Name: Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Découvrez une méthode d'intubation trachéale rapide chez la souris pour administrer des agents dans les poumons. Cette technique reproductible limite les dommages tissulaires et ne nécessite pas d'équipement spécialisé.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs remercient Brian Johnson de l&#39;histologie et Imaging Core à l&#39;Université de Washington de l&#39;aide pour la coloration et l&#39;analyse trichrome. Ce travail a été soutenu par le NIH subventions HL098067 et HL089455.

Les soins et l&#39;utilisation des comités institutionnels animaux (IACUC) à l&#39;Université de Washington et de Cedars-Sinai Medical Center ont approuvé les travaux nécessaires à ces études animales. 1. Préparation <ol><li> Stériliser les deux pinces à extrémité franche et l&#39;autoclave abaisse via. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un poste de sécurité microbiologique, préparer un stock de travail de BLM dans PBS de la poudre lyophilisée. Sonication la solution pendant 10 min à 35 kHz pour assurer un mélange homogène. Remarque: Un volume total compris entre 30 et 45 pi est recommandée pour éviter pipetage variation sur le bas de gamme, et la suffocation avec des volumes plus importants. </li><li> Préparer un espace de travail propre qui comprend environ 1 m 2 pour la procédure elle-même, ainsi que des endroits désignés pour les cages à la fois avant et après la procédure. </li><li> Fixer la base de la procédure conseil sur le banc juste en face du chercheur en mettant 2 ou 3 bandes de ruban de laboratoire à travers la base et Ss-ying banc. Voir la figure 1 pour plus de spécifications sur la création d&#39;un conseil. </li><li> Attachez une seule longueur de taille 4.0 fil de suture entre les deux vis de la carte de la procédure de positionnement. </li><li> Générer un spiromètre de fortune en enlevant et en écartant le piston de trois seringues de 1 ml, et le dépôt de 60 ul de PBS dans la partie supérieure de chaque cylindre pour former un joint étanche à l&#39;air. Fixer le moyeu du cathéter de manière lâche l&#39;une des seringues et le placer sur un côté de la planche. </li><li> Aspirer 300 pi d&#39;air dans une seringue de 1 ml et placez-le sur un côté de la planche. </li><li> Couper une pièce supplémentaire de bande d&#39;environ 6 pouces de longueur et la mettre de côté. Il sera utilisé pour fixer l&#39;animal à la carte à l&#39;étape 2.4. </li><li> Mettre en place une chambre isoflurane. Fixez O 2, l&#39;isoflurane et vide aux ports appropriés à la fois la chambre d&#39;exposition et le vide de dégagement. Alternativement, d&#39;administrer un anesthésique dans un isoflurane compatible biologiqueenceinte de sécurité. </li></ol> 2. intubation <ol><li> Anesthésier la souris avec de l&#39;isoflurane dans la chambre jusqu&#39;à ce qu&#39;il perde conscience et la respiration ralentit à un taux approprié. Une exposition typique comprend 4% d&#39;isoflurane et 2% d&#39;O 2 pendant 3 à 4 min, et le résultat idéal est de 2 à 2,5 minutes de la sédation. Cela correspond à un taux de respiration 1 toutes les 2 s de respiration. </li><li> En attendant que la sédation de mettre en, aspirer entre 30 et 45 pi de BLM dans une pipette et la mettre de côté. </li><li> Lorsque vous êtes prêt, de suspendre la souris sous sédation par ses incisives supérieures du fil attaché aux vis de la plate-forme de la procédure de positionnement. Assurez-vous que le dos de l&#39;animal repose à plat sur la surface de la plate-forme. </li><li> En faisant attention de ne pas restreindre la ventilation, placez un morceau de ruban adhésif de manière lâche à travers le (caudale) partie inférieure de la cage thoracique, juste au-dessus du diaphragme. Le placement doit être assez serré pour maintenir un alignement correct au cours de la procedure, mais pas tellement serré qu&#39;il restreint la respiration. </li><li> Allumer le dispositif d&#39;éclairage entre 80% et 100% d&#39;intensité et d&#39;orienter le col de cygne de sorte qu&#39;il est de 1 à 2 cm de la surface de la peau, à proximité du plexus solaire. Vérifiez régulièrement la pointe du col de cygne pour la chaleur pour assurer qu&#39;il ne nuit pas à la souris. </li><li> Debout derrière la plate-forme, utilisez les, pince à extrémités franches stériles pour localiser la langue. En veillant à éviter les incisives inférieures, doucement adhérence et d&#39;en tirer la langue hors de la cavité buccale. </li><li> En utilisant la main restant, insérer le dépresseur et l&#39;utiliser pour aplatir la langue contre le fond de la cavité buccale. Relâchez la pince, mais laisser le abaisse en place pour les deux étapes suivantes. </li><li> Orienter la lumière de sorte que la trachée est visible par le col de cygne de guidage de manière proximale par rapport au niveau du plexus solaire jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne le niveau des bronches de l&#39;axe principal. Remarque: La trachée peut être facilement distinguée par l&#39;action de la respiration, WHIch provoque la lumière émise à fluctuer en intensité. Lorsqu&#39;il est correctement positionné, cette structure sera discernable dans le plan axial une broche situé au centre de la lumière avec un minimum de lumière ambiante dans la cavité buccale elle-même. </li><li> Angle de la seringue afin qu&#39;il suive le chemin naturel de la trachée, et abaisser l&#39;extrémité du cathéter 22-G, avec la seringue attachée contenant la goutte, directement dans la lumière. La bulle PBS va commencer à monter et descendre à chaque respiration lors du placement réussi. Remarque: Cette action peut être retardée de plusieurs secondes à la suite de la sédation profonde. </li><li> Nourrir le cathéter dans un supplément de 5 mm. Retirer l&#39;abaisse-langue. </li><li> Décaler la seringue à la main opposée, et saisir le moyeu, retirez délicatement la seringue. </li><li> Dépôt entre 30 et 45 pi de BLM dans le centre de l&#39;intérieur du moyeu de cathéter, fixer la deuxième seringue et dispense 300 pi de l&#39;air dans le moyeu. </li><li> Remplacer la deuxièmeseringue avec le premier contenant la bulle de PBS. La bulle va continuer à augmenter et à l&#39;automne si la procédure a été effectuée avec succès. </li></ol> Soins 3. postopératoire <ol><li> Retirer le cathéter et la bande, et placer l&#39;animal dans un endroit chaud et sec jusqu&#39;à ce qu&#39;elle reprenne conscience - généralement au bout de quelques minutes. </li></ol>

