentari, chiamato pica, come effetto collaterale di amministrazione buprenorfina. Anche se molto raro, topi devono essere monitorati per la pica e potenziale conseguente occlusione intestinale. </li></ol> 8. Tissue Processing e criosezionamento <ol><li> Per preparare Ematossilina e eosina (H &amp; E) la colorazione del cervello post-natale, rimuovere i cuccioli dalla loro gabbia casa il postnatale giorno 2 (P2). Utilizzando le forbici chirurgiche decapitano cuccioli di ratto e delicatamente rimuovere il cervello dal cranio. </li><li> Goccia correzione cervello in un tubo da 15 ml contenente 7 ml di 4% paraformaldeide in tampone fosfato(PBS). Posizionare il cervello a 4 ° C e fissare per 72 ore. </li><li> Dopo 72 ore, trasferire cervelli di una soluzione sterile di PBS contenente il 30% di saccarosio (w / v) e ritornare a 4 ° C. NOTA: Una volta cervelli goccia nella soluzione di saccarosio sono pronti per essere sezionato su un criostato. </li><li> Rapidamente congelare il cervello e il montaggio su pestello criostato per l&#39;acquisizione di sezioni coronali congelate. Tagliare 20 micron sezioni coronali congelate e montare su vetrini. Assicurarsi che le sezioni sono raccolti in serie. </li><li> Lasciare i vetrini si asciughino notte a temperatura ambiente. Conservare scivola a -20 ° C. </li></ol> 9. ematossilina &amp; eosina <ol><li> Prendere scivolo montato sezioni congelate e caldo a temperatura ambiente. NOTA: Preparare tutte le soluzioni fresco. </li><li> Collocare i vetrini in una diapositiva set più calda a 50 ° C per 2 ore. </li><li> Trasferire i vetrini in un rack per colorazione. Dip scivola 10x in acqua bidistillata deionizzata (DDH 2 O). </li><li> Incubare i vetrini in 100% ematossilina per 5 min. Time in ematossilina può essere ottimizzata a seconda del grado di colorazione viola. </li><li> Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min. </li><li> Dip scivola 15x in alcool acido (250 ml 70% di etanolo + 1 ml di acido cloridrico). </li><li> Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min. </li><li> Incubare in 1% di carbonato di litio per 2 min. </li><li> Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min. </li><li> Incubare in 95% di etanolo per 1 min. </li><li> Immergere i vetrini 7x in 100% eosina. Numero di cali di Eosina può essere modificato a seconda del grado di colorazione rosa. </li><li> Immergere i vetrini in 5x 95% di etanolo. </li><li> 5x Dip diapositiva in una nuova variazione del 95% di etanolo. </li><li> Incubare i vetrini in etanolo al 100% per 1 min. </li><li> Incubare i vetrini in una nuova variazione di etanolo 100% per 1 min. </li><li> Incubare i vetrini in 100% xilene per 15 min. NOTA: passaggi xilene emontavetrini dovrebbe avvenire in una cappa aspirante. </li><li> Incubare i vetrini a nuove modifiche di xilene per 15 min. </li><li> Coverslip con Permount e lasciare asciugare in cappa. </li><li> Immagine vetrini con un microscopio ottico. </li></ol>

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<li>Burd, I., Brown, A., Gonzalez, J. M., Chai, J., Elovitz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+term+chorioamnionitis+unraveling+causes+of+adverse+neurological+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Repro+Sci%22%5BJournal%5D)">A mouse model of term chorioamnionitis unraveling causes of adverse neurological outcomes.</a> Repro Sci. 18, 900-907 (2011).</li>
<li>Bergeron, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((White+matter+injury+and+autistic+like+behavior+predominantly+affecting+male+rat+offspring+exposed+to+group+B+streptococcal+maternal+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Devel+Neurosci%22%5BJournal%5D)">White matter injury and autistic like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation.</a> Devel Neurosci. 35, 504-515 (2013).</li>
<li>Uchida, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Ureaplasma+parvum+lipoprotein+multiple+banded+antigen+on+pregnancy+outcome+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Reprod+Immunol%22%5BJournal%5D)">Effects of Ureaplasma parvum lipoprotein multiple banded antigen on pregnancy outcome in mice.</a> J Reprod Immunol. 100, 118-127 Forthcoming.</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Encefalopatia di prematurità è difficile da modellare negli animali a causa della complessa interazione di eziologie, decorso dello sviluppo neurologico, complessità di formazione delle reti cerebrale umana, meccanismi di danno che si sovrappongono, e le diverse fenotipi di CNS insulti manifestano nei neonati prematuri umani. EoP è associato con specifiche vulnerabilità delle cellule di tipo (cioè oligodendrociti immaturi) 21, così come diversi percorsi evolutivamente regolamentati (cioè a p...

