Un metodo migliore per Rapid intubazione della trachea nei topi

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di fornire una somministrazione rapida, facile e affidabile dei reagenti nei polmoni murini tramite intubazione. Il metodo limita anche il rischio di danni residui ai tessuti circostanti ed è poco costoso. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nella biologia polmonare di base e nei meccanismi dei campi delle malattie.

Come il danno polmonare acuto e la fibrogenesi. I principali vantaggi di questa tecnica sono che è altamente riproducibile, facile da padroneggiare, non richiede attrezzature specializzate o lunghi tempi di recupero. La procedura deve essere eseguita utilizzando strumenti sterilizzati.

Quindi autoclavare in autoclave sia la pinza smussata che il depressore. In una cappa sterilizzata, preparare una scorta di reagente da somministrare tramite l'intubazione. Si consiglia un volume in bolo compreso tra 30 e 45 microlitri.

Sonicare la soluzione per 10 minuti a 35 kilohertz per garantire una miscelazione uniforme. A questo punto, prepara l'area di lavoro. Designare almeno un metro quadrato di spazio per lo spazio di lavoro stesso.

Così come luoghi distinti per gli animali sia prima che dopo la procedura. Ora, prepara una scheda procedurale. Questo modello personalizzato è tagliato da un foglio di alluminio e rinforzato da una staffa a T.

Sono disponibili anche schede commerciali simili. Usando alcune strisce di nastro adesivo, fissa la base della scheda procedurale al banco, in modo che sia direttamente di fronte allo sperimentatore. Quindi legare una sutura di lunghezza 4.0 tra le due viti di posizionamento della scheda procedurale.

Quindi, costruisci uno spirometro. Rimuovere gli stantuffi da tre siringhe da un millilitro. Quindi caricare fino a 60 microlitri di PBS nella parte superiore di ogni cilindro della siringa.

Fissare senza stringere una di queste tre siringhe al mozzo di un catetere. Quando è in uso, l'aria che emana dalla trachea provoca l'aumento e l'abbassamento del PBS nella canna. Posizionalo accanto alla scheda delle procedure.

Metti le altre due siringhe aggiuntive a portata di mano per fungere da backup. Quindi, in una quarta siringa, aspirare 300 microlitri d'aria e posizionarla su un lato della tavola. Prepara anche alcuni pezzi di nastro adesivo da sei pollici per fissare l'animale alla tavola.

Quindi, se necessario, allestire una camera di isoflurano. Collegare le linee di ossigeno, isoflurano e vuoto alle porte appropriate sulla camera e sul vuoto di svuotamento. Inizia con l'anestetizzazione del topo.

È importante sottolineare che fattori come l'età, il peso e la salute dell'animale possono modificare la risposta agli anestetici, ogni laboratorio dovrebbe ottimizzare l'esposizione all'isoflurano per soddisfare le proprie esigenze. Durante l'attesa, caricare il bolo di reagente in un puntale della pipetta e metterlo da parte. Quando il topo è sedato, sospenderlo per gli incisivi superiori dal filo sulla piattaforma procedurale, con il dorso dell'animale che giace piatto contro la superficie della piattaforma.

Ora, facendo attenzione a non limitare la ventilazione, fissare con nastro adesivo la parte inferiore della cavità toracica, appena sopra il diaframma, alla piattaforma, per mantenere l'animale allineato durante la procedura. Quindi, imposta l'illuminatore a collo d'oca dall'80 al 100%Posiziona la luce a uno o due centimetri dalla superficie della pelle vicino al plesso solare e controlla regolarmente che non stia surriscaldando la pelle. Da dietro la piattaforma, usa la pinza terminale smussata per localizzare la lingua.

Quindi, facendo attenzione ad evitare gli incisivi inferiori, afferrare delicatamente e tirare fuori la lingua dal cavo orale. Mentre si fissa la lingua, appiattirla con l'abbassatore nella mano non dominante, permettendo al forcipe di rilasciarsi. Ora, guida il collo d'oca approssimativamente dal plesso solare ai bronchi principali per illuminare la trachea.

La trachea può anche essere facilmente distinta dall'azione della respirazione, che farà fluttuare la luce in intensità quando lascia la trachea. Se posizionata correttamente, la trachea può essere vista come un perno di luce centrale, con una luce ambientale minima nella cavità orale stessa. Il catetere non deve entrare nella cavità orale fino a quando la vista della trachea non è ideale.

La trachea non può essere portata in vista attraverso la manipolazione della fonte di luce o del depressore. I ricercatori dovrebbero rilasciare la lingua e ritentare la procedura. Quindi, inclinare la siringa per seguire il percorso naturale della trachea.

E abbassare la punta del catetere calibro 22, con la siringa collegata contenente il PBS, direttamente nel lume. Ora, inserire il catetere in altri cinque millimetri e rimuovere l'abbassalingua. Se posizionata correttamente, la bolla PBS nel barile inizierà a salire e scendere ad ogni respiro.

Sii paziente quando cerchi questo indicatore poiché sia la sedazione pesante che quella leggera possono modificare la frequenza della respirazione. Quindi spostare la siringa sulla mano non dominante. Afferrando il mozzo, rimuovere delicatamente la siringa lasciando il catetere in posizione.

Dalla mano dominante, depositare il bolo di reagente preparato direttamente al centro del mozzo del catetere. Quindi collegare la seconda siringa con 300 microlitri d'aria ed espellere l'aria nel mozzo. Ciò contribuirà a garantire che il bolo sia ben distribuito nei polmoni.

Ora, rimuovi la siringa e sostituiscila con una siringa contenente la bolla di PBS. La bolla continuerà a salire e scendere se la procedura è stata eseguita con successo. Ora, rimuovi il catetere e il nastro adesivo.

E metti l'animale in un luogo caldo e asciutto fino a quando non riprende conoscenza. In genere entro un paio di minuti. I topi intubati sono stati monitorati quotidianamente per la perdita di peso.

I topi sono stati raccolti a quattro, 10 e 17 giorni dopo l'intubazione intratracheale con bleomicina. Il lavaggio broncoalveolare è stato raccolto da questi polmoni e analizzato. Livelli elevati di IgM hanno dimostrato un significativo aumento tempo-dipendente della permeabilità polmonare, indicativo di disfunzione della barriera epiteliale e/o endoteliale.

I polmoni destri sono stati riparati e colorati con il tricromo di Masson. La risposta fibrogenica, un marcatore ben consolidato del contenuto totale di collagene, è stata quantificata. Le sezioni istologiche hanno evidenziato un ispessimento dell'interstizio polmonare dipendente dal trattamento e un aumento delle lesioni fibrotiche.

Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in meno di un minuto se eseguita correttamente. Durante il tentativo di questa procedura è importante ricordare che la manipolazione dei tessuti molli che circondano la trachea non è necessaria o raccomandata. E può compromettere sia la salute dell'animale, sia l'integrità dell'esperimento.