<ol><li>Hyde, D. M., Hamid, Q., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy%2C+pathology%2C+and+physiology+of+the+tracheobronchial+tree%3A+emphasis+on+the+distal+airways%5BTitle%5D)+AND+%22J+Allergy+Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Anatomy, pathology, and physiology of the tracheobronchial tree: emphasis on the distal airways.</a> J Allergy Clin Immunol. 124, S72-S77 (2009).</li>
<li>Rosenthal, N., Brown, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+ascending%3A+perspectives+for+human-disease+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The mouse ascending: perspectives for human-disease models.</a> Nat Cell Biol. 9, 993-999 (2007).</li>
<li>Peters, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+as+a+model+for+human+biology%3A+a+resource+guide+for+complex+trait+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">The mouse as a model for human biology: a resource guide for complex trait analysis.</a> Nat Rev Genet. 8, 58-69 (2007).</li>
<li>Baron, R. M., Choi, A. J., Owen, C. A., Choi, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+manipulated+mouse+models+of+lung+disease%3A+potential+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Genetically manipulated mouse models of lung disease: potential and pitfalls.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 485-497 (2012).</li>
<li>Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+Clin+Evid%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome.</a> BMJ Clin Evid. 2010, (2010).</li>
<li>Saguil, A., Fargo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%3A+diagnosis+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Fam+Physician%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome: diagnosis and management.</a> Am Fam Physician. 85, 352-358 (2012).</li>
<li>Wilson, M. S., Wynn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+fibrosis%3A+pathogenesis%2C+etiology+and+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunol%22%5BJournal%5D)">Pulmonary fibrosis: pathogenesis, etiology and regulation.</a> Mucosal Immunol. 2, 103-121 (2009).</li>
<li>Wuyts, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathogenesis+of+pulmonary+fibrosis%3A+a+moving+target%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">The pathogenesis of pulmonary fibrosis: a moving target.</a> Eur Respir J. 41, 1207-1218 (2013).</li>
<li>Mouratis, M. A., Aidinis, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+pulmonary+fibrosis+with+bleomycin%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pulm+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling pulmonary fibrosis with bleomycin.</a> Curr Opin Pulm Med. 17, 355-361 (2011).</li>
<li>Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bleomycin+animal+model%3A+a+useful+tool+to+investigate+treatment+options+for+idiopathic+pulmonary+fibrosis%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis?</a> Int J Biochem Cell Biol. 40, 362-382 (2008).</li>
<li>Myllärniemi, M., Kaarteenaho, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+treatment+of+idiopathic+pulmonary+fibrosis+-+preclinical+and+clinical+studies+of+pirfenidone%2C+nintedanib%2C+and+N-acetylcysteine%5BTitle%5D)+AND+%22European+Clinical+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">Pharmacological treatment of idiopathic pulmonary fibrosis - preclinical and clinical studies of pirfenidone, nintedanib, and N-acetylcysteine.</a> European Clinical Respiratory Journal. 2, (2015).</li>
<li>Reinert, T., Baldotto, C. S. dR., Nunes, F. A. P., Scheliga, A. A. dS. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bleomycin-Induced+Lung+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Bleomycin-Induced Lung Injury.</a> Journal of Cancer Research. 2013, 1-9 (2013).</li>
<li>Lakatos, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oropharyngeal+aspiration+of+a+silica+suspension+produces+a+superior+model+of+silicosis+in+the+mouse+when+compared+to+intratracheal+instillation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation.</a> Exp Lung Res. 32, 181-199 (2006).</li>
<li>Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+tracheal+instillation+of+solutes+into+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Osier, M., Oberdorster, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+inhalation+vs+intratracheal+instillation%3A+differences+in+particle+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Fundam+Appl+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Intratracheal inhalation vs intratracheal instillation: differences in particle effects.</a> Fundam Appl Toxicol. 40, 220-227 (1997).</li>
<li>Driscoll, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+instillation+as+an+exposure+technique+for+the+evaluation+of+respiratory+tract+toxicity%3A+Uses+and+Limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: Uses and Limitations.</a> Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol (1985). 106, 984-987 (1985).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab Anim. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> J Vis Exp. , e50601(2013).</li>
<li>Starcher, B., WIlliams, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+intratracheal+instillation+of+endotoxin+into+the+lungs+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice.</a> Lab Anim. 23, 234-240 (1989).</li>
<li>Daubeuf, F., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performing+bronchoalveolar+lavage+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Performing bronchoalveolar lavage in the mouse.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 2, 167-175 (2012).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severe+lung+fibrosis+requires+an+invasive+fibroblast+phenotype+regulated+by+hyaluronan+and+CD44%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Severe lung fibrosis requires an invasive fibroblast phenotype regulated by hyaluronan and CD44.</a> J Exp Med. 208, 1459-1471 (2011).</li>
<li>Grazioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CYR61+%28CCN1%29+overexpression+induces+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">CYR61 (CCN1) overexpression induces lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 308, L759-L765 (2015).</li>
<li>Redente, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+necrosis+factor-alpha+accelerates+the+resolution+of+established+pulmonary+fibrosis+in+mice+by+targeting+profibrotic+lung+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Tumor necrosis factor-alpha accelerates the resolution of established pulmonary fibrosis in mice by targeting profibrotic lung macrophages.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 825-837 (2014).</li>
<li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intubation-mediated+intratracheal+%28IMIT%29+instillation%3A+a+noninvasive%2C+lung-specific+delivery+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> J Vis Exp. , e52261(2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans les cas où aérosol est impossible, en raison de la disponibilité limitée de réactifs, de la sécurité, ou le coût, l&#39;administration de la trachée directe est une méthode supérieure pour l&#39;administration d&#39;agents exogènes dans les poumons 16 transtrachéale instillation a été largement utilisé à cette fin.; Cependant, comme pour toute intervention chirurgicale, il porte aussi en elle le risque de complications causées par la procédure elle-même, et pas nécessairement l&#39;agent étant inculqué. ...