Con oltre il 12% dei bambini nati negli Stati Uniti prima di 37 settimane di età gestazionale stimata 1, danno cerebrale perinatale (PBI) da prematurità è una causa importante di invalidità permanente. PBI da prematurità, encefalopatia anche chiamato di prematurità (EOP), colpisce tutto il sistema nervoso centrale (SNC). Lesioni del sistema nervoso centrale spesso inizia in utero, ed è aggravata da processi prenatali tra cui corionamnionite e le complicanze post-natali, quali ipossia e sepsi. PBI da insulti sistemici altera neurosviluppo e porta alla paralisi cerebrale, epilessia, ritardo cognitivo e numerosi disturbi neuropsichiatrici che interessano la regolazione emotiva, la memoria e la funzione esecutiva 1,2. Anche se sono stati fatti molti progressi, una comprensione limitata rimane di come le conseguenze cellulari e molecolari delle lesioni del sistema nervoso centrale da parto pretermine traducono alla moltitudine di sequele neurologiche nei bambini che sono nati pretermine. Questa mancanza di conoscenze posterioriERS diagnosi in tempo reale del sistema nervoso centrale la gravità delle lesioni e il dosaggio informato degli interventi emergenti. Inoltre, adeguate all&#39;età strategie terapeutiche per questa popolazione di pazienti vulnerabili rimangono elusivi. Infiammazione intrauterina è molto comune in estrema prematurità e coinvolge una cascata infiammatoria materno-fetale-placentare complesso 3. Infezione intrauterina è spesso subclinica. Risultati placentari specifiche coerenti con infiammazione acuta, o corionamnionite istologico, sono i principali determinanti della risposta infiammatoria fetale e sono coincidenti con lesioni cerebrali associati alla nascita pretermine 3-5. In effetti, la risposta infiammatoria fetale ha implicazioni cliniche distinte per i risultati a lungo termine da parto pretermine. I bambini che sono piccoli per l&#39;età gestazionale (SGA) o che sperimentano infezione sono particolarmente vulnerabili alle deficit neurologico 3,4. Corionamnionite è una diagnosi patologica tipica dopo la nascita pretermine <sup&gt; 6,7, e l&#39;esame istologico rivela segni di infiammazione nel 70% dei bambini nati da placente molto pretermine 4. Inoltre, corionamnionite è associato a deterioramento cognitivo a due anni 8. La prova di ipoperfusione vascolare materno nella placenta dei bambini nati estremamente pretermine è anche associata a paralisi cerebrale durante l&#39;infanzia 9. L&#39;impatto sinergica di corionamnionite e difetti di perfusione placentare è ben illustrato dal notevolmente alto rischio di esiti neurologici anormali in questa popolazione di pazienti in due anni di 10,11 anni. Per simulare difetti umani placentare perfusione sistemici e corionamnionite associati con l&#39;infiammazione patogeno-indotta, abbiamo sviluppato un modello di prenatale transitorio sistemica ipossia-ischemia (TSHI) in combinazione con lipopolisaccaride intra-amniotico (LPS) nei ratti. Il nostro obiettivo era quello di adattare il nostro modello di TSHI solo nei ratti 12-16 per includere infiammazione intrauterina,per facilitare la modellazione preclinico di lesioni del sistema nervoso centrale associato a nascita pretermine. TSHI solo ha rivelato la perdita persistente di cellule lignaggio oligodendrogliali, neuroni corticali, aumento della morte cellulare, e elevati livelli di citochine pro-infiammatorie, con intervalli ischemici progressivi che portano a un modello graduato di lesioni compatibili con lesioni cerebrali prenatale 16. Le modifiche ai componenti ischemiche di questo modello hanno anche dimostrato deficit nella codifica della memoria, a breve e memoria a lungo termine e le alterazioni muscolo-scheletriche lievi nei ratti come 17-19 invecchiano. In effetti, abbiamo precedentemente dimostrato che la combinazione di TSHI + LPS ricapitola le caratteristiche fisiopatologiche della EoP, tra cui oligodendrociti e perdita neuronale, danno assonale, infiammazione cellulare e anomalie funzionali 20.

