Name: Utilizzando una tecnica di laminazione per lesecuzione di Microscopia confocale della sclera umana (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Scopri la microscopia confocale della sclera umana con una tecnica di laminazione innovativa. Questo metodo consente di analizzare la distribuzione delle cellule immunitarie e lo stato vascolare in condizioni fisiologiche e patologiche.

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German Research Foundation (FOR2240 "Angiogenesi (linfatica) e immunità cellulare nelle malattie infiammatorie dell'occhio" a CC e LMH; HE 6743/2-1 e HE 7643/3-1 a LMH; CU47/6-1 a CC), German Cancer Aid (a LMH e CC), programma GEROK Università di Colonia (a SLS e LMH) e EU COST BM1302 "Unire le forze per la rigenerazione corneale" (a CC).

L&#39;uso di tessuti umani deve essere esaminato e approvato da un comitato istituzionale di revisione o equivalente. Il lavoro qui descritto è stato approvato dal comitato etico locale e ha avuto l&#39;approvazione per l&#39;esame scientifico. Questo lavoro è stato eseguito in base alla Dichiarazione di Helsinki. I campioni sclerali umani sono stati ottenuti dagli occhi dei donatori globo (massimo post mortem 24 ore) presso la Banca degli Occhi del Dipartimento di Oftalmologia, Università di Colonia, in Germania. 1. Preparazione sperimentale <ol><li> Preparare 96% etanolo e tampone fosfato isotonico (PBS) in tubi diversi. Preparare gli anticorpi primari nella diluizione raccomandata di PBS contenente 2% di albumina sierica bovina (BSA) e mantenere tutte le soluzioni su ghiaccio. Preparare 100 microlitri per campione. </li><li> Pulire tutti gli strumenti e utilizzare bisturi taglienti. Dopo ripetute taglio con la stessa bisturi, cambiare il bisturi. </li><li> Ottenere 1-2 pinze Colibri, forbici dissezione micro scala, un # 10 bisturio oftalmica bisturi micro piuma, e quattro aghi 26 G. </li><li> Avvolgere un foglio di alluminio intorno a un piatto di polistirolo o utilizzare una piastra di sughero di apporre il tessuto. Lavorare sotto un stereomicroscopio binoculare. Lavorare sterile sotto un flusso laminare, se necessario. </li></ol> 2. Preparare la sclera <ol><li> Premere delicatamente la lampadina ed eseguire una trapanazione perforazione da parte corneosclerale, quindi ruotare il trapano. Ruotare il trapano con cura e in modo uniforme sulla superficie di eseguire un taglio altrettanto rotondo. Utilizzare un trapano di dimensioni 15,5 millimetri. Tagliare i restanti allegati con forbici curve. Rimuovere la trapanazione corneosclerale. Questo si tradurrà in una lampadina anteriormente aperto. <ol><li> Mettere la sclera su un tampone con la parte aperta verso l&#39;alto. Rimuovere la retina e uvea, con pinze Colibri di tirare fuori entrambi gli strati (retina e uvea) dalla sclera. Non lasciare uvea pigmentato sulla sclera interiore. Utilizzare forbici curve per rimuovere la retina e uvea dalla papilla. Rimuovere il remaining congiuntiva, muscoli estrinseci, e la capsula di tenone dalla sclera superficiale. </li></ol></li><li> Rimuovere il campione sclerale nella dimensione desiderata utilizzando le forbici straight-tipo e le pinze Colibri. Prendere circa 2 cm 2 campioni sclerali dimensioni da luoghi diversi. A causa delle piccole dimensioni, tenere la sclera delicatamente e tagliare fuori la dimensione richiesta come quadrati utilizzando le forbici straight-tipo. La trapanazione corneosclerale definisce il margine anteriore dei campioni sclerali. <ol><li> Evitare afferrando ripetuto con le pinze come l&#39;area in cui il tessuto è stato afferrato non è adatto per le analisi microscopia confocale. Preparare il numero di campioni in funzione del tipo di esperimento (es anteriormente vs. posteriormente, confrontare Figura 1) e la quantità di anticorpi utilizzati. </li></ol></li><li> Mettere i campioni in provette da 1,5 ml per un uso successivo. Fissare i campioni in 1,5 ml di etanolo 96% per 15 minuti, e poi lavarli tre volte ciascuno per 5 minin 1,5 ml di PBS sul shaker. Se si lavora con il tessuto congelato, eseguire questo passaggio prima di