En dépit de quelques différences anatomiques et physiologiques, 1 modèles murins continuent à être très précieux pour la modélisation de la biologie humaine et la pathogenèse de la maladie. 2 Du point de vue l&#39;élevage, les souris sont faciles à manipuler, avoir un temps de reproduction faible, une durée de vie accélérée, et sont relativement peu coûteux à la maison. Avec le développement de souches diverses génétiques et stratégies (ex., Knock-out conditionnel, souris rapporteurs, les approches de la lignée de traçage, etc.), ainsi que la large gamme de réactifs disponibles (par ex., Des anticorps, des protéines recombinantes, des inhibiteurs, etc.), les souris sont devenues un organisme modèle vertébré essentiel pour découvrir les processus de l&#39;homéostasie et les maladies humaines. 3 Les souris ont été particulièrement précieux pour l&#39;étude des conditions pulmonaires, y compris les lésions aiguës du poumon (ALI) et la fibrose pulmonaire. 4 ALI chez l&#39;homme peut être causée par un traumatisme, une blessure ou une septicémie et se caractérise par l&#39;épithélium etfuite endothéliale (ie., oedème), l&#39;inflammation et la fibrose naissante. Chez de nombreux patients, ALI progresse à sa forme sévère, syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA), ce qui se traduit souvent par la fibrose et de la mort par insuffisance respiratoire. 5,6 La fibrose pulmonaire est une pathologie évolutive fatale caractérisée par le dépôt excessif de matrice extracellulaire , notamment collagène de type I, qui conduit à la fonction pulmonaire. 7,8 administration de la bléomycine (BLM) est le modèle le plus largement utilisé et le meilleur caractérisé pour induire ALI et de la fibrose chez les animaux expérimentaux. 9 Bien que BLM-induit une fibrose pulmonaire chez les rongeurs ne récapituler pas pleinement les phénotypes fibrotiques humains, 10 des études de souris avec ce modèle ont conduit à la découverte de nombreux facteurs importants influant sur ​​l&#39;apparition et la progression de la maladie 11. Bien que le mécanisme exact (s) derrière fibrogenèse induite BLM-ne sont pas connus, la blessure initiationon pense résultant d&#39;un contact dépendant des brins d&#39;ADN des pauses dans les cellules épithéliales qui tapissent les voies aériennes et les alvéoles, et en particulier, tapez 1 pneumocytes. 12 La nécessité d&#39;un contact direct entre BLM et l&#39;épithélium pulmonaire met en évidence l&#39;importance d&#39;un itinéraire de livraison robuste , et ces préoccupations sont également pertinentes pour un large éventail de traitements ciblés pour les voies aériennes distales, y compris les protéines recombinantes, les anticorps, siRNA, virus, bactéries, particules, et plus encore. Aspiration oropharyngée (OPA) a été largement utilisé à cette fin 13, mais un défaut majeur de l&#39;OPA est qu&#39;une partie de l&#39;agent livré peut être avalé dans le tractus gastro-intestinal, ce qui conduit à l&#39;imprécision de la dose administrée. Une autre approche est largement utilisé instillation transtracheale, ce qui implique une trachéotomie sous anesthésie forte pour exposer la trachée et l&#39;instillation d&#39;un agent directement dans les voies respiratoires. 14 Cependant, non seulement, de tellesune procédure pas souhaitable en raison de son invasivité, mais il est aussi prend du temps, nécessite un peu juste de la formation, et provoque une blessure puissant pour les voies respiratoires. 15,16 Plusieurs protocoles ont été élaborés qui impliquent l&#39;administration directe des agents dans le trachée sans avoir besoin d&#39;une intervention chirurgicale, 16,17,18,19,20 mais ces méthodes impliquent étendues temps de récupération causée par les anesthésiques puissants, l&#39;utilisation d&#39;un équipement coûteux (ie., otoscope / laryngoscope, disponibles dans le commerce planches de procédure, fibre optique fils, etc.), un excès de manipulation dans la cavité buccale, et l&#39;incertitude en ce qui concerne le dosage. Le présent document décrit une méthode relativement facile de l&#39;administration par intubation qui permet à un chercheur rapidement, à moindre coût, et inculquer de manière fiable un réactif dans le poumon murin avec un risque limité de dommages résiduels aux tissus environnants.