<table><tbody><tr><td>Soluzione salina, 0,9%</td> <td>Sigma</td><td>S8776</td><td></td></tr><tr><td>LPS 011B4</td><td>Sigma</td><td>L2630</td><td></td></tr><tr><td>Evan's Blue Dye</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Guanti chirurgici</td><td>Biogel</td><td>40870</td><td></td></tr><tr><td>O Asciugamani</td><td>Cardinal Health</td><td>287000-008</td><td>Tamponi sterili</td></tr><tr><td>per la preparazione dell'alcol PDI Fisherbrand</td><td></td><td>06-669-62</td><td></td></tr><tr><td>Tosatrici ricaricabili Mini Arco</td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>CL8787</td><td></td></tr><tr><td>Scrub chirurgico Betadine</td><td>Purdue Products L.P.</td><td>67618-151-17</td><td></td></tr><tr><td>Lubrificante per gli occhi</td><td>Refresh Lacri Lube</td><td>00023-0312</td><td></td></tr><tr><td>Pinze smussate</td><td>Roboz</td><td>RS-8100</td><td></td></tr><tr><td>Forbici</td><td>Roboz</td><td>RS-6808</td><td></td></tr><tr><td>Forbici chirurgiche</td><td>Roboz</td><td>RS-5880</td><td></td></tr><tr><td>Forbici chirurgiche</td><td>FST</td><td>14002-16</td><td></td></tr><tr><td>Siringa</td><td>BD</td><td>309628</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Ago</td><td>BD</td><td>305122</td><td>25G 5/8</td></tr><tr><td>Ago</td><td>BD</td><td>305128</td><td>30G 1</td></tr><tr><td>Applicatori con punta in cotone Fisherbrand</td><td></td><td>23-400-114</td> Spugna di garza di cotone <td>sterile piccola da 6 pollici</td></tr><tr><td></td><td>Fisherbrand</td><td>22-362-178</td><td></td></tr><tr><td>Portaaghi</td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>INS600109</td> Clip per vasi <td>STR da 12,5 cm</td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>INS600120</td><td>30G Pressione</td></tr><tr><td>3-0 Perma Mano Seta Suture</td><td>Ethicon</td><td>1684G</td><td>Nero intrecciato, 3-0 (2 metrico), 18", non assorbibile,&nbsp; PS-1 Ago da 24 mm, siringhe da insulina a 3/8 di cerchio</td></tr><tr><td></td><td>BD</td><td>328438</td><td>0,3 cc 3 mm 31G</td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carbonato di litio</td><td>Acros Chemicals</td><td>554-13-2</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus Vetrini per microscopio</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>Ematossilina</td><td>Leica</td><td>3801521</td><td>Surgipath Gill II Ematossilina</td></tr><tr><td>Eosina</td><td>Leica</td><td>3801601</td><td>Surgipath Eosina</td></tr><tr><td>Xileni</td><td>Fisherbrand</td><td>X3S-4</td><td>Grado istologico</td></tr><tr><td>Permount</td><td>Fisherbrand</td><td>SP15-100</td><td></td></tr><tr><td>Coverglass</td><td>Fisherbrand</td><td>12-548-5P</td><td>Fisher Finest Bicchiere di copertura premium</td></tr></tbody></table>

modellazione encefalopatia di prematurità utilizzando prenatale ipossia-ischemia con lipopolisaccaride intra-amniotico in ratti

Modeling Encephalopathy of Prematurity Using Prenatal Hypoxia-ischemia with Intra-amniotic Lipopolysaccharide in Rats