scatto di congelamento. </li><li> Utilizzare tessuto fresco. Tuttavia, se ciò non è possibile, a scatto congelare la sclera in azoto liquido e la tiene a -20 ° C per un uso successivo. Se si lavora con il tessuto congelato, scongelare prima dell&#39;uso. Evitare ripetuti cicli di congelamento scongelamento e. </li><li> Mantenere ogni campione in PBS contenente 1,5 ml 5% BSA a temperatura ambiente per 2 ore. Questo passo induce un rigonfiamento del campione che è utile per la laminazione e impedisce anche legame aspecifico. </li><li> Dopo che i campioni hanno gonfiato, preparare le piazze sclerali per la laminazione. Lavorare sotto un microscopio, ad esempio uno stereo microscopio binoculare. Fissare i campioni sclerali posteriori alla membrana in polistirolo avvolto in un foglio di alluminio o la piastra di sughero con gli aghi 26 g. </li><li> Piegare i bordi degli aghi in modo da non interferire con il campo visivo sotto il microscopio. </li><li> Laminare il tutto spessore SAMP scleraleles. <ol><li> In primo luogo, tenere il bordo sclerale anteriore con pinze Colibri. Poi accuratamente tagliato un sottile strato di sclera superficiale utilizzando il bisturi # 10, il oftalmica bisturi micro piuma, o una lama spatola. Tenere il bisturi orizzontale e tagliare lo strato superficiale più sottile possibile dallo strato sottostante. </li><li> Sezionare uno strato sottile sclerale dalla piazza sclerale. Questo metodo è simile alle tecniche chirurgiche standard per preparare un lembo durante trabeculectomia e dovrebbe tradursi in strati di spessore 30-80 micron (confronta figura 2). </li></ol></li><li> Impedire essiccamento della sclera aggiungendo piccole quantità di PBS al tessuto, per esempio 50 microlitri di PBS utilizzando una pipetta. </li><li> Mettere i livelli di taglio in 100 pl di PBS nella piastra da 96 pozzetti e l&#39;etichetta sia l&#39;orientamento (verso extern e intern) e lo strato (superficiale e profonda) ad esempio con un colore impermeabile. </li><li> Ripetere i passaggi 2,7-2,9 fino a quando il tessuto è completamente laminato. &lt;/ Li&gt; </ol> 3. Eseguire immunoistochimica <ol><li> Aggiungere 100 ml di anticorpi primari necessari alla diluizione raccomandata. Qui, per esempio CD utilizzo 31 (topo monoclonale anti umano) e anticorpi LYVE1 (coniglio anti umano), sia in una diluizione di 1: 100 in PBS (contenente 2% BSA) e incubare a 4 ° C durante la notte. Per cambiare il supporto nella piastra da 96 pozzetti, tenere la pipetta alla parete del pozzo e rimuovere il liquido. </li><li> Il giorno dopo, lavare i campioni per tre volte ciascuno per 5 min con 200-300 ml di PBS sul shaker. Aggiungere 100 pl di corrispondenti anticorpi secondari; qui utilizzare capra anti topo fluoresceina isotiocianato (FITC) e di capra anti coniglio cianina coloranti 3 (Cy3), e incubare i campioni a temperatura ambiente per 1-2 ore. Diluire gli anticorpi secondari 1: 300 in PBS contenente 2% di siero di capra. </li><li> Lavare i campioni di nuovo tre volte ciascuno per 5 min in 200-300 ml di PBS sul shaker. </li><li> Eseguire colorazione nucleo, ad esempio, </em&gt;. 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) (diluizione 1: 2.000, 100 microlitri in ciascun pozzetto ed incubare 10 min a temperatura ambiente), poi lavare ancora 2 volte in PBS 200-300 microlitri l&#39;agitatore. </li><li> Trasferire i campioni su vetrini da microscopio, incorporare loro in 1-2 gocce di mezzo di montaggio fluorescente, aggiungere un vetrino, sigillarla coprendo i bordi con vernice trasparente, e conservare a 4 ° C per un uso successivo o esaminare direttamente i vetrini con il confocale microscopio. </li><li> Utilizzare un microscopio confocale (o equivalente) per analizzare i campioni. Utilizzare l&#39;ingrandimento desiderato, ad esempio 10-40X ingrandimento. </li><li> Per verificare lo spessore dei campioni, misurare con microscopia confocale utilizzando Z-Stack. La quantità di possibili sezioni sclerali dipende dalla posizione della sclera, come lo spessore diverso equatoriale e posteriormente (confrontare introduzione). </li></ol>