<table><tbody><tr><td>Bléomycine pour injection, 30 unités/flacon</td><td>APP Pharmaceuticals, LLC</td><td>103720</td><td>Pour de meilleurs résultats, le BLM doit être suspendu dans du PBS, aliquoteé et stocké sous forme d’aliquotes lyophilisées à usage unique</td></tr><tr>Pince <td></td><td></td><td></td>à<td>bout émoussé</td></tr><tr><td>Abaisse-langue (c’est-à-dire électrode de lame Valleylab pliée, 2,4")&nbsp ;</td><td>Covidien</td><td>E1551G</td><td>Avant utilisation, créez une courbure à 45 degrés à 1,5 cm de la pointe de la lame. Un abaisseur approprié peut également être créé à partir de n’importe quel outil métallique de dimensions similaires.</td></tr><tr><td>Exel Safelet Cathéter 22G X 1"</td><td>Exel International</td><td>26746</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Seringue jetable à tuberculine à embout glissant (200/sp, 1600/ca)</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>0,2 ml Pipette et embouts</td><td></td><td></td><td></td>filtrants</tr><tr><td>Illuminateur Fiber-Lite. Modèle 181-1 : Le modèle 180 est accouplé à l’illuminateur standard à col de cygne double</td><td>Dolan Jenner Industries, Inc.</td><td>181-1</td><td>Les illuminateurs LED à faible rendement ne sont pas recommandés car ils n’éclairent pas correctement la trachée.</td></tr><tr>Carte <td></td><td></td><td>d’intubation</td><td>Voir schéma 1.</td></tr><tr><td>Ruban d’étiquette coloré : 0,5 po dans. Large Fisherbrand</td><td></td><td>15-901-15A</td><td></td></tr><tr><td>Oxygène&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate, 1X</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td>Le produit doit être stérile</td></tr><tr><td>Bobine de suture tressée noire en soie non stérile, 91,4 m, taille 4-0</td><td>Appareil de Harvard</td><td>517698</td><td></td></tr><tr><td>appareil d’anesthésie de table Isoflurane</td><td>Highland Medical Equipment</td><td></td><td>http://www.highlandmedical.net/</td></tr> <tr><td>Slide Top Induction Mouse Isoflurane Chamber</td><td>MIP / Anesthesia Technologies</td><td>AS-01-0530-SM</td><td></td></tr><tr><td>FORANE (isoflurane, USP) Liquide pour inhalation 100 mL&nbsp ;</td><td>Baxter</td><td>1001936040</td><td></td></tr><tr><td> Système de pathologie numérique Nanozoomer</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IgM ELISA Quantification Kit&nbsp ;</td><td>Laboratoires Bethyl</td><td>E90-101</td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode améliorée pour rapid intubation de la trachée chez la souris