Encefalopatia di prematurità (EOP) è un termine che comprende il sistema nervoso centrale (SNC) anomalie associate alla nascita pretermine. Per migliori obiettivi anticipo traslazionali e scoprire nuove strategie terapeutiche per le lesioni del cervello associata alla nascita pretermine, modelli preclinici di EoP devono includere meccanismi simili di lesioni globale prenatale osservato negli esseri umani e coinvolgere più componenti del sistema materno-placentare-fetale. Idealmente, i modelli dovrebbero produrre un simile spettro di deficit funzionali nell&#39;animale maturo e ricapitolare molteplici aspetti della fisiopatologia. Per simulare difetti umani sistemici placentari perfusione placentare, ipoperfusione e / o corioamnionite associate a infiammazione patogeno-indotta nei primi mesi del parto pretermine, abbiamo sviluppato un modello di prenatale transitorio sistemica ipossia-ischemia (TSHI) in combinazione con lipopolisaccaride intra-amniotico (LPS). In gravidanza ratti Sprague Dawley, TSHI via uterina occlusione dell&#39;arteria on giorno embrionale 18 (E18) induce un difetto ipoperfusione placentare graduata associata con l&#39;aumento danno del sistema nervoso centrale del feto. Se combinato con iniezioni intra-LPS amniotico, infiammazione placentare è aumentata e il danno del sistema nervoso centrale è aggravato con associati materia, andatura e di imaging anomalie bianchi. Prenatale TSHI e TSHI + LPS insulti prenatali incontrano molti dei criteri di un modello EoP compreso ricapitolando l&#39;insulto intrauterina, causando la perdita di neuroni, oligodendrociti e degli assoni, la perdita di piastra e deficit funzionali in animali adulti che imitano quelli osservati nei bambini nati estremamente pretermine. Inoltre, questo modello consente la dissezione di infiammazione indotta da tipi di lesioni divergenti.

A seguito di TSHI + LPS a E18, ematossilina e eosina rivela significative alterazioni istopatologiche sia la placenta (Figura 1) e nel cervello (Figura 2). Placente esaminate su E19 e E21 sono grossolanamente edematosi con micro-emorragie e necrosi in tutto il decidua e labirinto. Si osserva anche infiltrato infiammatorio e significativo aumento della vascolarizzazione. Brains esaminati sulla P2 rivelano ventricolomegalia, così come la perdita di materia bianca e piastra neuroni rispett...

L'encefalopatia del prematuro comprende le anomalie del sistema nervoso centrale associate a lesioni da parto pretermine. Questo rapporto descrive un modello di ratto clinicamente rilevante di ipossia-ischemia sistemica transitoria in utero e somministrazione intra-amniotica di lipopolisaccaridi (LPS) che imita la corioamnionite e l'impatto correlato degli stimoli infettivi e della sottoperfusione placentare sullo sviluppo del SNC.

Modellazione Encefalopatia di prematurità Utilizzando prenatale ipossia-ischemia con Lipopolisaccaride intra-amniotico in ratti

Encephalopathy of prematurity (EoP) is a term that encompasses the central nervous system (CNS) abnormalities associated with preterm birth. To best ...

L'obiettivo generale di questo intervento chirurgico è fornire un modello riproducibile di danno cerebrale associato alla nascita estremamente pretermine, inducendo un’ipossia sistemica transitoria in utero, ischemia e infiammazione intra-amniotica per riprodurre, nei ratti, l'insufficienza placentaria e la corioamnionite. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali sulla patogenesi del danno cerebrale perinatale derivante da processi intrauterini, favorendo lo sviluppo di strategie terapeutiche mirate. Il principale vantaggio di questa tecnica è che induce un danno sistemico che imita gli insulti intrauterini da infezione e da ipossia-ischemia, producendo deficit neurologici funzionali nel ratto adulto.Questo modello è particolarmente adatto per analizzare i meccanismi di danno legati all'infiammazione. Poiché gli stimoli da ipossia, ischemia e infezione possono essere testati singolarmente o in combinazione per indurre una lesione, la procedura verrà dimostrata da Lindsey Chan, un tecnico del nostro laboratorio. Prima di iniziare la procedura, utilizzare un rasoio elettrico per piccoli animali per rimuovere tutti i peli dalla regione addominale inferiore di

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Il modello di ratto post-natale per ipossico-ischemica lesioni cerebrali è un consolidato modello di umano neonatale encefalopatia ipossico ischemica (HIE). In questo articolo, si descrive il modello di HIE in post-natale cuccioli di ratto.