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</ol>

Gli autori dichiarano di non fornire informazioni finanziarie. I contenuti di questo articolo sono di esclusiva responsabilità degli autori.

Laminazione la sclera umana è un metodo per eseguire la microscopia confocale in questo tessuto. Un punto critico in questo processo è l&#39;uso di etanolo invece di formalina per l&#39;apposizione del tessuto. Nella nostra esperienza, i risultati migliori si ottengono quando si utilizza etanolo invece di formalina per fissare. bisturi Blunt aggravano la procedura e deve essere evitato. Analogamente, il prosciugamento della sclera dovrebbe essere evitata, in quanto complica la procedura e riduce la qualità delle immagin...

La sclera è lo strato esterno rigido che copre l&#39;occhio, che è fatto di tessuto connettivo denso. Aiuta a proteggere le strutture intraoculari e di mantenere la pressione intraoculare. Così, la sclera è essenziale per una visione chiara. E &#39;privo di vasi linfatici 1,2 e, quindi, forma un bordo esterno libero-linfatica tra essa e l&#39;occhio interiore senza linfatica 3-7. Esso fornisce inoltre i siti di attacco per i muscoli estrinseci, condividendo in tal modo somiglianze anatomiche con tendini. Poiché la sclera consiste principalmente di densi fasci di collagene di tipo I e ha un numero inferiore di collagene di tipo III, IV, V, VI, VIII 8,9 ed elastina 10,11, questo tessuto non è facile da usare per immunoistochimica. Anatomicamente, la sclera può essere suddiviso in tre strati principali: (1) il superficiale episclera vascolarizzato, trovati sotto la congiuntiva e la capsula di tenone e verso i lati e the posteriore dell&#39;occhio rivolto verso l&#39;orbita; (2) stroma sclerale, la parte principale della sclera; e (3) il fusca lamina, che è un sottile strato pigmentato situato direttamente sopra la uvea. La nostra conoscenza anatomica sulla sclera deriva principalmente dalla prima metà del 20 ° secolo. A quel tempo, i ricercatori hanno studiato l&#39;anatomia del sistema vascolare prevalentemente utilizzando iniezioni di inchiostro India 12 e vascolare fusione 13-15. Successivamente, è stato studiato in studi angiografici 16-19. Da quel momento, le tecniche più vecchie sono state migliorate e nuove sono state sviluppate che ci hanno permesso di completare una precedente conoscenza anatomica. Ad esempio, è stato solo di circa un decennio da quando abbiamo avuto tali marcatori linfatici affidabili come linfatico vascolare acido ialuronico specifico recettore-1 (LYVE1) 20 o 21 podoplanin. La microscopia confocale offre nuove possibilità per lo studio delle caratteristiche anatomiche dei diversi tiUESTIONI dell&#39;occhio. Esso consente più macchie da utilizzare per differenziare marcatori di cellule o per la localizzazione delle cellule in relazione ai vasi sanguigni e altre strutture anatomiche. Esso fornisce una panoramica quando il campione è di dimensioni maggiori e ci permette di scandiamo un campione quando alla ricerca di un tipo specifico di cellula. Con la tecnologia Z-Stack, microscopia confocale può essere utilizzato per i campioni fino a 100-200 micron. La sclera differisce di spessore tra 0,3 mm dietro le inserzioni muscolari e 1 mm al polo posteriore 11. A causa sia suo spessore e opacità, la sclera non è adatto per la microscopia confocale con metodi tradizionali. Per rimediare a questo, i tessuti sclerali sono stati stratificati per consentire la loro analisi con microscopia confocale. Questa tecnologia è utile per una migliore comprensione di entrambe le situazioni fisiologiche e patologiche nella sclera umana.