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Malgré certaines différences anatomiques et physiologiques, les modèles murins continuent d’être un outil essentiel pour l’étude des maladies pulmonaires humaines. La toxicité de la bléomycine est un modèle couramment utilisé pour étudier à la fois les lésions pulmonaires aiguës et la fibrose, et plusieurs méthodes ont été développées pour administrer la bléomycine (et d’autres agents toxiques) dans les poumons. Cependant, bon nombre de ces approches, telles que l’instillation transtrachéale, présentent des inconvénients inhérents, notamment la nécessité d’anesthésiques puissants et d’une chirurgie de survie. Cet article fait état d’une méthode rapide et reproductible d’intubation intratrachéale qui implique une légère anesthésie inhalée, la visualisation de la trachée et l’utilisation d’un spiromètre de substitution pour confirmer l’exposition. À titre de preuve de concept, des souris C57BL/6 âgées de 8 à 12 semaines ont reçu soit 2,0 U/kg de bléomycine, soit un volume équivalent de PBS, et les paramètres dommageables et fibrotiques ont été mesurés après l’exposition. Cette procédure permet aux chercheurs de traiter une grande cohorte de souris dans un délai relativement court avec peu de frais et un minimum de soins post-procédure.

Souris intubés ont été suivis quotidiennement pour perdre du poids et de la détresse, et sacrifiés 4, 10 ou 17 jours plus tard par injection intrapéritonéale de 2,5% 2,2,2 tribromoéthanol. Lavage broncho-alvéolaire (BAL) a été recueilli en trois lavages de PBS comme décrit par ailleurs 21 et le poumon droit a été fixé à 10% de formol, inclus dans la paraffine et coloré avec du trichrome de Masson par l&#39;Université de Washington histologie et Imaging Core <...

Cet article présente une méthode rapide et simple pour l&#39;administration de la bléomycine directement dans la trachée de souris par intubation. Les principaux avantages de cette méthode est qu&#39;il est hautement reproductible, facile à maîtriser, et ne nécessite pas d&#39;équipement spécialisé ou de longs temps de récupération.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