Il modello di encefalopatia ipossico ischemica di ischemia perinatale

Abbiamo stabilito modelli murini di leucomalacia periventricolare (PVL), il danno cerebrale predominante in neonati prematuri caratterizzata da lesioni della sostanza bianca periventricolare. Ipossia / ischemia con / senza infezione sistemica sono le cause primarie del PVL. Unilaterale legatura carotidea e l'esposizione ipossia con / senza iniezione lipopolisaccaride crea PVL-come le lesioni nei topi P6.

I modelli del mouse di leucomalacia periventricolare

Questo video dimostra il processo di induzione dell'interruzione della barriera emato-encefalica (BBB) e delle microemorragie cerebrali in un modello di ratto utilizzando lipopolisaccaride (LPS). Evidenzia la sequenza delle risposte immunitarie che portano ad un aumento della permeabilità della BBB e al conseguente danno al tessuto cerebrale.

Induzione di microemorragie cerebrali in un modello di ratto utilizzando lipopolisaccaride

Fonte: Jantzie, L. L., et. al. Modellazione dell'encefalopatia del prematuro utilizzando l'ipossia-ischemia prenatale con lipopolisaccaride intra-amniotico nei ratti. J. Vis. Exp. (2015)Questo video dimostra un protocollo per indurre condizioni ipossico-ischemiche e infiammatorie nei ratti fetali limitando il flusso sanguigno uterino e iniettando LPS, modellando la neuroinfiammazione e lo sviluppo cerebrale interrotto rilevanti per gli studi sulla nascita pretermine.

Induzione di condizioni ipossico-ischemiche e infiammatorie per modellare l'encefalopatia nei ratti prenatali

L'encefalopatia ipossico-ischemica a seguito di asfissia perinatale può essere studiata utilizzando modelli animali. Dimostriamo le procedure necessarie per stabilire un modello di suinetto di encefalopatia ipossico-ischemica neonatale.

Un modello di Piglet neonatale Hypoxic-ischemica Encefalopatia

Lieve ipoperfusione intrauterino è stato prodotto da stenosi dell'arteria con i microcoils metallici avvolti intorno le arterie uterine ed ovariche in ratti al giorno embrionale 17. Questa procedura ha prodotto prenatale ipoperfusione e restrizione della crescita intrauterina.

Un modello del ratto dell'ipoperfusione lieve intrauterina con stenosi Microcoil

Il metodo descrive lesioni cerebrali ipossichee-ischemiche e iperossiche ipossiche-iposiche e iperossiche nel furetto P17 per modellare la complessa interazione tra infiammazione prolungata e lesioni cerebrali ossidative sperimentate in un certo numero di neonati pretermine tardivi.

Un modello di ferreta di lesioni cerebrali late preterm ipossiche-ischemiche sensibilizzate all'infiammazione

Presentiamo un modello di emorragia intraventricolare neonatale utilizzando cuccioli di ratto che imita la patologia osservata negli esseri umani.

Modellazione dell'emorragia intraventricolare neonatale attraverso l'iniezione intraventricolare di emoglobina

L'idrocefalo postemorragico del prematuro (PHHP) può essere modellato nei ratti neonatali combinando corioamnionite ed emorragia intraventricolare. La combinazione di questi eventi prenatali e postnatali ricapitola accuratamente i segni clinici distintivi della PHHP, tra cui macrocefalia, ventricolomegalia ed elevata pressione intracranica, per tutta la durata della vita.

Modellazione dell'idrocefalo postemorragico del prematuro nei ratti

Occlusione filamentosa dell'arteria cerebrale media è un modello comune per lo studio di ictus ischemico nei topi.

Corsa di modellazione in Mouse - Medio occlusione dell&#39;arteria cerebrale con il Modello Filament

Scopri un modello riproducibile di lesione cerebrale da prematurità estrema utilizzando ipossia-ischemia prenatale e infiammazione intra-amniotica LPS nei ratti. Questo metodo aiuta a studiare la patogenesi delle lesioni perinatali cerebrali.

Modellazione Encefalopatia di prematurità Utilizzando prenatale ipossia-ischemia con Lipopolisaccaride intra-amniotico in ratti

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