<table><tbody><tr><td>Etanolo al 96%</td><td>Merck Chemicals, Darmstadt, Germania</td> Stereomicroscopio binoculare <td>P075.4</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Motic, Hong Kong, Cina</td><td>n.a</td><td></td></tr><tr><td>26 G aghi&nbsp;</td><td>Terumo, Leuven, Belgio</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>15,5 mm trepan</td><td>Geuder, Heidelberg, Germania</td><td>n.a</td><td></td></tr><tr><td>no.10 bisturi&nbsp;</td><td>Piuma, pfm medical, Osaka, Giappone</td><td>2E+08</td><td></td></tr><tr><td>bisturi oftalmico micro piuma&nbsp;</td><td>Piuma, pfm medical, Osaka, Giappone</td><td>n. 7657BR</td><td></td></tr><tr><td>CD 31 anticorpo (topo monoclonale anti umano)</td><td>Dako, USA</td><td>IR610</td><td></td></tr><tr><td>LYVE1 anticorpo&nbsp; (coniglio policlonale anti umano)</td><td>Zytomed, Germania</td><td>RBK014-05</td><td></td></tr><tr><td>capra anti topo anticorpo FITC</td><td>Sigma Aldrich, Steinheim, Germania</td><td>F0257</td><td></td></tr><tr><td>capra anti coniglio Cy3 anticorpo</td><td>Dianova, Germania</td><td>111-165-003</td><td></td></tr><tr><td>capra siero normale</td><td>Dako, Glostrup, Danimarca</td><td>X090710-8</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germania</td><td>6335.1</td><td></td></tr><tr><td>microscopio diapositive&nbsp;</td><td>Engelbrecht, Ederm&uuml; nde, Germania</td><td>WC7695002</td><td></td></tr><tr><td>Vetrini coprioggetti 24 mm x 24 mm</td><td>Th. Gayer, Lohmar, Germania</td><td>7695026</td><td></td></tr><tr><td>Mezzo di montaggio fluorescente DAKO&nbsp;</td><td>DAKO, USA</td> Microscopia confocale <td>S3023</td><td></td></tr><tr><td>LSM Meta 510</td><td>Carl Zeiss AG, Jena, Germania</td><td>n.d</td><td></td></tr></tbody></table>.

utilizzando una tecnica di laminazione per l&#39;esecuzione di microscopia confocale della sclera umana

Using a Laminating Technique to Perform Confocal Microscopy of the Human Sclera

La sclera è un tessuto connettivo denso che copre e protegge l&#39;occhio. Essa consiste essenzialmente di fasci di collagene denso (tipo I, III, IV, V, VI, e VII). Grazie alla sua autofluorescenza, opacità e spessore, non è stato trovato adatto per la microscopia confocale. Un approccio alternativo a quello qui presentato, che utilizza sclera fissati in formalina inclusi in paraffina per immunoistochimica, ha problemi tecnici, in particolare per preriscaldare il tessuto per il recupero antigene. Dal momento che la sclera è relativamente povero di entrambe le cellule e dei vasi, l&#39;uso di campioni di tessuto più grandi è stato esplorato per aiutare a prevenire le cellule che si affacciano e per capire la loro localizzazione in relazione alle navi e altri siti anatomici. Per consentire l&#39;analisi di campioni di tessuto grandi al microscopio confocale, una tecnica di laminazione è stata eseguita per creare strati sottili dalla sclera. Dopo l&#39;analisi dei risultati dei vasi sanguigni CD31 e vasi linfatici endoteliale hyaluRonan recettore 1 (LYVE1) cellule positive, per le quali è stato ottenuto l&#39;approvazione per l&#39;esame scientifico, i vantaggi ei limiti di questo metodo sono discussi.