L'objectif général de cette procédure est de permettre une administration rapide, facile et fiable de réactifs dans les poumons de souris par intubation. La méthode limite également le risque de lésions résiduelles aux tissus environnants et est peu coûteuse. Cette méthode peut aider à répondre à des questions essentielles dans les domaines de la biologie pulmonaire fondamentale et des mécanismes des maladies.Tels que les lésions pulmonaires aiguës et la fibrogenèse. Les principaux avantages de cette technique sont qu'elle est hautement reproductible, facile à maîtriser, ne nécessite pas d'équipement spécialisé ni de temps de récupération prolongés. La procédure doit être réalisée à l'aide d'outils stérilisés.Stérilisez donc au autoclave les pinces à extrémité plate et le depressor. Dans une hotte stérilisée, préparez un stock de travail du réactif à administrer par intubation. Un volume en bolus compris entre 30 et 45 microlitres est recommandé.Soniquez la solution pendant 10 minutes à 35 kilohertz pour assurer un mélange homogène. Préparez maintenant l'espace de travail. Réservez au moins un mètre carré d'espace pour le poste de travail lui-même.Ainsi que des emplacements distincts pour les animaux avant et après la procédure. Préparez maintenant une planche de procédure. Ce modèle personnalisé est découpé dans une feuille d'aluminium et renforcé par un support en T.Des plateaux commerciaux similaires sont également disponibles. À l’aide de quelques bandes de ruban adhésif, fixez la base du plateau de procédure sur le plan de travail, de sorte qu’il se trouve directement en face de l’expérimentateur. Ensuite, attachez un morceau de suture 4.0 entre les deux vis de positionnement du plateau de procédure.Ensuite, construisez un spiromètre. Retirez les pistons de trois seringues d'un millilitre. Puis chargez jusqu'à 60 microlitres de PBS dans la partie supérieure de chaque corps de seringue.Fixez légèrement l'une de ces trois seringues au raccord d'un cathéter. Lorsqu'elle est utilisée, l'air provenant de la trachée provoque une montée et une descente du PBS dans le corps de la seringue. Placez ceci à côté de la planche de procédure.Placez les deux autres seringues supplémentaires à portée de main pour les utiliser comme secours. Ensuite, aspirez 300 microlitres d'air dans une quatrième seringue, puis placez-la sur le côté du plateau. Préparez également quelques morceaux de ruban adhésif d'environ 15 cm pour fixer l'animal sur le plateau.Ensuite, préparez une chambre à isoflurane si nécessaire. Raccordez les lignes d'oxygène, d'isoflurane et d'aspiration aux orifices appropriés de la chambre et de l'aspiration de dégagement. Commencez par anesthésier la souris.Il est important de noter que des facteurs tels que l'âge, le poids et l'état de santé de l'animal pouvant tous modifier la réponse aux anesthésiques, chaque laboratoire doit optimiser l'exposition à l'isoflurane en fonction de ses propres besoins. En attendant, chargez le bolus de réactif dans une pointe de pipette et mettez-la de côté. Lorsque la souris est sédée, suspendez-la par ses incisives supérieures au fil présent sur la plateforme de procédure, le dos de l'animal étant à plat contre la surface de la plateforme.Maintenant, en prenant soin de ne pas restreindre la ventilation, fixez légèrement avec du ruban adhésif la partie inférieure de la cavité thoracique, juste au-dessus du diaphragme, sur la plateforme, afin de maintenir l'animal aligné pendant l'intervention. Ensuite, réglez l'éclairage à col de cygne entre 80 et 100 %. Placez la lumière à une ou deux centimètres de la surface de la peau près du plexus solaire et vérifiez