Negli esperimenti rappresentativi condotti qui, ci sono benefici dimostrabili derivanti dall&#39;uso di questa particolare tecnica di laminazione. Il primo esperimento illustra la rete diversificata del plesso vaso sanguigno episclerale in tre immagini rappresentative (Figura 3). I vasi sono positivi per CD31. Il secondo esperimento mostra cellule immunitarie, in particolare le cellule LYVE1 + del episclera e ...

Il tessuto della sclera umana è principalmente collagene; quindi, non è facilmente utilizzabile per l'immunoistochimica. Per raggiungere l'obiettivo di eseguire l'immunoistochimica per la microscopia confocale del tessuto sclerale, è stata utilizzata una tecnica di laminazione.

Utilizzando una tecnica di laminazione per l&#39;esecuzione di Microscopia confocale della sclera umana


The sclera is a dense connective tissue that covers and protects the eye. It mainly consists of dense collagen bundles (types I, III, IV, V, VI, and ...

L'obiettivo generale di questa metodologia è eseguire la microscopia confocale della sclera umana. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo dell'oftalmologia, come la distribuzione delle cellule immunitarie e lo stato vascolare nella sclera in condizioni fisiologiche e patologiche.Il principale vantaggio di questa tecnica è che consente l'immagine confocale di tessuti connettivi densi. A dimostrare la procedura sarà Stefan Kremers, uno studente laureato del nostro laboratorio. Per iniziare, preparare etanolo al 96 percento e PBS in tubi separati.Quindi preparare 100 microlitri per campione di anticorpi primari nella diluizione raccomandata in PBS contenente il due percento di BSA, e mantenere tutte le soluzioni sul ghiaccio. Disporre strumenti puliti, tra cui una o due pinze Colibri, forbici microchirurgiche dritte, forbici curve, un bisturi numero 10 oppure un microbisturi oculistico Feather, quattro aghi da 26 gauge e un tampone. Avvolgere della carta d'alluminio attorno a una piastra in polistirene oppure preparare una piastra in sughero per fissare il tessuto.Dopo aver prodotto una sclera aperta anteriormente seguendo il protocollo descritto nel testo, posizionare la sclera su un tampone con la parte aperta rivolta verso l'alto. Quindi utilizzare pinzette colibrì per rimuovere la retina e i livelli uvali pigmentati dalla sclera interna finché la sclera non risulti priva di questi strati. Successivamente, se necessario, utilizzare forbici curve per rimuovere la retina e l'uvea dalla papilla.Quindi rimuovere la congiuntiva residua, i muscoli extra-ovulari e la capsula di Tenon dalla sclera superficiale. Ora, utilizzando pinzette colibrì per trattenere delicatamente il tessuto, con forbici dritte tagliare campioni sclerali di circa due centimetri quadrati da diverse posizioni del tessuto, evitando di afferrare ripetutamente lo stesso punto con le pinzette, poiché ciò renderebbe l'area inadatta alla microscopia confocale. Posizionare i campioni in provette da 1,5 millilitri, aggiungere 1,5 millilitri di etanolo al 96 percento e incubare per 15 minuti per fissare il tessuto.Quindi, dopo aver rimosso l'etanolo, utilizzare 1,5 millilitri di PBS per lavare i campioni tre volte per cinque minuti ciascuna, agitando. Successivamente, trasferire i campioni in 1,5 millilitri di PBS contenente il 5% di BSA e incubare a temperatura ambiente per due ore, inducendo il rigonfiamento dei campioni, utile per la laminazione e per prevenire il legame non specifico. Una volta che i campioni si sono gonfiati, utilizzare al microscopio stereoscopico a binoculare aghi da 26 gauge piegati ai bordi per fissare i campioni della sclera posteriore alla membrana di polistirene avvolta nella pellicola, oppure a una piastra di sughero.Successivamente, per laminare i campioni a spessore completo, utilizzare pinze colibri per tenere orizzontalmente il margine anteriore del tessuto sclerale. Con un bisturi numero 10, tagliare con attenzione uno strato il più sottile possibile della sclera superficiale, separandolo dallo strato sottostante. Per evitare che il tessuto si secchi, aggiungere con una pipetta 50 microlitri di PBS sugli strati.Successivamente, dopo aver tagliato i livelli, posizionarli in 100 microlitri di PBS in una piastra a 96 pozzetti ed etichettare con un pennarello impermeabile sia l'orientamento che il livello. Continuare a isolare i livelli e trasferirli nella piastra a 96 pozzetti fino a quando il tessuto non è completamente laminato. Per eseguire l'immunohistochimica, rimuovere il mezzo dalla piastra a 96 pozzetti tenendo la pipetta contro la parete di ciascun pozzetto ed aspirando il liquido.Quindi aggiungere 100 microlitri di anticorpi primari diluiti uno a 100 in PBS con il due percento di BSA nei pozzetti appropriati e incubare a quattro gradi Celsius durante la notte. Il giorno successivo, utilizzare da 200 a 300 microlitri di PBS per lavare i campioni su un agitatore, tre volte per cinque minuti ciascuna. Se necessario, utilizzare un altro anticorpo primario e incubare nuovamente durante la notte a quattro gradi Celsius.Quindi aggiungere 100 microlitri dei corrispondenti anticorpi secondari, diluiti 1:300 in PBS con il due percento di siero di capra, e incubare al buio a temperatura ambiente per uno o due ore. Al termine dell'incubazione, utilizzare 200-300 microlitri di PBS per risciacquare nuovamente i campioni sullo shaker per tre volte, cinque minuti ciascuna. Quindi aggiungere 100 microlitri di una diluizione 1:2000 di DAPI in ogni pozzetto e incubare al buio a temperatura ambiente.Prima, lavare i campioni due volte con 200-300 microlitri di PBS. Trasferire i campioni su vetrini sotto il microscopio stereoscopico binoculare per assicurarsi che il campione giaccia piatto sul vetrino, quindi aggiungere una o due gocce di mezzo di montaggio fluorescente. Successivamente, posizionare un coprioggetto in alto e utilizzare smalto trasparente per unghie per sigillare i bordi.Conservare al buio a quattro gradi Celsius per un uso successivo oppure esaminare direttamente mediante microscopia confocale. Per verificare lo spessore dei campioni, acquisire z-stack poiché lo spessore varia in senso equatoriale e posteriore a seconda della localizzazione sclerale. Queste immagini mostrano la rete diversificata dei plessi vascolari nella sclera umana stratificata derivata dall'episclera anteriore e posteriore.I vasi sanguigni sono positivi per CD31, mostrati in verde. In questa figura sono illustrate le cellule immunitarie positive per LYVE1 della sclera episclerale e il loro rapporto con i vasi sanguigni positivi per CD31. La serie di z-stack è stata acquisita a un ingrandimento di 10x per esaminare le relazioni tridimensionali tra vasi sanguigni e cellule immunitarie.Come mostrato qui, i muscoli extraoculari racchiusi nella sclera possono essere analizzati anche per la presenza di vasi sanguigni o cellule immunitarie, utilizzando rispettivamente i marcatori CD31 e LYVE1. Una volta padroneggiata, la tecnica di laminazione può essere eseguita in meno di un'ora se effettuata correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di evitare che il tessuto si secchi.Non dimenticare che lavorare con tessuti umani può comportare un potenziale rischio infettivo e che precauzioni come diagnosi microbiologiche e virologiche devono sempre essere adottate in anticipo.

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