régulièrement qu'elle n'échauffe pas excessivement la peau. Depuis l'arrière de la plateforme, utilisez une pince effilée par son extrémité pour localiser la langue.Ensuite, en prenant soin d'éviter les incisives inférieures, saisir délicatement la langue et la tirer hors de la cavité buccale. Tout en maintenant la langue, l'aplatir avec le depressor de la main non dominante, permettant ainsi aux forceps de se relâcher. Guidez maintenant le tube à bec de cane depuis le plexus solaire jusqu'aux bronches principales afin d'illuminer la trachée.La trachée peut également être facilement distinguée par l'action de la respiration, qui provoque une fluctuation de l'intensité lumineuse au fur et à mesure qu'elle quitte la trachée. Lorsqu'elle est correctement positionnée, la trachée apparaît comme un pinceau lumineux central, avec une lumière ambiante minimale dans la cavité buccale elle-même. Le cathéter ne doit pas pénétrer dans la cavité buccale tant que la vue de la trachée n'est pas idéale.La trachée ne peut pas être visualisée par manipulation de la source lumineuse ou du depressor. Les chercheurs doivent relâcher la langue et répéter la procédure. Ensuite, incliner la seringue pour suivre le trajet naturel de la trachée.Et abaissez la pointe du cathéter de calibre 22, avec la seringue attachée contenant le PBS, directement dans la lumière. Puis, introduisez davantage le cathéter de cinq millimètres supplémentaires et retirez le abaisse-langue. Si le cathéter est correctement positionné, la bulle de PBS dans le corps de la seringue commencera à monter et descendre à chaque respiration.Soyez patient lors de la recherche de cet indicateur, car une sédation profonde ou légère peut modifier la fréquence respiratoire. Puis passez la seringue à la main non dominante. En maintenant l'embase, retirez délicatement la seringue en laissant le cathéter en place.À partir de la main dominante, déposer directement la bolus préparée de réactif au centre du raccord du cathéter. Puis fixer la deuxième seringue contenant 300 microlitres d'air et injecter l'air dans le raccord. Cela permettra de s'assurer que la bolus est bien répartie dans les poumons.Maintenant, retirez la seringue et remplacez-la par une seringue contenant une bulle de PBS. La bulle continuera de monter et de descendre si la procédure a été réalisée avec succès. Retirez ensuite le cathéter et le ruban adhésif.Et placer l'animal dans un endroit sec et chaud jusqu'à ce qu'il reprenne connaissance. Généralement, cela prend quelques minutes. Les souris intubées ont été surveillées quotidiennement pour une perte de poids.Des souris ont été prélevées à 4, 10 et 17 jours après l'intubation intratrachéale au bleomycine. Un lavage bronchoalvéolaire a été recueilli à partir de ces poumons et analysé. Des taux élevés d'IgM ont démontré une augmentation significative dépendante du temps de la perméabilité pulmonaire, indicatrice d'un dysfonctionnement de la barrière épithéliale et/ou endothéliale.Les poumons droits ont été fixés et colorés avec la trichromie de Masson. La réponse fibrogène, un marqueur bien établi de la teneur totale en collagène, a été quantifiée. Les coupes histologiques ont révélé un épaississement dépendant du traitement de l'interstitium pulmonaire ainsi qu'une augmentation des lésions fibrotiques.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins d'une minute si elle est correctement effectuée. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler que la manipulation des tissus mous entourant la trachée n'est ni nécessaire ni recommandée. Elle peut en effet compromettre à la fois la santé de l'animal et l'intégrité de l'expérience.

an-improved-method-for-rapid-intubation-of-the-trachea-in-mice

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Des mesures répétées de la physiologie respiratoire rongeurs et prélèvement de cellules inflammatoires des voies respiratoires sont souhaitables, mais généralement pas possible. Nous décrivons ici une méthode reproductible pour intubation par voie orale souris qui permet des mesures répétées de l'hyperréactivité des voies aériennes et prélèvement de cellules inflammatoires des voies aériennes.

Une réversible, méthode non-invasive pour les mesures de résistance des voies aériennes et d&#39;échantillonnage du liquide de lavage broncho-alvéolaire chez des souris

Un modèle murin de blessure ventilateur pulmonaire induite est un outil important pour étudier une lésion pulmonaire...

La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Le présent document décrit une méthode striaghforward et efficace de l'intubation des souris pour les mesures de la fonction pulmonaire ou l'instillation pulmonaire, qui permet aux souris de récupérer et être étudié à temps postérieurs. La procédure implique une source de lumière à fibre optique peu coûteux qui éclaire directement la trachée.

Une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

L'utilisation d'un modèle qui reproduit l'état de maladies pulmonaires chez les humains est essentielle pour l'étude de la pathophysiologie et / ou de l'étiologie d'une maladie particulière et pour développer une intervention thérapeutique. Voici une méthode d'intubation trachéale non invasive qui peut directement livrer les matériaux exogènes aux poumons de souris est présentée.

Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

Nous présentons ici un protocole de constriction transversal aortique (TAC) par une thoracotomie latérale. Cette technique est une intervention chirurgicale thoracique minimalement invasive, fermé visant à simuler une surcharge de pression et l’insuffisance cardiaque chez les souris en utilisant des paramètres standard de laboratoire de TAC.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

Nous introduisons ici une procédure standardisée pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie suivie d’une thoracotomie chez le rat, visant à améliorer la précision et la reproductibilité des applications de non-survie nécessitant une ventilation invasive et l’exposition des organes thoraciques dans des modèles de rats in vivo .

Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Nous décrivons un modèle murin de surcharge de pression ventriculaire droite induite par l’anneau du tronc pulmonaire. Des protocoles détaillés pour l’intubation, la chirurgie et le phénotypage par échocardiographie sont inclus dans l’article. Des instruments sur mesure sont utilisés pour l’intubation et la chirurgie, ce qui permet une reproduction rapide et peu coûteuse du modèle.

Un modèle murin d’hypertrophie ventriculaire droite induite par une surcharge de pression et d’échec par bande du tronc pulmonaire

Ce protocole montre comment le positionnement optimal d’une souris et l’insertion transorale d’un otoscope basé sur une caméra permettent de visualiser la glotte, une intubation rapide avec un traumatisme tissulaire minimal et une distribution constante de liquide dans les poumons.

Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public

Découvrez une méthode d'intubation trachéale rapide chez la souris pour administrer des agents dans les poumons. Cette technique reproductible limite les dommages tissulaires et ne nécessite pas d'équipement spécialisé.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

Explorer plus de vidéos